Progrès de la recherche sur les stratégies d’évaluation de l’efficacité de la réparation des dommages à l’ADN

Xiao Liu; Yiwei Zhu; Ling Li; Siyu Hang; Sipei Wu; Song-Bai Liu

doi:10.3791/71031

Article de revue

Progrès de la recherche sur les stratégies d’évaluation de l’efficacité de la réparation des dommages à l’ADN

DOI :

10.3791/71031

⸱

23 juin 2026

Xiao Liu^*¹^,² , Yiwei Zhu^*³ , Ling Li¹^,² , Siyu Hang¹ , Sipei Wu⁴ , Song-Bai Liu¹^,²

¹Jiangsu Province Engineering Research Center of Development and Translation of Key Technologies for Chronic Disease Prevention and Control, Suzhou Vocational Health College, ²School of Chemistry and Life Sciences, Suzhou University of Science and Technology, ³Department of Orthopedics, The First Affiliated Hospital of Soochow University, ⁴Department of Hematology, The First Affiliated Hospital of Soochow University

^* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

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Les tests d’efficacité de réparation des dommages à l’ADN peuvent être globalement classés en trois groupes : les tests fonctionnels basés sur les cellules, les tests biochimiques in vitro et les tests sur les marqueurs moléculaires. Ces approches permettent une évaluation qualitative ou quantitative de l’efficacité de la réparation à travers de multiples voies de réparation des dommages à l’ADN.

Résumé

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L’ADN génomique cellulaire est continuellement exposé à des facteurs endogènes et exogènes qui induisent diverses formes de dommages à l’ADN. Chez les cellules de mammifères, la charge quotidienne de dommages à l’ADN peut atteindre 10⁴ à^{10 5} lésions par cellule. Les dommages à l’ADN persistant pendant la phase S peuvent entraîner des mutations. Lorsque de telles mutations surviennent dans les oncogènes, les gènes suppresseurs de tumeurs ou les gènes impliqués dans la prolifération cellulaire, elles peuvent favoriser la transformation cellulaire et la cancérogènèse. Par conséquent, la réparation des dommages à l’ADN joue un rôle crucial dans le maintien de la stabilité génomique et la prévention du développement du cancer. L’évaluation de la capacité de réparation de l’ADN est meilleure en mesurant l’activité fonctionnelle des systèmes de réparation de l’ADN. Les voies de réparation des dommages à l’ADN et leurs efficacités de réparation sont très pertinentes pour le développement de médicaments chimiothérapeutiques, la validation des fonctions géniques et la thérapie contre le cancer. En conséquence, l’étude de l’efficacité de réparation des voies individuelles de réparation des dommages à l’ADN a une importance théorique et pratique importante. Cette revue résume les principales voies de réparation des dommages à l’ADN, les méthodes utilisées pour évaluer l’efficacité de la réparation, ainsi que les avantages et les limites de ces approches.

Introduction

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Le système de réparation des dommages à l’ADN est un mécanisme de défense cellulaire essentiel qui maintient la stabilité génomique en réduisant la fréquence des mutations et en supprimant la^{carcinogenèse 1}. Différents types de dommages à l’ADN sont réparés par des voies de réparation distinctes mais^{interconnectées 2}. Par exemple, les désaccords de base générés lors de la réplication de l’ADN sont corrigés par réparation des désappariements (MMR), tandis que les bases chimiquement modifiées, telles que les bases alkylées, sont principalement réparées par réparation par excision de base (BER⁾³. Les 6-4 photoproduits induits par les ultraviolets (UV) et les invoqués nucléotidiques volumineux générés par certains agents chimiques sont éliminés par réparation par excision des nucléotidiques (NER). Les dommages liés à la réticulation interbridée (ICL) sont réparés grâce aux activités coordonnées des protéines associées à la voie de l’anémie^{de Fanconi 4}. Les ruptures à simple brin (SSB) sont réparées via la voie de réparation des ruptures à simple brin (SSBR), tandis que les ruptures à double brin (DSB) sont principalement réparées par assemblage non homologue des extrémités (NHEJ) ou recombinaison homologue (HR). Dans la plupart des cas, les lésions complexes de l’ADN sont résolues par des interactions coordonnées entre plusieurs voies de réparation de^{l’ADN 5}.

L’évaluation des dommages à l’ADN et de l’efficacité de réparation dans les cellules repose généralement sur une combinaison d’approches expérimentales, incluant le test de comète, l’immunofluorescence (IF), le Western blotting (WB), la réactivation des cellules hôtes (HCR) et les tests de réparation basés sur des plasmides. Ces méthodes évaluent les dommages et la réparation de l’ADN en détectant les ruptures de brins d’ADN, les marqueurs de dommages à l’ADN, ainsi que l’expression ou la localisation des protéines associées à^{la réparation 6}. Cependant, une quantification précise de l’efficacité de la réparation cellulaire nécessite généralement des tests dynamiques basés sur des défis. Dans ces approches, des lésions spécifiques de l’ADN sont induites expérimentalement, et des cellules sont échantillonnées à des points temporels séquentiels pour surveiller la formation et l’élimination des signaux de dommages. La comparaison des niveaux de dommages résiduels au fil du temps par rapport à la charge initiale des dommages permet une évaluation quantitative de la cinétique de réparation et de la fonctionnalité des voies.

Pour comparer systématiquement les caractéristiques et applications des tests d’efficacité de réparation des dommages à l’ADN actuellement disponibles, cette revue résume les principales méthodes de détection selon cinq paramètres : spécificité des lésions/substrats, résolution analytique, sensibilité, capacité quantitative et exigences en instrumentation (Tableau 1). Cette revue vise à fournir un guide méthodologique pratique pour sélectionner des approches appropriées afin d’étudier les voies de réparation des dommages à l’ADN dans la recherche fondamentale, translationnelle et clinique.

