Administration d'agents expérimentaux IV

L’injection intracardiaque, rétro-orbitaire et plantaire sont quelques-unes des méthodes d’injection spécialisées que les chercheurs biomédicaux utilisent pour des expériences nécessitant l’administration de composés par ces voies atypiques.

Une injection intracardiaque délivre le composé dans le ventricule gauche, permettant à la substance d’entrer directement dans la circulation artérielle. La voie rétro-orbitaire est une alternative à l’injection dans la veine caudale et est utilisée pour délivrer le composé dans la circulation veineuse. Et une injection de coussinets plantaires implique l’administration sous-cutanée de l’article dans la patte arrière de l’animal. Cette vidéo illustrera les considérations, les procédures et les applications de ces techniques d’injection spéciales.

Commençons par quelques informations de base et les éléments à prendre en compte avant de commencer ces procédures administratives.

L’administration intracardiaque se fait souvent à l’aide d’une échographie pour guider l’aiguille au bon endroit dans le cœur. Cependant, si elle est effectuée correctement en utilisant les points de repère appropriés, l’administration peut être effectuée sans l’utilisation de la visualisation par échographie. Notez que la procédure nécessite l’utilisation d’un anesthésique général, et qu’une seule injection par animal est permise pour les procédures de survie. Généralement, une aiguille de calibre 27-30 est utilisée pour cette injection et le volume maximum d’administration est de 100 et 300 microlitres pour les souris et les rats, respectivement.

Pour l’injection intraveineuse par la voie rétro-orbitaire, il faut avoir une bonne compréhension de la structure veineuse orbitaire. Une souris a un sinus où convergent plusieurs veines, à savoir la supraorbitaire, la nasale dorsale, la palpébrale inférieure et la temporale superficielle. Alors que chez le rat, il existe un réseau ou plexus de plusieurs veines. L’injection est effectuée directement dans le sinus ou le plexus. Comme l’intracardique, cette procédure nécessite également l’utilisation d’une anesthésie générale, et une seule injection par œil et par jour est recommandée avec un total de deux injections par œil pour les procédures de survie. Comme pour toutes les injections, la plus petite taille d’aiguille doit être sélectionnée - généralement de calibre 27-30 - et le volume maximum recommandé est de 150 ? L par œil.

Malgré la controverse, l’utilisation de l’injection de coussinets plantaires est toujours requise pour certaines études, généralement liées à l’inflammation et à la croissance tumorale. Notez que les injections ne peuvent être effectuées que sur un seul pied, jamais de manière bilatérale. Et les mesures des coussinets plantaires doivent être effectuées quotidiennement dès qu’un gonflement évident s’est produit. Une aiguille de calibre 29-30 est recommandée pour l’injection et le volume maximum recommandé est de 50 ?L. Après toute injection, tous les animaux doivent être étroitement surveillés pour détecter des signes de douleur, le niveau de consommation de nourriture et une marche normale. Généralement, l’animal doit être euthanasié lorsque la lésion ou la tumeur interfère avec la capacité de l’animal à se déplacer ou à atteindre la nourriture et l’eau.

Apprenons maintenant les procédures d’injection, en commençant par l’injection intracardiaque. Nous allons démontrer la procédure à l’aide d’une souris, mais les points de repère et le protocole pour un rat sont similaires.

La première étape consiste à préparer la seringue. Rappelez-vous qu’une aiguille de calibre 29 et une seringue de 1 cc conviennent aux souris. Et le volume maximum pour l’injection intracardiaque est de 100 microlitres. Lors de l’aspiration de la solution, laissez une petite quantité d’air entre le piston et le matériau d’injection. Il s’agit de permettre au sang d’entrer dans la seringue lorsqu’elle est placée dans le cœur.

Pour commencer, anesthésie l’animal à l’aide d’anesthésiques inhalants ou injectables. Passez en revue les considérations relatives au maintien de l’anesthésie générale dans une autre vidéo de cette collection. Ensuite, positionnez l’animal en position couchée dorsale sur une plate-forme isolée. Ensuite, collez les membres antérieurs à la plate-forme et placez un morceau de ruban adhésif horizontalement sur l’abdomen au-dessus des hanches. Il s’agit de stabiliser davantage l’animal et d’éviter tout mouvement une fois l’aiguille insérée. Ensuite, à l’aide d’un coton-tige, mouillez la poitrine de l’animal avec de l’alcool à 70 %.

Pour localiser le site d’injection, localisez d’abord le xiphoïde et le sternum manubrium. Ensuite, trouvez le point médian entre les deux points de repère. 1 à 2 mm à gauche de ce point, se trouve le point de repère d’insertion de l’aiguille. À l’aide d’un applicateur à bout de coton, appliquez de la povidone iodée pour marquer le site d’insertion de l’aiguille.

Pour injecter, dirigez l’aiguille perpendiculairement à la table et insérez-la à une profondeur d’environ 2 mm. Ensuite, appliquez une très légère contre-pression sur le piston. Un sang oxygéné rouge vif doit pénétrer dans le moyeu de la seringue, ce qui confirme le bon placement. Tenez la seringue au même endroit et injectez le matériau lentement et régulièrement pendant 30 à 60 secondes. L’injection rapide peut entraîner un agglutination des cellules et l’obstruction des artères, un choc pour le système en raison d’une température de la substance nettement inférieure à la température corporelle, ou une expansion du ventricule et une perturbation du rythme cardiaque.

