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Article de méthode

Un modèle de greffe porcine à double pontage coronarien utilisant des veines mammaires internes autologues

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DOI :

10.3791/72141

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4 août 2026

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1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Xenotransplantation, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Disease, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute, Hainan Academy of Agricultural Sciences, 7Sanya Institute of China Agricultural University

Dans cet article

Résumé

Cette étude a permis avec succès de réaliser trois modèles de greffe de pontage coronarien à double vaisseau (CABG) utilisant des veines mammaires internes autologues (IMV). Comme le LAD et le LCX natifs n’étaient pas ligagés, ce modèle préserve théoriquement le flux coronarien natif et pourrait fournir une base technique pour de futures études sur les changements de greffe veineuse liés au flux compétitif.

Résumé

La veine saphène est l’un des conduits les plus couramment utilisés dans le pontage coronarien (CABG). Cependant, le taux élevé d’échec à long terme limite son efficacité clinique. Bien que l’on pense largement que les facteurs hémodynamiques sont responsables de l’insuffisance des greffes veineuses (FGV), les mécanismes sous-jacents exacts restent incertains. Actuellement, le modèle de greffe d’interposition de veine de l’artère carotide commune chez le rat sert de modèle animal principal pour l’étude de la VGF. Cependant, des différences substantielles dans la physiologie cardiovasculaire et l’hémodynamique entre rats et humains limitent la traduction clinique des résultats de la recherche. Les cochons représentent un modèle animal idéal pour la recherche cardiovasculaire car leur anatomie et physiologie cardiovasculaires ressemblent étroitement à celles des humains. Dans cette étude, trois modèles porcins à double vaisseau CABG ont été établis à l’aide de veines mammaires internes (IMV) autologues, avec un greffon anastomosé de l’aorte vers l’artère coronaire descendante antérieure gauche (LAD) et l’autre de l’aorte vers l’artère coronaire circonflexe gauche (LCX). L’échographie intraopératoire a confirmé le flux dans les deux greffes IMV chez un animal représentatif, tandis que l’angiographie par tomodensitométrie postopératoire (CTA) a clairement démontré la perpétuité de la greffe IMV aorte-LAD. Par conséquent, cette étude décrit une approche techniquement réalisable pour établir un modèle de CABG sur de grands animaux pour de futures études sur la VGF.

Introduction

La veine saphène reste l’une des sources de conduit les plus importantes pour le pontage coronarien (CABG) en raison de sa disponibilité, de sa longueur et de sa polyvalencetechnique. Cependant, les greffes de veine saphène présentent un taux d’échec allant jusqu’à 61 % 10 ans après leCABG 2. Cela augmente le besoin de révascularisation répétée et est associé à un risque accru de mortalité hospitalière. Ces dernières années, des preuves accumulées ont suggéré que les facteurs hémodynamiques, en particulier le flux compétitif et les contraintes anormales de cisaillement parois, sont des contributeurs majeurs à la rupture tardive des greffons 3,4,5. Cependant, le manque de modèles animaux adaptés a créé un goulot d’étranglement pour la recherche connexe. À l’heure actuelle, la plupart des études précliniques sur l’insuffisance des greffes veineuses (VGF) reposent encore principalement sur de petits animaux, en particulier des rats, des souris et des lapins, car ces modèles sont peu coûteux et techniquement accessibles, tandis que les modèles de greffes de grands animaux restent relativementlimités 6. La méthode la plus couramment utilisée pour établir des modèles de greffes veineuses de petits animaux consiste à transpercer l’artère carotide commune et à relier les deux moignons à une veine cave inférieure autologue 7,8,9. Cependant, en raison des différences substantielles de fréquence cardiaque et de pression artérielle entre les petits animaux etles humains, les résultats issus de modèles de petits animaux peuvent ne pas refléter pleinement les mécanismes physiopathologiques chez l’humain.

Les cochons sont des modèles idéaux pour la chirurgie cardiovasculaire car leur cœur ressemble beaucoup à celui des humains en termes de taille cardiaque, d’anatomie coronarienne et de manipulationchirurgicale 11,12. De plus, les artères coronaires porcine et humaine sont très similaires tant en caractéristiques anatomiques que hémodynamiques, et il a été démontré que les porcs reproduisent le phénotype pathologique de la greffeveineuse 13,14. Par conséquent, réaliser un CABG avec greffes veineuses dans un modèle porcin peut fournir un modèle animal supérieur pour étudier la VGF.