Méthode de détection	Spécificité de la lésion/substrat	Résolution analytique	Seuil de sensibilité/détection	Production quantitative vs. qualitative	Exigences en instrumentation
Tache occidentale	CPDs, 6-4PP, protéines de réparation (par exemple, MGMT, RAD51)	Population	Modéré	Semi-quantitatif	Électrophorèse protéique, transfert membranaire, système d’imagerie chimioluminescente
Immunofluorescence	CPD, focalisations DSB (par exemple, γ-H2AX, RAD51)	Cellule unique	Modéré	Semi-quantitatif	Microscope à fluorescence
HPLC-MS/MS	DPC, 6-4PP, lésions oxydatives et alkylatives de la base	Population/In vitro	Extrêmement élevé	Quantitatif	HPLC-MS/MS
Essai d’activité enzymatique MGMT	Dégâts d’alkylation O⁶-meG	Population/In vitro	Haut	Quantitatif	Lecteur de microplaques
Essai de comète	SSB, DSB, bases oxydées (avec prétraitement FPG/OGG)	Cellule unique	Haut	Quantitatif	Système de microscope à fluorescence / électrophorèse
Dosage d’incision	Sites AP, incisions NER, incisions BER	Population/In vitro	Haut	Quantitatif	Imagerie sur gel, radiomarquage/détection de fluorescence
Système de réparation reconstitué	Dégâts de base spécifiques au site, sites AP, ruptures de bris	In vitro	Haut	Quantitatif	Électrophorèse sur gel, détection de fluorescence/SEP
Essai de réparation à base de plasmides	Dommages spécifiques au site	Population	Modéré	Quantitatif	Lecteur de microplaques, cytomètre en flux, comptage des colonies
Analyse du reporter	Dommages spécifiques au site ; BER, NER, HR, NHEJ, MMR	Population	Haut	Quantitatif	Lecteur de microplaques, cytomètre en flux, microscope à fluorescence
HCR/FM-HCR	Dégâts UV, liens croisés en platine, dommages spécifiques au site	Population	Haut	Quantitatif	Cytomètre en flux, détecteur de fluorescence/chimiluminescence
RADD	Dommages à l’ADN à large spectre	Cellule unique	Extrêmement élevé	Quantitatif	Microscope à fluorescence à molécule unique
qPCR	Lésions UV, lésions bloquant la chaîne	Population	Modéré	Quantitatif	Instrument qPCR en temps réel
Détection MSI	Instabilité des microsatellites associée à la carence MMR	Population	Modéré	Qualitatif	Instrument PCR/électrophorèse capillaire
DR-GFP/EJ5-GFP	Réparation DSB médiée par HR et NHEJ	Population	Haut	Quantitatif	Cytomètre à flux/microscope à fluorescence
BÉNÉNIS/BONHEUR	Cartographie DSB à l’échelle du génome	Cellule unique	Extrêmement élevé	Quantitatif	Séquenceur à haut débit
iPOND	Protéines DDR à la réparation associée aux fourches de réplication / TLS	Fourche/protéome de réplication	Haut	Semi-quantitatif	Plateforme de spectrométrie/séquençage de masse

Tableau 1 : Comparaison systématique des méthodes de détection de l’efficacité de réparation des dommages à l’ADN. Comparaison des méthodes couramment utilisées pour évaluer l’efficacité de réparation des dommages causés par l’ADN à travers plusieurs voies de réparation. Le tableau résume la spécificité des lésions ou des substrats, la résolution analytique, la sensibilité, la capacité quantitative et les exigences d’instrumentation pour chaque essai, y compris les approches biochimiques, moléculaires et cellulaires.

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Revue et perspective

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1. Réparation directe (DR)

La réparation directe (DR) est la forme la plus simple de réparation de l’ADN et désigne la restauration directe de l’ADN endommagé sans suppression de bases ou de nucléotides⁷. La DR répare principalement deux types majeurs de lésions d’ADN. Le premier est les dommages causés par le cyclobutane pyrimidine dimer (DPC) induits par les rayons ultraviolets (UV). Chez de nombreux organismes, la photolyase reconnaît et se lie aux dimères pyrimidiniques. Lors de l’exposition à la lumière visible, la photolyase s’active, inverse directement les dommages à l’ADN, puis se dissocie de la molécule d’ADN. Ce mécanisme de photoréactivation est particulièrement important chez les plantes et les organismes inférieurs. Cependant, les mammifères placentaires, y compris les humains, ne possèdent pas de photolyase fonctionnelle et ne peuvent donc pas effectuer la photoréactivation. Par conséquent, les dommages de la DPC induits par les UV dans les cellules humaines sont principalement réparés par la réparation par excision des nucléotidiques (NER⁾⁸.

Le deuxième type majeur de dégâts réparés via la DR est celui de base induit par alkylation. La réparation est assurée par l’alkyltransférase O 6-alkylguanine-ADN (AGT), également connue sous le nom de méthyltransférase O^{6-méthylguanine-ADN} (MGMT). Cette enzyme transfère les groupes alkyliques de la position O⁶ des résidus de guanine vers elle-même, restaurant ainsi directement la base d’ADN endommagée.

Méthodes pour détecter l’efficacité de la réduction des données

Détection de l’efficacité de réparation des dommages au DPC induits par les rayons ultraviolets (UV)
1. Test Western blot (WB) pour détecter les changements dans le contenu de la DPC
  En utilisant des anticorps spécifiques aux DPC, les enquêteurs peuvent détecter des changements dans l’abondance de DPC à différents moments après l’irradiation UV et déduire l’efficacité de la réparation à partir du niveau de dommages résiduels. Une meilleure efficacité de réparation correspond à un retrait plus rapide du DPC. La détection de la DPC basée sur le WB est une approche classique et efficace pour évaluer l’activité de réparation de l’ADN ; Cependant, plusieurs limites existent. Premièrement, l’essai mesure les niveaux moyens de dommages entre les populations cellulaires et manque donc de résolution monocellulaire. Deuxièmement, et plus important encore, le test ne peut pas distinguer les voies de réparation. Parce que les DPC dans les cellules humaines sont principalement réparées par le NER, l’analyse du WB seule ne peut pas différencier si l’activité de réparation observée reflète la réparation médiée par la photolyase ou l’activité du NER sans contexte expérimental supplémentaire.
2. Positionnement de l’immunofluorescence (FI) : Modifications dynamiques de la focalisation de la DPC
  Les cellules soumises à l’irradiation UV et au traitement photo-réparateur peuvent être colorées à l’aide d’anticorps spécifiques à la DPC, et les modifications des foyers nucléaires de la DPC peuvent être visualisées par microscopie à fluorescence. L’analyse quantitative de la formation et de l’élimination des foyers de la DPC permet d’évaluer la capacité de réparation de l’ADN à la fois au niveau de la population et de la cellule unique. Le taux de disparition des focus CPD reflète directement l’efficacité de la réparation. Le FI permet une visualisation spatiale et temporelle de la dynamique de réparation au sein de cellules individuelles et permet de détecter l’hétérogénéité d’une cellule à l’autre. Cependant, les signaux de fluorescence sont susceptibles d’être trempés, et l’analyse quantitative repose souvent sur le comptage manuel, ce qui introduit la subjectivité. Dans les cellules de mammifères dépourvues d’activité de photoréactivation, cette méthode reflète principalement l’efficacité de réparation médiée par le NER.
3. Chromatographie liquide haute performance par spectrométrie de masse (HPLC-MS/MS) pour l’analyse quantitative de la DPC
  L’ADN extrait est digéré enzymatiquement en nucléosides, après quoi les DPC sont séparés des nucléosides normaux par chromatographie liquide haute performance (HPLC). L’analyse quantitative est ensuite réalisée à l’aide de la spectrométrie de masse tandem (MS/MS). L’efficacité de la réparation est déterminée en comparant l’abondance de CPD avant et après^{la réparation 9}. HPLC-MS/MS offre une spécificité extrêmement élevée et une sensibilité de niveau picomolaire ; cependant, la méthode nécessite des instruments coûteux, une préparation complexe de l’échantillon et ne reflète pas l’état de réparation in situ des cellules intactes. Dans les échantillons de cellules humaines, le résultat de réparation mesuré reflète principalement l’activité du NER.
Efficacité de la réparation des dommages à la base de l’ADN induite par les agents alkylants
1. Essai d’activité enzymatique MGMT
  L’efficacité de réparation des dommages à l’ADN induits par les agents alkylants est couramment évaluée en mesurant l’activité^{MGMT 10}. Des substrats d’ADN méthylé marqués radioactivement sont utilisés pour surveiller le transfert des groupes méthyle de l’ADN endommagé vers la protéine MGMT, permettant ainsi une évaluation quantitative de l’efficacité de la réparation.
2. Rapport d’un test génique pour détecter l’efficacité de réparation de l’O^6-meG
  Des plasmides rapporteurs contenant des lésions d’O 6-méthylguanine (O^6-méG) peuvent être construits pour évaluer l’efficacité de la réparation. La lésion introduite supprime l’expression génique du rapporteur jusqu’à ce que la réparation médiée par MGMT restaure l’activité du rapporteur. L’efficacité de la réparation est ensuite quantifiée en mesurant les niveaux d’expression génique des rapporteurs. Les tests sur les gènes rapporteurs fournissent une évaluation intuitive et quantitative de l’activité de réparation dans les cellules^{vivantes 11}. Cependant, ces tests nécessitent la construction de vecteurs spécifiques à la lésion et impliquent des cycles expérimentaux relativement^{longs 12}.
Efficacité de la réparation des dommages après détection de rupture de chaîne
1. Essai de comète
  Le test de comète, également appelé électrophorèse en gel unicellulaire (SCGE), est une méthode sensible permettant de détecter les ruptures de brins d’ADN au niveau de la cellule unique. Les fragments d’ADN endommagés migrent du noyau lors de l’électrophorèse, formant des queues semblables à celles d’une comète, tandis que l’ADN intact reste concentré dans la région nucléaire. Des paramètres tels que la longueur de la queue de la comète, la teneur en ADN de la queue et le moment de la queue peuvent être quantifiés à l’aide de la microscopie à fluorescence et d’un logiciel d’analyse d’image. Ces indicateurs permettent une évaluation quantitative de la sévérité de la rupture des brins d’ADN. En comparant les profils des comètes immédiatement après l’induction des dommages à l’ADN avec ceux obtenus après réparation, l’efficacité de la réparation peut être^{estimée à 13}.
  Le test Comet offre plusieurs avantages, notamment une opération simple, un coût relativement faible, une grande sensibilité et une résolution monocellule. Un affinement supplémentaire de cette méthode a conduit au développement de variantes modifiées enzymatiques et de tests de réparation de l’ADN in vitro à base de comètes, qui peuvent être utilisés pour évaluer les activités du BER et du NER.

2. Réparation par excision de base (BER)

La réparation par excision de base (BER) est une voie de réparation de l’ADN hautement conservée qui élimine principalement les petites lésions de base générées par oxydation, alkylation et^{désamination 14}. Le BER partage un chevauchement mécanistique important avec la réparation de rupture à brin simple (SSBR), et certains événements SSBR sont considérés comme des extensions du BER. Selon la longueur du patch de réparation, le BER est classé en BER à courte période (SP-BER) et à long patch BER (LP-BER).

La BER est initiée par des ADN glycosylases qui reconnaissent et excisent les bases endommagées en cliquant la liaison N-glycosidique entre la base et le désoxyribose, générant ainsi des sites apurinics/apyrimidiniques^{(AP) 15}. L’endonucléase AP 1 (APE1) fende ensuite la colonne vertébrale de l’ADN du côté 5′ du site AP, produisant les extrémités phosphate 3′-OH et 5′-désoxyribose (dRP). Pendant SP-BER, le groupe dRP est retiré, l’ADN polymérase β (Polβ) comble le vide mononucléotide, et la ligase d’ADN III (LigIII) complète la ligature.

La réparation des ruptures à brin simple induit par l’alkylation contenant des terminaisons bloquées à 3′ suit un mécanisme similaire mais nécessite un traitement supplémentaire des extrémités. La polynucléotide kinase 3′-phosphatase (PNKP) retire d’abord des terminaisons anormales 3′ pour générer un groupe 3′-OH proprement dit. Polβ comble ensuite le nucléotide manquant, et LigIII scelle la coupure pour achever la réparation.