Dans cette étude, trois modèles de CABG à double vaisseau à pompe dans des modèles de cochons miniatures Bama ont été établis en utilisant des veines mammaires internes autologues bilatérales (IMV). Une greffe IMV a été réalisée de l’aorte vers l’artère coronaire descendante antérieure gauche (LAD), et l’autre de l’aorte vers l’artère coronaire circonflexe gauche (LCX). Dans un modèle représentatif, l’évaluation ultrasonographique intraopératoire a confirmé la permanence des greffes veineuses, et l’angiographie par tomodensitométrie postopératoire (CTA) a démontré la permanence de la greffe IMV aorte-LAD. Notamment, les artères coronaires indigènes cibles n’étaient pas ligaturées dans ce modèle. Par conséquent, ce modèle est le plus adapté pour étudier les effets du flux compétitif dans les artères coronaires cibles sur l’hémodynamique des greffons et l’insuffisance des greffons. Cependant, le flux compétitif dans les artères coronaires cibles n’a pas été directement mesuré dans la présente étude. Ainsi, cette étude démontre principalement la faisabilité technique de l’établissement de modèles.

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Protocole

Les expériences animales de cette étude ont été approuvées par le Comité de soins et d’utilisation institutionnelles des animaux (IACUC) de l’hôpital Fuwai, Académie chinoise des sciences médicales (Approbation n° 0110-1-10-ZX(X)-07). Toutes les procédures ont été réalisées en stricte conformité avec les réglementations et directives éthiques sur le bien-être animal afin d’assurer le respect des normes applicables. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux. L’objectif de l’établissement de ce modèle était de fournir une plateforme potentielle pour étudier l’effet du flux concurrentiel sur le VGF. Ainsi, après la fin du pontage coronarienne, les artères coronaires natives n’ont pas été ligaturées proximalement aux sites anastomotiques.

Effectuer toutes les procédures conformément aux réglementations institutionnelles sur la biosécurité et le bien-être animal. Manipulez les objets tranchants, les dispositifs électrochirurgicaux, le sang anticoagulé, les circuits CPB et les matériaux biologiques à l’aide d’un équipement de protection individuelle approprié. Confirmez une mise à la terre adéquate avant d’utiliser l’unité électrochirurgicale. Surveillez attentivement l’ACT après l’héparinisation systémique et avant l’initiation de la CPB. Assurez-vous de détériorer complètement toutes les canules et les conduites extracorporelles avant d’initier la CPB afin de réduire le risque d’embolie atmosphérique.

1. Préparation des animaux pour le CABG

  1. Utilisez des cochons miniatures mâles Bama en bonne santé, généralement âgés de 35 à 40 kg et âgés de 10 à 12 mois, et laissez-les s’habituer à l’environnement de logement pendant une semaine avant l’opération.
  2. Effectuer un examen de référence, incluant l’enregistrement du poids corporel, la ligne sanguine complète, la biochimie sérique, l’échocardiographie et l’ATC.