Méthodes pour détecter l’efficacité du BER

Dosage de comète modifié par enzyme
Le test Comet modifié par enzyme prolonge le test standard en incorporant des enzymes de réparation spécifiques à chaque lésion. Ces enzymes reconnaissent et clivent les bases endommagées, transformant des lésions autrement indétectables en ruptures de brin détectables. L’intensité de la queue de la comète résultante reflète le niveau de dommages à^{l’ADN 16}˒¹⁷.
Pour évaluer l’efficacité de la BER, la formamidopyrimidine (ADN glycosylase (FPG) ou son homologue mammifère 8-oxoguanine ADN glycosylase (OGG1) est utilisée pour convertir les lésions de base oxydées en ruptures monobrin, qui sont ensuite analysées à l’aide du test^{Comète 18}.
Dosage d’incision
Le test d’incision est une approche centrale in vitro pour évaluer l’activité du BER. Les substrats d’ADN contenant des sites AP sont incubés avec des enzymes purifiées ou des extraits cellulaires, et la proportion de substrats d’ADN clivés est quantifiée. Ce test reflète directement l’activité d’incision médiée par l’APE1 et offre une grande spécificité et sensibilité tout en minimisant les interférences provenant de l’environnement intracellulaire¹⁹.
Cependant, le test d’incision ne récapitule pas entièrement l’activité du BER dans les cellules vivantes car il ne peut pas évaluer la régulation dynamique du processus complet de réparation, y compris la reconnaissance des lésions, l’excision des bases, la clivage du site AP, la synthèse de l’ADN et la ligature²⁰.
Système de réparation reconstitué
Le système de réparation reconstitué est une plateforme expérimentale in vitro qui reconstruit les voies de réparation de l’ADN à l’aide de protéines de réparation purifiées. Ce système permet une analyse détaillée des fonctions moléculaires et des interactions des protéines de réparation individuelles et est largement utilisé pour les études mécanistes et le dépistage de médicaments.
Pour évaluer l’efficacité du BER, des glycosylases purifiées, des endonucléases AP, des polymérases d’ADN et des ligases sont incubées séquentiellement avec des substrats d’ADN endommagés afin de reconstituer la reconnaissance, l’excision, la synthèse et la ligature des lésions. Les produits de réparation sont analysés par électrophorèse sur gel, marquage par fluorescence ou spectrométrie^{de masse 21}. Bien que cette approche permette des études mécanistiques très contrôlées, elle ne prend pas en compte la structure de la chromatine ni la régulation cellulaire globale de l’activité de^{réparation 22}.
Essai de réparation à base de plasmides
Les tests de réparation à base de plasmides consistent à introduire des plasmides contenant des lésions d’ADN définies dans les cellules hôtes ou à l’incubation avec des extraits cellulaires contenant des enzymes de réparation, suivis d’une évaluation de l’efficacité de la réparation à l’aide de tests rapporteurs, de cytométrie en flux ou d’analyse de formation^{de colonies 23}.
Pour évaluer l’efficacité du BER, les plasmides contenant des dommages oxydatifs à l’ADN sont incubés avec des extraits cellulaires puis transformés en souches bactériennes déficientes en réparation, telles qu’Escherichia coli. L’efficacité de la réparation est ensuite estimée à partir des taux de formation des colonies.
Essai génétique du rapporteur
Les tests sur les gènes rapporteurs évaluent indirectement l’efficacité de la réparation de l’ADN ou l’activité régulatrice des gènes en mesurant la restauration de l’expression génique^{rapporteuse 24}. Dans ces tests, des lésions d’ADN ou des éléments régulateurs sont intégrés dans les constructions du rapporteur, et l’efficacité de la réparation est quantifiée par des changements dans l’activité du rapporteur après la réparation.
Pour l’analyse BER, une lésion 8-oxoG peut être insérée dans la région codante d’un gène rapporteur luciférase. Si la lésion reste non réparée, la translation est perturbée ; La réparation réussie restaure l’expression protéique de rapporteur de longueur complète. Les plasmides non endommagés, tels que les vecteurs luciférase de Renilla pRL-TK, sont couramment utilisés comme contrôles internes.
Réactivation des cellules hôtes (HCR)
La réactivation des cellules hôtes (HCR) est un test classique qui évalue indirectement l’efficacité de la réparation de l’ADN en mesurant la capacité des cellules hôtes à restaurer l’expression des plasmides rapporteurs^{endommagés 25}. Les plasmides porteurs de lésions définies, tels que les pyrimidines dimères induits par les UV ou les réticulations chimiques induites, sont transfectés dans les cellules hôtes. L’efficacité de la réparation est ensuite quantifiée en mesurant l’expression génique des rapporteurs.
Les tests HCR offrent une sensibilité élevée et permettent d’évaluer l’activité de réparation pour des types spécifiques de lésions. Cependant, une transfection efficace et une préparation efficace de plasmides endommagés de haute qualité sont nécessaires. Une limitation majeure de la HCR conventionnelle est que le traitement des plasmides par des agents nuisibles à l’ADN génère souvent des populations de lésions hétérogènes à travers le plasmide, compliquant ainsi l’interprétation^{mécaniste 26}.
Pour répondre à ces limitations, des tests de réactivation des cellules hôtes basés sur la cytométrie en flux (FM-HCR) utilisant des plasmides spécifiques à une seule lésion ont été développés. FM-HCR permet une analyse quantitative rapide de l’activité de réparation dans les cellules vivantes, bien que le test nécessite des instruments spécialisés et présente des limites pour l’analyse mécanistique simultanée de multiples voies^{BER 27}.
Des tests de réactivation des cellules hôtes de plaque (PL-HCR) basés sur des substrats BER spécifiques à une lésion ont également été développés pour étudier les mécanismes de la BER chez les cellules vivantes (Figure 1)²⁸. Dans cette approche, des plasmides contenant une seule lésion de^1,N 6-éthénoadénine (εA) sont introduits dans les cellules des mammifères. Après réparation, l’ADN plasmidique est récupéré, digéré avec des enzymes de restriction, transformé en E. coli et quantifié par analyse de formation de plaques. Les plasmides complètement réparés deviennent linéarisés après une digestion de restriction et ne génèrent pas de plaques, tandis que les plasmides non réparés ou incomplètement réparés restent circulaires et forment des plaques. L’efficacité du BER est donc déterminée par la quantification des plaques.
Détection assistée par réparation des dommages
La détection assistée par réparation des dommages (RADD) est une méthode à molécule unique permettant de détecter et de quantifier les dommages à^{l’ADN 29}. Dans cette approche, les enzymes de réparation spécifiques à chaque lésion reconnaissent et excisent les bases endommagées, après quoi les ADN polymérases intègrent des nucléotides marqués fluorescentement dans les espaces créés. Les molécules d’ADN sont ensuite visualisées par microscopie à fluorescence, permettant la détection directe et la quantification des lésions de l’ADN (Figure 2)³⁰.
RADD fournit une analyse qualitative et quantitative hautement sensible des dommages à l’ADN au niveau de la molécule unique. Cependant, la méthode mesure principalement la charge de dommages causés par l’ADN plutôt que d’évaluer directement la cinétique de réparation ou l’efficacité globale de la réparation dans les populations cellulaires.

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Figure 1 : Réactivation des cellules hôtes de la plaque (PL-HCR). L’ADN circulaire simple brin M13mp18 contenant une lésion définie est transfecté dans des cellules compétentes. Après la transfection, les cellules sont cultivées sur des plaques d’agar pour permettre la formation de plaques. L’ADN réplicatif M13 est ensuite isolé à partir de plaques, digéré avec des enzymes de restriction et analysé par électrophorèse sur gel afin de distinguer les produits mutants et sauvages et déterminer si la réparation des lésions a eu lieu. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

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Figure 2 : Détection assistée par réparation des dommages (RADD). Les espaces unibrin générés lors de la réparation de l’ADN sont remplis de nucléotides marqués par la biotine. L’avidine ou la streptavidine marquée fluorescentement est ensuite utilisée pour détecter les nucléotides incorporés, permettant une évaluation quantitative des niveaux de dommages à l’ADN par analyse de fluorescence. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

3. Réparation par excision des nucléotidiques (NER)

La réparation par excision nucléotidique (NER) est une voie majeure de réparation de l’ADN responsable de l’élimination des lésions d’ADN volumineuses qui déforment la double hélice³¹ de l’ADN. Les substrats de NER comprennent les cyclobutane pyrimidiniques dimères (DPC) induits par les UV, les photoproduits pyrimidine-pyrimidone (6-4PP), les lésions de purines oxydatives, les adducts chimiques volumineux et les réticulations intrabrinées induites par le^{cisplatine 32}. Les défauts du NER sont associés à des troubles tels que la xérodermie pigmentaire, caractérisée par une sensibilité extrême aux UV et une susceptibilité accrue au cancer.