2. Anesthésie et surveillance

  1. Suspendre la nourriture pendant 8 à 12 heures et l’eau pendant 2 à 4 heures avant l’anesthésie.
  2. Induire l’anesthésie par injection intramusculaire de kétamine (10 mg/kg) et de midazolam (1 mg/kg) (suivant le protocole approuvé par l’institution).
  3. Maintenir l’anesthésie à l’aide d’isoflurane inhalé (2 %–3 %) ainsi qu’une perfusion de dexmédétomidine (1 μg/kg/h) et de propofol (1–2 mg/kg/h).
  4. Confirmez une anesthésie adéquate en vérifiant un tonus de la mâchoire relâché et l’absence de réponse douloureuse au pincement des orteils.
  5. Réaliser une incision de 4 à 6 cm sur le cou pour exposer la veine jugulaire et l’artère carotide.
  6. Établir l’accès veineux via la veine jugulaire à l’aide d’un cathéter veineux central triple lumière 5 F pour la surveillance de la pression veineuse centrale (CVP) et l’administration des médicaments.
  7. Établir l’accès de l’artère carotide à l’aide d’un cathéter artériel de 20 G pour un suivi en temps réel de la pression artérielle et des paramètres hémodynamiques.
  8. Établir l’accès de l’artère fémorale à l’aide d’un cathéter artériel de 20 G pour surveiller la pression artérielle et la saturation en oxygène des membres inférieurs.
  9. Effectuer une intubation orotrachéale à l’aide d’un tube endotrachéal de 6,5 à 8 mm. Vérifiez que le flux d’air est libre et fournissez 100 % d’oxygène.
  10. Réaliser une incision de 2 à 3 cm dans le bas de l’abdomen pour exposer la paroi de la vessie. Fixez la vessie aux bords de l’incision avec de fines sutures, puis créez une fistule vessie. Insérez un cathéter Foley 10 F dans la vessie, gonflez le ballonnet avec 5 mL d’eau stérile, puis tirez doucement le cathéter jusqu’à ce que le ballon repose contre la paroi de la vessie. Connectez le cathéter urinaire à un sac de collecte pour le drainage et le suivi de l’urine.
    REMARQUE : Comme l’urètre des porcs mâles est long et courbé, il est difficile d’insérer le cathéter urinaire. Par conséquent, une fistule vessique doit être créée pour drainer l’urine afin de surveiller les sorties urinaires postopératoires précoces. Le cathéter doit être retiré le plus tôt possible, de préférence dans les 24 à 48 heures suivant l’opération, une fois le porc réveillé, hémodynamiquement stable, et ne nécessitant plus de surveillance urinaire continue.
  11. Surveillez en continu l’électrocardiogramme, la pression artérielle invasive,SpO 2, le CO2 en fin de marée, la température et la sortie urinaire.

3. Exposition chirurgicale

  1. Placez le cochon en position couchée.
  2. Rasez et désinfectez toute la poitrine antérieure et le haut de l’abdomen avec de la povidone-iode. Ensuite, drapez la zone chirurgicale.
  3. Réaliser une incision médiane de la région moyenne du col jusqu’en dessous du processus xiphoïde avec une unité électrochirurgicale (ESU).
  4. Effectuez une sternotomie médiane le long de la ligne médiane, à partir du processus xiphoïde vers le haut, à l’aide d’une scie sternale. Cauterisez les bords sternaux avec une ESU et appliquerez de la cire osseuse sur la cavité moelleuse pour obtenir une hémostasie.
  5. Maintenez la poitrine ouverte avec un rétracteur sternal.

4. Récolte de deux conduits IMV autologues

  1. Administrez 300 U/kg d’héparine pour une anticoagulation systémique afin de prévenir la thrombose pendant la procédure.
  2. Disséquez les tissus environnants de l’IMV avec une ESU. Tranchez les branches latérales avec des ciseaux et réalisez l’hémostasie à l’aide de l’ESU.
  3. Pincez l’extrémité distale de l’IMV gauche avec une pince hémostatique. Faites une incision avec un scalpel juste à proximité de la pince. Insérez une aiguille de rinçage émoussée à travers l’incision et fixez-la avec une suture en polypropylène 5-0 non absorbable. Après la ligaturade, transpercez complètement l’extrémité distale de l’IMV gauche.
  4. Assurez-vous que le conduit de la veine prélevée a une longueur adéquate (environ 7–8 cm). Pincez l’extrémité proximale de l’IMV gauche avec une pince hémostatique. Transsectez l’IMV distal du site de serrage, puis liguez l’extrémité proximale avec une suture en polypropylène 5-0 non absorbable. Un IMV prélevé avec succès doit mesurer 7 à 8 cm de long, sans spasmes ou torsions évidents, et sans saignement visible sur les branches latérales.
    REMARQUE : L’IMV a un mur fin et est sujet aux spasmes. Il faut éviter la prise directe, la traction excessive et la distension à haute pression. Le conduit doit être manipulé par les tissus environnants dans la mesure du possible et immédiatement stocké dans une solution de sérum héparine-papaverine glacé après la récolte.
  5. Placez l’IMV gauche dans une solution physiologique normale d’héparine-papaverine glacée (30 mg de papaverine et 2 500 U d’héparine dissous dans 500 mL de solution physiologique normale).
  6. Récoltez le bon IMV en utilisant la même procédure.