Le NER se compose de deux sous-voies majeures : le génome global NER (GG-NER⁾³³ et le NER couplé par transcription (TC-NER34). GG-NER étudie l’ensemble du génome pour détecter les lésions déformant l’hélice, supprimant ainsi la mutagenèse et la cancérogènèse. En revanche, le TC-NER élimine sélectivement les lésions bloquant la transcription des gènes activement transcrits et est essentiel pour maintenir l’intégrité transcriptionnelle. Les défauts du TC-NER contribuent à des troubles tels que le syndrome de Cockayne et le syndrome sensible aux^{UV 35}.

Méthodes pour détecter l’efficacité du NER

Dosage d’incision
Le test d’incision évalue l’efficacité du NER en détectant les incisions de brin introduites aux sites de dommages à l’ADN par les protéines de réparation. Dans cet essai, des substrats d’ADN endommagés, tels que l’ADN irradié UV contenant des DPC (DPC), sont incubés avec des protéines de réparation ou des extraits cellulaires, et des produits d’incision sont ensuite^{détectés 36}.
Le marquage radioactif ou le marquage par fluorescence peut être utilisé pour améliorer la sensibilité et permettre un suivi précis de l’activité^{d’incision 37}. Le test mesure directement l’activité des principales protéines NER responsables de la reconnaissance des dommages et de l’excision. Cependant, une mise en œuvre réussie nécessite la préparation de substrats endommagés de haute qualité et d’extraits protéiques actifs.
Essai de réparation enzymatique de comète
L’efficacité du NER peut également être évaluée à l’aide de tests Comet modifiés par enzymes. Dans cette approche, l’endonucléase T4 V est incubée avec des cellules endommagées pour convertir les dimères pyrimidiniques en ruptures simples brin détectables, qui sont ensuite analysées à l’aide du test^{Comète 38}.
PCR quantitative à fluorescence en temps réel (qPCR)
La PCR quantitative en temps réel (qPCR) évalue indirectement l’efficacité de la réparation de l’ADN en mesurant les effets inhibiteurs des lésions de l’ADN sur l’amplification de la^{PCR 39}. Lors de l’analyse NER, l’irradiation UV est d’abord utilisée pour induire la formation de dimères pyrimidiniques. Ces lésions entravent la progression de l’ADN polymérase et réduisent l’efficacité de l’amplification, entraînant une augmentation des valeurs de seuil de cycle (CT). Après la réparation par la voie NER, l’intégrité de l’ADN est rétablie et l’efficacité de l’amplification s’améliore, conduisant à des valeurs de Ct plus faibles. L’efficacité de la réparation peut donc être quantifiée en comparant l’amplification avant et après la réparation par rapport à une région de contrôle^{interne 40} intacte.
De plus, la qPCR peut être utilisée pour évaluer les niveaux d’expression des gènes impliqués dans les voies de signalisation et de réparation des dommages à l’ADN, notamment ATM, ATR, BRCA1, CDKN1A et XPC, reflétant ainsi indirectement la capacité de réparation^{de l’ADN 41}.
Réactivation des cellules hôtes basée sur la cytométrie en flux (FM-HCR)
Les tests FM-HCR utilisent des plasmides spécifiques à des lésions transfectés dans les cellules hôtes et quantifient l’efficacité de la réparation par analyse cytométrique en flux de l’intensité de fluorescence et de la proportion de cellules fluorescentes (Figure 3)⁴²˒⁴³. Une intensité de fluorescence accrue reflète généralement une capacité de réparation de l’ADN^{plus grande 44}˒⁴⁵.
Séquençage de réparation par excision (XR-seq)
Le séquençage par réparation par excision (XR-seq) est une technique à l’échelle du génome permettant de cartographier l’activité du NER à une résolution mononucléotide. Cette méthode enrichit sélectivement et séquence les oligonucléotides contenant des dommages retirés lors du NER, générant ainsi des cartes haute résolution de l’activité de réparation à travers le génome. XR-seq permet une analyse quantitative de l’efficacité de la réparation et des schémas de distribution associés aux voies GG-NER et TC-NER et représente une avancée technologique majeure dans la recherche sur le NER.
Parce que la NER se compose de deux sous-voies mécanistiquement distinctes et implique de nombreuses protéines de réparation, plusieurs méthodes complémentaires sont nécessaires pour une évaluation complète de l’activité de réparation⁴⁶˒⁴⁷. En plus des méthodes décrites ci-dessus, l’efficacité du NER peut également être évaluée à l’aide du Western bloting, des tests d’immunofluorescence, des tests de réparation basés sur des plasmides et des tests sur les gènes rapporteurs.

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Figure 3 : Principe de détection de la réactivation des cellules hôtes basée sur la cytométrie de flux (FM-HCR). Les plasmides contenant quatre types distincts de dommages à l’ADN sont co-transfectés dans des cellules de mammifères cultivées. La capacité de réparation de l’ADN (DRC) est ensuite quantifiée par cytométrie en flux basée sur l’intensité de fluorescence des rapporteurs. DRC, capacité de réparation de l’ADN. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

4. Réparation par décalage (MMR)

La réparation des désappariements (MMR) est une voie post-réplicative de correction d’erreurs responsable de la réparation des incompatibilités de base, telles que les dispaires G-T et A-C, ainsi que les petites boucles d’insertion-délétion générées lors de la réplication^{de l’ADN 48}. Le MMR est déclenché lorsque MutS détecte des bases incompatibles, après quoi MutL recrute des facteurs de réparation en aval et des exonucléases pour activer le processus^{de réparation 49}. Une étape cruciale du MMR est la discrimination entre les brins d’ADN parent et les brins d’ADN nouvellement^{synthétisés 50}.

Chez les procaryotes, la discrimination des brins est réalisée par la méthylation de l’ADN, qui marque le brin parental. Chez les eucaryotes, l’identité du brin est déterminée par des entaille transitoires dans l’ADN nouvellement synthétisé et des interactions avec l’antigène nucléaire cellulaire proliférant (PCNA). Le MMR améliore considérablement la fidélité de la réplication et joue un rôle essentiel dans le maintien de la stabilité^{génomique 51}. Les défauts du ROR sont fortement associés à plusieurs cancers, y compris le syndrome de Lynch.

Méthodes pour évaluer l’efficacité du MMR

Essais d’instabilité des microsatellites
Un MMR défectueux entraîne un échec à corriger les erreurs de glissement de réplication sur les loci des microsatellites, entraînant une instabilité des microsatellites (MSI). Les tests MSI impliquent une amplification par PCR de marqueurs microsatellites représentatifs suivie d’une analyse capillaire des fragments basée sur l’électrophorèse capillaire. Une instabilité à plusieurs loci indique une activité MMR altérée, tandis que des profils de microsatellites stables indiquent une fonction MMR intacte. Le test MSI offre une grande sensibilité et une grande spécificité pour identifier la carence en MMR ; cependant, il reste une mesure indirecte de la fonction du MMR et n’évalue pas quantitativement l’efficacité de la réparation.
Les plasmides rapporteurs contenant des incompatibilités définies ou des boucles d’insertion-délétion peuvent également être utilisés pour évaluer l’efficacité du MMR via des tests sur les gènes rapporteurs. De plus, des tests de Western blotting et d’immunofluorescence ciblant les protéines associées au MMR peuvent permettre une évaluation indirecte de l’activité des voies.

5. Réparation par rupture à double brin (DSB)

Les ruptures à double brin (DSB) comptent parmi les formes les plus cytotoxiques de dommages à l’ADN. L’échec à réparer les DSB avec précision peut entraîner des mutations, des délétions chromosomiques, des translocations, une instabilité génomique et une tumorigenèse. La réparation des DSB se fait principalement par recombinaison homologue (HR) et par assemblage non homologue des extrémités (NHEJ), qui fonctionnent préférentiellement lors des différentes phases du cycle^{cellulaire 52}.

Méthodes pour évaluer l’efficacité de la réparation des DSB

Essai de focalisation gamma-H2AX
Le test de focalisation γ-H2AX est l’une des méthodes les plus utilisées pour détecter indirectement les DSB. Après la formation de DSB, l’histone H2AX est rapidement phosphorylée à Ser139 pour générer des foyers γ-H2AX. Le nombre de foyers γ-H2AX est corrélé à l’étendue de la formation des DSB, et l’efficacité de la réparation peut être déduite en surveillant le taux de disparition des foyers au fil du temps à l’aide de la microscopie à immunofluorescence.
Ce test offre plusieurs avantages, notamment une grande sensibilité, une résolution unicellulaire et des protocoles expérimentaux établis, ce qui en fait une méthode centrale dans la recherche sur la réponse aux dommages à l’ADN (DDR).
BÉNIS et BONHEUR
BLESS (Breaks Labeling, Enrichment on Streptavidine et Sequencing) et BLISS (Breaks Labeling In Situ and Sequencing) sont des méthodes de cartographie DSB à l’échelle du génome basées sur un marquage in situ et un séquençage à haut débit. Les deux approches identifient les sites DSB par ligation directe d’adaptateurs de séquençage aux extrémités d’ADN cassées, permettant une localisation et une quantification précises à l’échelle du génome des DSB. Ces méthodes peuvent également être utilisées pour évaluer la cinétique globale de réparation des DSB.
De plus, des tests sur les gènes rapporteurs spécifiques aux DSB peuvent évaluer quantitativement l’efficacité de la réparation du DSB et distinguer la réparation médiée par la FC de la réparation médiée par le NHEJ (Figure 4). Cependant, bien que les tests γ-H2AX, BLESS et BLISS mesurent efficacement la charge mondiale du DSB et la cinétique de réparation, ils ne peuvent pas déterminer si la réparation s’est produite spécifiquement via les voies HR ou NHEJ.

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Figure 4 : Essai du gène reporter pour la réparation de la rupture à double brin (DSB). Les plasmides rapporteurs DSB sont introduits dans les cellules cibles. Après une période de réparation appropriée après la transfection, la fluorescence du gène rapporteur est surveillée à l’aide de la microscopie à fluorescence afin d’évaluer l’efficacité de la réparation du DSB. DSB, cassure double bride. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

6. Réparation par recombinaison homologue (HR)

La recombinaison homologue (HR) est une voie de réparation de l’ADN à haute fidélité qui fonctionne principalement pendant les phases S et G2 du cycle cellulaire, lorsqu’une chromatide sœur intacte est disponible comme modèle^{de réparation 53}. Après la formation du DSB, le complexe MRE11-RAD50-NBS1 (MRN) reconnaît les extrémités de l’ADN et initie la résection des extrémités de l’ADN en coopération avec CtIP⁵⁴. Ce processus génère des surplombs d’ADN simple brin (ssDNA) de 3′.

L’ADN ssD résultant est initialement recouvert par la protéine de réplication A (RPA), qui protège l’ADN de la dégradation des nucléases et empêche la formation de structures^{secondaires 55}. Par la suite, BRCA2 médie le remplacement de la RPA par la recombinase RAD51, ce qui entraîne la formation d’un filament de^{nucléoprotéine RAD51 56}. Ce filament recherche des séquences d’ADN homologues sur la chromatide sœur et favorise l’invasion des brins dans le modèle d’ADN duplex homologue, générant une structure de boucle de déplacement (D-loop)⁵⁷˒⁵⁸. La synthèse d’ADN et l’échange de brins procèdent ensuite à la réparation complète.

L’efficacité des HR peut être évaluée quantitativement à l’aide de systèmes de reporter DR-GFP dans les tests de gènes rapporteurs. Alternativement, une évaluation indirecte peut être réalisée à l’aide de tests de Western blotting ou d’immunofluorescence ciblant les protéines associées à la fréquence cardiaque.

7. Jonction ADN non homologue par les extrémités (NHEJ)

L’assemblage non homologue des extrémités (NHEJ) répare les DSB sans nécessiter d’une homologie de séquences étendue entre les extrémités^{ADN 59}. Au lieu de cela, les extrémités d’ADN cassées sont directement traitées et ligatuées, faisant de la NHEJ une voie de réparation intrinsèquement sujette aux erreurs. Parce que les extrémités de l’ADN peuvent subir une dégradation avant la ligature et que les extrémités issues de DSB non apparentées peuvent être reliées ensemble, le NHEJ peut entraîner des mutations, des délétions et des réarrangements^{chromosomiques 60}.