5. Établissement et initiation du pontage cardiopulmonaire (CPB)

  1. Ouvrez le péricarde longitudinalement et suspendez-le avec des sutures de traction.
  2. Assurez-vous que le temps de coagulation activé (ACT) > 480 s.
  3. Placez deux sutures concentriques en forme de cordon à bourse à l’aide de sutures en polypropylène 5-0 non absorbables. Établir la canulation artérielle centrale avec une canule artérielle à 18 F. Après un désaérement approfondi, connectez la canule artérielle à la ligne artérielle du circuit de pontage cardiopulmonaire.
  4. Établir une canulation veineuse avec une canule veineuse 24 F dans l’oreillette droite et la connecter à la ligne veineuse.
  5. Lancer le CPB. Établir lentement l’apport artériel, suivi d’un drainage veineux. Augmentez le débit de la pompe au cours des minutes suivantes selon la pression artérielle systémique, le retour veineux, le niveau du réservoir et les paramètres de perfusion globale.
    REMARQUE : Comme les cochons miniatures Bama ont un volume sanguin relativement faible, le circuit CPB doit être correctement préparé avec 2 L de solution lactée de Ringer et 500 mg de méthylprednisolone. En cas d’hémodilution excessive, une transfusion sanguine peut être envisagée si nécessaire.

6. Clampage croisé de l’aorte et arrêt cardioplégique

  1. Placez une canule cardioplégie antéride dans la racine aortique à travers une suture en forme de cordon de bourse. Reliez la canule de la cardioplégie à la ligne de la cardioplégie.
  2. Clampez l’aorte ascendante à une position comprise entre la canule artérielle et le site d’accès à la cardioplégie.
  3. Induire un arrêt cardiaque avec une solution de St. Thomas modifiée à froid à 4 °C (10–15 mL/kg). Appliquez de la glace sur la surface cardiaque pour un refroidissement rapide et une protection du myocarde.
    REMARQUE : La solution de St. Thomas a été préparée selon Pfizer Hospital US Plegisol, NDC 00409-7969-05 : chaque 100 mL contenait du chlorure de sodium 643 mg, du chlorure de potassium 119,3 mg, du chlorure de magnésium hexahydrate 325,3 mg, et du dihydrate de chlorure de calcium 17,6 mg dans de l’eau pour injection, avec 10 mL de bicarbonate de sodium à 8,4 % ajoutés à chaque 1 000 mL immédiatement avant utilisation.

7. Anastomose distale des greffes IMV

  1. Injectez du sérum physiologique normal à 4 °C héparine-papaverine (préparé comme décrit à l’étape 4.5) dans le greffon à l’aide d’une aiguille de rinçage émoussée pour vérifier toute fuite, coupez l’extrémité libre, puis placez le 8-0 Suture en polypropylène non absorbable.
  2. Ouvrez le LCX avec des ciseaux microchirurgicaux. Insérez un shunt intraluminal.
  3. Utiliser un 8-0 suture en polypropylène non absorbable, effectuer une anastomose de bout en côté entre une extrémité du greffon IMV et le LCX avec une technique de suture parachute.
  4. Enlève le shunt. Injectez du sang autologue héparisé dans la greffe IMV pour distendre le vaisseau, expulser l’air emprisonné et vérifier toute fuite aux sites anastomotiques et aux branches secondaires. Après injection de sang autologue hépariné, la greffe doit se distendre de manière fluide sans rétrécissement focal, torsion ou fuite des branches latérales ni anastomose distale. Complétez l’anastomose entre la greffe IMV et la LCX.
    REMARQUE : Le sang autologue héparinisé est directement obtenu du circuit CPB. Le volume total de sang autologue hépariné doit être d’au moins 50 mL, et le volume exact pour chaque injection doit être ajusté en fonction de la distension et de la fuite des greffons ou des sites anastomotiques.
  5. Utilisez la même méthode pour anastomoser complètement une extrémité de l’autre greffe IMV sur le côté du LAD.