Trois formes majeures de réparation non homologue sont reconnues : la NHEJ classique, le recuit simple brin (SSA) et la jonction des extrémités médiée par microhomologie (MMEJ).

NHEJ classique
Le NHEJ classique fonctionne tout au long du cycle cellulaire. L’hétérodimère Ku70/Ku80 reconnaît d’abord et se lie aux extrémités^{DSB 61}. Ce complexe recrute la sous-unité catalytique de la protéine kinase dépendante de l’ADN (ADN-PKcs), ce qui entraîne l’activation de la signalisation kinase et l’initiation de la NHEJ. Les enzymes de traitement final, y compris les nucléases et les phosphatases, traitent ensuite les terminaisons endommagées de l’ADN avant que le complexe ligase IV de l’ADN XRCC4 ne médiatienne la ligation de l’ADN^{aux extrémités 62}. Parce que le traitement terminal entraîne fréquemment une perte de nucléotides ou une réintégration imprécise, le NHEJ est considéré comme une voie de réparation^{mutagène 63}˒⁶⁴.
Recuissage simple brin (SSA)
Le recuit simple brin (SSA) répare les DSB survenant entre des séquences homologues répétées. Après la formation des DSB, les nucléases résèquent les extrémités de l’ADN 5′, générant des surplombs étendus d’ADN 3′. RAD52 médie le recuit entre des répétitions homologues^{complémentaires 65}. Par la suite, le complexe endonucléase XPF-ERCC1 élimine les lambes d’ADN non appariés, et le complexe SLX1-SLX4 peut également participer au traitement des extrémités. La ligase d’ADN scelle alors les espaces restants. Parce que les séquences situées entre des répétitions homologues sont supprimées pendant la réparation, la SSA est considérée comme un mécanisme de réparation rapide mais intrinsèquement^{mutagène 66}.
Assemblage des extrémités médié par microhomologie (MMEJ)
La jonction terminale médiée par microhomologie (MMEJ), également appelée NHEJ alternative (Alt-NHEJ), est une autre voie de réparation DSB sujette à^{l’erreur 67}. Dans le MMEJ, de courtes séquences microhomologues situées près des extrémités de rupture de l’ADN sont utilisées pour aligner les terminaisons d’ADN brisées avant la réparation. Après la reconnaissance de ces régions microhomologues, les extrémités de l’ADN sont reliées par un processus de type^{recombinaison 68}. Comme le MMEJ repose sur des séquences homologues très courtes, les délétions et réarrangements génomiques surviennent fréquemment lors de la réparation.
L’efficacité du NHEJ peut être évaluée quantitativement à l’aide de systèmes de reporter EJ5-GFP dans des tests de gènes rapporteurs. Alternativement, l’activité de réparation peut être évaluée indirectement par Western blotting et analyse immunofluorescence des protéines associées à NHEJ.

8. Réparation de liaison interstrand (ICL)

Les liaisons croisées entre les séances (ICL) sont des lésions d’ADN hautement toxiques qui relient de manière covalente les deux brins de la double hélice de l’ADN, bloquant ainsi la réplication et la transcription de l’ADN. La réparation de l’ICL est mécanistiquement complexe et concerne principalement la voie de l’anémie de Fanconi (FA) et la voie^{NEIL3 69}.

Dans la voie FA, le FANCM reconnaît les lésions ICL et favorise la monoubiquitination du complexe FANCI-FANCD2, activant ainsi les protéines de réparation en^{aval 70}. Les nucléases spécifiques à la structure incisent ensuite l’ADN près du lien croisé pour séparer les deux brins d’ADN, et les DSB résultants sont réparés par les voies HR ou NHEJ.

Dans la voie NEIL3, la glycosylase d’ADN NEIL3 fende les liaisons glycosidiques associées à la lésion ICL, générant des sites AP qui sont ensuite contournés par les polymérases⁷¹ de synthèse de translésion (TLS). Parce que les ICL empêchent la séparation des brins nécessaire à la réplication et à la transcription, ces lésions sont hautement cytotoxiques et contribuent au vieillissement, à la neurodégénérescence et au^{cancer 72}˒⁷³.

L’efficacité de la réparation de l’ICL peut être évaluée à l’aide de tests de réparation basés sur plasmides, de tests sur les gènes rapporteurs, de tests de réactivation des cellules hôtes et de systèmes de réparation reconstitués in vitro .

9. Synthèse de translésion (TLS)

La synthèse de translésion (TLS) est un mécanisme de tolérance aux dommages à l’ADN qui permet la réplication de se poursuivre à travers les lésions ADN^{non réparées 74}. La TLS concerne principalement des ADN polymérases spécialisées, incluant les polymérases κ, η, ι et ζ. Lorsque la réplication de l’ADN s’arrête aux sites endommagés, les TLS polymérases contournent la lésion et permettent à la réplication de se poursuivre, maintenant ainsi la stabilité du^{génome à 75}.

Contrairement au BER, NER, MMR, HR et NHEJ, qui suppriment ou réparent directement les lésions d’ADN, le TLS n’élimine pas les dommages à l’ADN. Au contraire, il contourne les lésions non réparées lors de la réplication de l’ADN et est donc classé comme un mécanisme de tolérance aux dommages plutôt que comme une voie de réparation^{de l’ADN canonique 76}.

TLS peut être divisé en voies de contournement sans erreur et sujettes à erreurs. Le TLS sans erreur insère le nucléotide correct en face de la lésion, tandis que le TLS sujet aux erreurs introduit fréquemment des nucléotides incorrects et contribue à la mutagenèse. Le TLS sujet à l’erreur est considéré comme un mécanisme majeur par lequel les cancérogènes environnementaux induisent des mutations génomiques. Par conséquent, la modulation des voies TLS sujettes à l’erreur pourrait représenter une stratégie potentielle pour la prévention et la thérapie^{du cancer 77}.

Méthodes pour évaluer l’efficacité de TLS

Isolement des protéines sur l’ADN naissant (iPOND)
L’isolement des protéines sur de l’ADN naissant (iPOND) est une technique utilisée pour analyser les protéines associées à l’ADN nouvellement synthétisé au niveau des fourches de réplication bloquées. Comme l’activité des TLS se produit fréquemment aux fourches bloquées, iPOND permet une analyse dynamique du recrutement et de l’assemblage des polymérases TLS et des protéines de réponse aux dommages à l’ADN (DDR) lors du stress de réplication. Cette méthode peut donc être utilisée pour évaluer l’activité TLS et les processus de réparation couplés par réplication.
L’efficacité du TLS peut également être évaluée à l’aide de plasmides rapporteurs contenant des lésions ADN spécifiques à TLS dans des tests sur les gènes rapporteurs. De plus, des tests de Western blotting et d’immunofluorescence ciblant les protéines associées à la TLS peuvent permettre une évaluation indirecte de l’activité des voies.