8. Anastomose proximale des greffons IMV

  1. Retirez la canule de la cardioplégie. Créez une ouverture à cet endroit avec une perforatrice de 3,5 mm.
  2. Injectez de l’héparine-papaverine à température ambiante du sérum physiologique normal (avec les proportions d’héparine, papaverine et solution physiologique normale comme décrit à l’étape 4.5) dans le greffon IMV anastomosé au LAD à l’aide d’une aiguille de rinçage émoussée. Après que la greffe IMV a été distendue, pincez-la partiellement et transectez l’extrémité reliée à l’aiguille de chasse émoussée. Coupez encore l’extrémité libre avec des ciseaux de tissu.
    REMARQUE : Évitez d’utiliser une solution héparine-papaverine normale à 4 °C à cette étape pour réduire les spasmes de greffe. Le volume spécifique d’injection de solution physiologique normale héparine-papaverine doit être déterminé par la quantité nécessaire pour maintenir la distension du greffon IMV.
  3. Coupez un segment du cathéter artériel et reliez-le au ventriculaire gauche. Après la connexion, insérez le cathéter artériel dans l’aorte par l’ouverture perforée.
  4. Traiter la greffe IMV anastomosée au LCX de la même manière que décrite à l’étape 8.2.
  5. Créez une ouverture sur le côté gauche de la racine aortique à l’aide d’un poinçon de 3,5 mm.
  6. Effectuer une anastomose latérale de l’extrémité libre du greffon IMV, anastomosée à la LCX à l’ouverture du côté gauche de la racine aortique, et laisser l’anastomose incomplète.
  7. Insérez le cathéter du ventilateur gauche du cœur dans la racine aortique par cette ouverture anastomotique.
  8. Effectuer une anastomose latérale de l’extrémité libre du greffon IMV, anastomose distalement à la LAD vers l’autre ouverture de la racine aortique.
  9. Retirez le cathéter du vent-cœur gauche. Clampez les deux greffons IMV avec des clips hémostatiques microchirurgicaux. Complétez les anastomoses des deux greffes IMV sur l’aorte.
    REMARQUE : Avant la réperfusion, les deux greffes IMV doivent être sans tension ni courbe, et les anastomoses proximale et distale ne doivent montrer aucune fuite évidente.

9. Reperfusion, sevrage de la CPB et décannulation

  1. Relâchez la serre croisée aortique et réperfusez le cœur.
  2. Placez un 8-0 supplémentaire des sutures de polypropylène non absorbables aux sites anastomotiques ou le long des greffons IMV selon les besoins pour atteindre l’hémostasie.
  3. Sevrez la CPB une fois que le porc est hémodynamiquement stable et que le cœur a retrouvé une fonction adéquate.
  4. Décannulez l’aorte et l’oreillette droite, et sécurisez l’hémostasie à tous les sites de canulation.
  5. Après la séparation de la CPB, évaluer les deux greffons par échographie intraopératoire selon le protocole standard institutionnel. Utilisez l’imagerie Doppler en couleur pour identifier les signaux de flux sanguin dans les greffons aorte-LAD et aorte-LCX, et notez l’emplacement du greffon, la direction du flux et la perpétuité qualitative. Si possible, effectuer une mesure du flux de transit (TTFM) pour une évaluation quantitative du flux de greffe.

10. Hémostasie et fermeture thoracique

  1. Obtenir une hémostasie méticuleuse aux anastomoses aortiques proximales, anastomoses coronariennes distales, lits de récolte des veines mammaires internes, sites de canulation aortique et auriculaire, ainsi que sur les bords de sternotomie.
  2. Insérez deux tubes de vidange.
  3. Réapprochez le sternum et les muscles proches, le fascia, le tissu sous-cutané et la peau en couches.
  4. Transférez le cochon à une récupération postopératoire surveillée.