10. Considérations de contrôle qualité et de reproductibilité dans la conception expérimentale

Réplication biologique et réplication technique
Une distinction claire entre les réplicés biologiques et les réplicés techniques est essentielle pour garantir la fiabilité et la reproductibilité dans les études de réparation de l’ADN. En général, au moins trois réplications biologiques indépendantes devraient être incluses pour chaque expérience, tandis que le nombre de réplications techniques devrait être déterminé en fonction de la variabilité de la plateforme de détection.
Pour les tests monocellulaires, tels que le test Comet et l’analyse de foyers basée sur l’immunofluorescence, au moins 50 à 100 cellules doivent être analysées par réplication biologique afin de minimiser le biais d’échantillonnage. Dans les tests de rapporteurs basés sur cytométrie en écoulement, y compris ceux de DR-GFP et FM-HCR, un minimum de 10 000 événements cellulaires vivants par échantillon doit être collecté afin d’assurer la robustesse statistique.
Stratégie de normalisation
Une comparaison quantitative précise de l’efficacité de la réparation entre différents échantillons ou lots expérimentaux nécessite des procédures de normalisation rigoureuses afin de minimiser la variation systématique résultant des différences d’efficacité de transfection, de viabilité cellulaire, de charge d’échantillons et de performance de l’instrument. Les stratégies de normalisation courantes incluent les suivantes :
1. Co-transfection des plasmides de normalisation
  Dans les tests HCR, les tests de réparation basés sur des reporters et les tests de réparation basés sur les plasmides, la co-transfection avec un plasmide de normalisation non affecté par des dommages à l’ADN est recommandée. Les contrôles couramment utilisés incluent les plasmides luciférases de Renilla pRL-TK ou les vecteurs GFP expressés de manière constitutive. L’efficacité de la réparation est normalisée en calculant le rapport entre le signal du rapporteur expérimental et le signal du rapporteur de contrôle.
2. Normalisation par protéines de maintien ou coloration totale des protéines
  Dans les analyses Western blot évaluant l’expression protéique de réparation ou les niveaux résiduels de DPC, la normalisation doit être réalisée à l’aide de protéines de maintien en main, telles que GAPDH, β-actine ou histone H3, ou par des méthodes de coloration totale des protéines, y compris la coloration Ponceau S ou REVERT.
3. Commandes intactes
  Dans les tests de réparation basés sur qPCR, les régions génomiques non endommagées doivent être co-amplifiées comme contrôles internes, et les niveaux de dommages relatifs doivent être calculés à l’aide de la méthode ΔCt. De même, les tests HCR doivent inclure des contrôles plasmidiques non endommagés représentant l’expression maximale du rapporteur, permettant d’exprimer l’efficacité de réparation par rapport aux plasmides de référence non endommagés.
4. Normalisation du nombre de cellules
  Dans les tests basés sur la cytométrie en flux, y compris les tests FM-HCR et DR-GFP, un nombre égal de cellules viables doit être analysé entre les échantillons. L’efficacité de la réparation doit ensuite être rapportée en pourcentage de cellules positives ou en variations relatives de l’intensité de fluorescence.
Mesure de l’efficacité de la dimension cinétique de la réparation
La réparation de l’ADN est un processus dynamique, et les mesures obtenues à partir d’un seul point temporel peuvent ne pas distinguer la réparation retardée d’une déficience complète de la voie. Par conséquent, les plans expérimentaux à long terme sont fortement recommandés.
Après l’induction des dommages à l’ADN, des échantillons doivent être prélevés à plusieurs moments séquentiels, tels que 0, 0,5, 1, 2, 4, 8, 12 et 24 heures, afin de surveiller l’accumulation et le dégagement des marqueurs de dommages ou des produits de réparation. La cinétique de la disparition du signal fournit des informations importantes concernant le taux de réparation, l’intégrité des voies et l’efficacité globale de la réparation.
Correction par tests d’hypothèses multiples :
Les approches à haut débit et multiplexées impliquent fréquemment une analyse simultanée de multiples voies de réparation ou conditions expérimentales, augmentant ainsi le risque de faux positifs dus à des comparaisons statistiques multiples. Parmi les exemples figurent l’évaluation simultanée des activités BER, NER, RH et NHEJ à l’aide des tests FM-HCR ; analyse DSB génomique à l’échelle du génome utilisant BLESS ou BLISS ; et l’analyse par matrice qPCR de l’expression génique de réparation de l’ADN.
En conséquence, les méthodes de correction statistique pour les tests d’hypothèses multiples doivent être prédéfinies lors de la conception expérimentale. Les méthodes de correction sélectionnées et les seuils de signification ajustés doivent être clairement rapportés dans les sections Matériaux et Méthodes ainsi que dans l’analyse statistique.

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Conclusions

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Une détection précise et une analyse quantitative des processus de réparation des dommages à l’ADN sont essentielles pour comprendre les mécanismes moléculaires sous-jacents à la réparation de l’ADN, évaluer les effets biologiques des expositions environnementales et évaluer les réponses^{thérapeutiques 78}. Par conséquent, une étude approfondie des voies de réparation des dommages à l’ADN et de l’efficacité de la réparation revêt une importance considérable tant en ...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs déclarent qu’aucun intérêt financier concurrent ni relations personnelles aurait pu influencer les travaux rapportés dans cette étude.

Remerciements

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Ce travail a été soutenu par le Centre de recherche en ingénierie de la province du Jiangsu pour le développement et la traduction des technologies clés pour la prévention et le contrôle des maladies chroniques ; l’équipe de recherche innovante de l’Institution d’enseignement supérieur du Jiangsu pour la science et la technologie (2021) ; le programme du Centre de recherche en technologie de l’ingénierie du Collège professionnel du Jiangsu (2023) ; la Fondation des Clés des Sciences Naturelles des Établissements d’Enseignement Supérieur du Jiangsu en Chine (Subvention n° 24KJA310008) ; le programme clé du Suzhou Vocational Health College (Grant n° szwzy202406) ; et le laboratoire clé d’État de médecine et de protection des radiations, Université Soochow (Subvention n° GZK1202506).

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Mots-clés

Voies de r paration de l ADN stabilit g nomique th rapie contre le cancer d veloppement de m dicaments chimioth rapeutiques valuation de l activit fonctionnelle validation de la fonction g nique capacit de r paration de l ADN transformation cellulaire

Progrès de la recherche sur les stratégies d’évaluation de l’efficacité de la réparation des dommages à l’ADN

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