11. Soins postopératoires et suivi

  1. Maintenez un soutien thermique continu à l’aide de coussins chauffants ou de couvertures chauffantes à air forcé pour maintenir la température corporelle centrale du cochon entre 37,0 et 38,5 °C.
  2. Notez quotidiennement l’apport et la sortie de liquides du modèle de cochin, le niveau de conscience, le rythme cardiaque, la tension artérielle, la pression veineuse centrale, la numération sanguine complète et les résultats des gaz sanguins.
  3. Assurer un soutien de ventilation mécanique en utilisant 100 % d’oxygène au début de la phase postopératoire afin de garantir un échange gazeux stable et prévenir la vasoconstriction pulmonaire induite par l’hypoxie. Sevrez l’animal du ventilateur et retirez le tube endotrachéal une fois que le cochon reprend une respiration spontanée forte et régulière, montre un réflexe protecteur de déglutition et obtient des résultats sanguins artériels satisfaisants.
  4. Prophylaxie antimicrobienne postopératoire : administrez du céfuroxime sodique (3 à 5 mg/kg) toutes les 8 à 12 heures pendant 48 à 72 heures après l’opération. Évaluez les animaux quotidiennement pour détecter des signes d’infection. Inspectez quotidiennement l’incision sternotomique et les tubes de drainage pour détecter une formation anormale d’exsudat ou d’abcès.
  5. Évaluez les signes de douleur de l’animal toutes les 2 à 4 heures à l’aide d’échelles comportementales standard de douleur porcine. Surveillez les signes courants de douleur post-sternotomie, notamment la vocalisation, une posture voûtée, la réticence à bouger, le grincement des dents ou l’isolement social. Administrez des opioïdes ou des anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS) en fonction du comportement de l’animal afin d’assurer un soulagement adéquat de la douleur et une récupération fluide.
  6. Ajustez rapidement les médicaments vasoactifs (par exemple, dopamine, épinéphrine) et le soutien des liquides pour maintenir une pression artérielle artérielle stable (>70 mmHg).
  7. Évaluer la permanence postopératoire de greffe par CTA au jour 1 et au jour 28 postopératoire selon le protocole d’imagerie standard de l’institution.

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Résultats

Trois cochons miniatures Bama, P1, P2 et P3, ont subi la procédure CABG à double vase. Les trois animaux ont survécu plus de 7 jours. La Figure 1 illustre les étapes chirurgicales clés, incluant la sternotomie médiane, la récolte des IMV autologues bilatérales, la péricardiotomie pour exposer les principaux vaisseaux, la formation de la CPB, l’administration de solution cardioplégique par l’aorte, le refroidissement du cœur par la glaçerie fondante, les anastomoses distales et proximales...

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Discussion

Dans cette étude, trois modèles porcins à double vaisseau CABG ont été établis à l’aide de VIMM autologues bilatérales. Parmi les deux greffons IMV, l’un a servi à construire un dérivation de l’aorte au LCX, et l’autre a servi à construire un pontage de l’aorte au LAD. Bien que la veine saphène soit le conduit veineux clinique standard pour le CABG, les IMV ont été sélectionnées car les veines saphènes des cochons miniatures de Bama étaient trop courtes pour fournir deux greffons libres ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent ne pas exister de conflit d’intérêts.

Remerciements

Ce travail a été financé par le Programme national clé de recherche et développement de Chine (2023YFF0724701), le projet clé de la biotechnologie de la frontière du programme national de recherche et développement des clés du ministère chinois des Sciences et de la Technologie (2023YFC3404300 ; à Jiangping Song), les fonds de recherche clinique pour les hôpitaux centraux de haut niveau de l’hôpital de Fuwai, l’Académie chinoise des sciences médicales, l’étude préclinique sur les cœurs de porc de donneurs xénogéniques multi-génétiques modifiés par plusieurs gènes pour la transplantation orthotopique cardiaque chez les enfants Insuffisance cardiaque (2025-GSP-ZD-4), et projet du laboratoire clé d’État des maladies cardiovasculaires, hôpital de Fuwai, Académie chinoise des sciences médicales, dépistage et développement de cibles médicamenteuses pour la survie à long terme de la xénotransplantation cardiaque orthotopique (2025-GSP-GG-42).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
10-degree aortic cross-clampSinoviewCP40431-19CABG Surgery
45-degree aortic cross-clampSinoviewCP40044-18CABG Surgery
Affinity Fusion Oxygenation SystemMedtronicBB841Cardiopulmonary bypass
Anesthesia machineMindrayA9Anesthesia and others
Arterial cannulaMedtronic18FrCardiopulmonary bypass
AtracuriumHengrui Pharmaceutical-Anesthesia and others
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04021-25CABG Surgery
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04016-25CABG Surgery
Balanced handle pen-stylemicrosurgical forcepsSinoviewFC12010-21CABG Surgery
Bama miniature pigsInstitute of Zoology, ChineseAcademy of Sciences, NorthernLarge Animal Research Facility-Experimental animals
Belzer UW Cold Storage SolutionBridge to Life Ltd.1000 ml/bagCABG Surgery
Black-handle extreme-sharp scissorsSinoviewSC35101-23UCCABG Surgery
Blood gas analyzerEdiagnosisPT1000Anesthesia and others
Blunt Fill NeedleBD305180Flush and distend IMV grafts
Bone WaxEthiconW31GHemostasis
Cardiopulmonary bypass circuitMedtronicB-HL-159Cardiopulmonary bypass
Central venous catheterBaihe Medical-Anesthesia and others
Curved forcepsSureMedGC01002-12CABG Surgery
Curved forcepsSureMedGC01002-16CABG Surgery
Disposable blood microembolus filterSansinFAF-2Cardiopulmonary bypass
Disposable blood reservoir filterSansinFCR300KCardiopulmonary bypass
Disposable cardioplegia delivery systemMedtronicXP41Cardiopulmonary bypass
DopamineJiuan Pharmaceutical-Anesthesia and others
Electrosurgical unitMedtronicVLFT10FXGENCABG Surgery
Endotracheal tubeYaxin MedicineYS-0000Anesthesia and others
EpinephrineJinyao Pharmaceutical-Anesthesia and others
Fine dissecting forcepsSureMedGC01090-20CABG Surgery
Gold-handle ultra-sharp scissorsSinoviewSC35001-23SCCABG Surgery
Heart-lung machineLivaNovaS5Cardiopulmonary bypass
HeparinNorth China Pharmaceutical-Anesthesia and others
Ice bucketSureMedGQ13018-00DCABG Surgery
Infusion pumpSino MDTSN-C8Anesthesia and others
Intraluminal shuntMedtronic31200CABG Surgery
Intravenous catheterKDL16G-26GAnesthesia and others
IsofluraneLunan Pharmaceutical-Anesthesia and others
IsoproterenolHarvest Pharmaceutical-Anesthesia and others
KetamineHikma Pharmaceuticals0143-9509-10Anesthesia and others
Lactated Ringer's SolutionKelun Pharmaceutical-Anesthesia and others
Large basinSureMedGQ13033-00DCABG Surgery
LaryngoscopeHanfeiylTD-C-IIIAnesthesia and others
Lidocaine hydrochloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20057816CABG Surgery
Magnesium sulfate for injectionZdjt Pharmaceutical co.,LtdH20051792CABG Surgery
Medical electric sternum sawJingdong xijiHF-X01CABG Surgery
Medium basinSureMed-CABG Surgery
Medium-sized sternum retractorSureMedGR04130-00CABG Surgery
MidazolamHikma Pharmaceuticals0641-6220-10Anesthesia and others
Modified St. Thomas SolutionSelf-made-Anesthesia and others
Multiparameter monitorMindrayBenoversion N17Anesthesia and others
Needle passer for purse-string suturesSureMedGR04074-00CABG Surgery
NorepinephrineHarvest Pharmaceutical-Anesthesia and others
Papaverine hydrochlorideSigma-AldrichP3510Store IMV conduits
Pediatric sternum retractorSureMedGR04114-00CABG Surgery
Pen-style microsurgical needle holderSinoviewNH11300-21CABG Surgery
Potassium chloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH42021164CABG Surgery
PropofolHikma Pharmaceuticals0641-6194-10Anesthesia and others
Protamine SulfateYoucare Pharmaceutical-Anesthesia and others
Purse-string suture introducerSureMedGR04074-00CABG Surgery
Resano atraumatic magic forcepsSinoviewFC25501-23SCABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01110-14CABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01089-18CABG Surgery
Small basinSureMed-CABG Surgery
Sodium acetate Ringer's injectionDuo Rui Pharmaceutical co.,LtdH20163331CABG Surgery
Sodium bicarbonate injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20043739CABG Surgery
St. Thomas SolutionPfizer Hospital US00409-7969-05Cardioplegia
Sternal retractor (medium size)SureMedGR04130-00CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-12CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-16CABG Surgery
Suture 5-0 Prolene BBEthicon-CABG Surgery
Suture 8-0 ProleneEthicon-CABG Surgery
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Références

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