Une fois que le matériau a dégagé la seringue, retirez lentement et soigneusement l’aiguille sans aucun mouvement latéral car cela peut endommager les muscles cardiaques. Ensuite, relâchez immédiatement le ruban des pattes avant et de l’abdomen et placez l’animal en position couchée dans une cage propre avec une litière suffisamment profonde pour agir comme une couche isolante. Notez qu’une moitié de cette cage de récupération est sur une source de chaleur et que l’animal anesthésié est situé du côté chauffé de la cage. Cela empêche l’hypothermie, et à mesure que l’animal se remet de l’anesthésie, il sera capable de se déplacer du côté chauffé comme il le souhaite.

Ensuite, apprenons la méthode d’injection intraveineuse utilisant le plexus rétro-orbitaire chez le rat. Encore une fois, nous allons démontrer la procédure sur une souris, mais les points de repère et le protocole pour les rats sont similaires.

Fixez l’aiguille appropriée à la seringue sélectionnée et remplissez le matériau d’injection. N’oubliez pas qu’en général, on utiliserait une aiguille de calibre 27-30 avec la plus petite seringue possible et un volume maximum de 150 microlitres.

Pour commencer la procédure, anesthésie d’abord l’animal. Ensuite, placez-le sur une surface plane en position couchée latérale. Placez maintenant votre index sur le dessus de la tête et le pouce sur la mâchoire, puis tirez doucement vers l’arrière et vers le bas. Il s’agit de resserrer la peau et de faire saillir le globe oculaire. Veillez à ne pas appliquer de pression sur la trachée et à ne pas restreindre le flux d’air. Si vous prévoyez plusieurs injections, appliquez un anesthésique ophtalmique topique, comme la tétracaïne ou la proparacaïne.

Insérez l’aiguille dans le canthus médial de l’œil à une hauteur de 45 ? par rapport au nez. La profondeur doit être suffisante pour pénétrer dans les tissus conjonctivals et avancer dans l’orbite oculaire et dans le sinus. Il ne doit pas rencontrer l’os à l’arrière de l’orbite. Pour éviter la rupture des vaisseaux sanguins, assurez-vous que l’aiguille a un mouvement minimal une fois insérée. N’aspirez pas, car cela ferait s’effondrer les récipients. Injectez l’article de manière lente et régulière. Ensuite, retirez l’aiguille doucement et appliquez une légère pression sur l’œil pour contrôler le saignement et fournir une hémostase.

Enfin, passons en revue la méthode d’injection des coussinets plantaires chez les souris et les rats. Pour commencer, fixez l’aiguille appropriée et remplissez la seringue avec le bon volume. Cette procédure peut être effectuée chez des animaux conscients.

Placez l’animal dans un tube de contention avec une patte arrière isolée et prolongée en saisissant la peau au-dessus du grasset. Essuyez le pied avec de l’eau ou de l’alcool pour enlever les débris avant l’injection. Pour éviter le vaisseau sanguin qui s’étend sur toute la longueur du pied, le point de repère d’injection se trouve au centre, mais juste à partir de la ligne médiane, plus près des orteils.

Placez le biseau de l’aiguille vers le haut au site d’injection en le dirigeant vers le talon. Injectez l’article lentement et régulièrement pour éviter une distension rapide des tissus du pied. Cela fera gonfler le coussinet plantaire à mesure que le matériau d’injection remplit cet espace sous-cutané. Sur le pied d’un petit animal, le gonflement de l’injection peut s’étendre au talon, alors que chez un animal plus grand, il sera plus localisé.

Après l’injection, observez quotidiennement les animaux et si un gonflement persistant est présent ou s’il y a des lésions ou des tumeurs à la suite du protocole expérimental, alors, à l’aide d’un pied à coulisse, effectuez la mesure du coussinet plantaire. Cet instrument mesure l’épaisseur du pied en millimètres et aide à quantifier l’enflure.

Discutons maintenant de quelques exemples d’expériences utilisant des injections intracardiaques, rétro-orbitales et plantaires.

L’une des nombreuses applications de l’administration intracardiaque est le développement d’un modèle animal de métastases cancéreuses. Ici, les chercheurs ont utilisé cette voie pour injecter des cellules tumorales qui possèdent une propension à la colonisation osseuse. Dans les jours qui ont suivi, ils ont étudié la croissance tumorale dans les os à l’aide de techniques d’imagerie par rayons X et par fluorescence. Dans une autre étude, la voie rétro-orbitale a été utilisée pour injecter des anticorps spécifiques qui marquent les neutrophiles. Ensuite, à l’aide de l’imagerie intravitale, les scientifiques ont pu suivre le schéma de migration des cellules marquées.

Enfin, les chercheurs utilisent souvent l’injection de coussinets plantaires pour analyser la réponse inflammatoire. Dans cette expérience, les chercheurs ont isolé des cellules mononucléées du sang périphérique à partir d’échantillons de sang humain, les ont mélangées avec différents antigènes de test et ont injecté les solutions dans le coussinet plantaire de l’animal. Enfin, ils ont effectué des mesures du pied pour quantifier la réponse de gonflement due à différents antigènes.

Vous venez de regarder le dernier épisode de JoVE sur les techniques habituelles et spécialisées d’administration de composés.

Juste pour récapituler, dans la première partie, nous avons passé en revue la voie parentérale la plus courante. Dans le deuxième chapitre, nous avons discuté des procédures entérales et topiques. Le troisième volet traitait de la première série de procédures atypiques telles que l’intraderme, l’intranasale et l’intracrânienne chez les nouveau-nés. Enfin, nous avons discuté ici de trois autres voies que les chercheurs biomédicaux utilisent en laboratoire à des fins spécifiques.

Après avoir regardé cette série, vous devriez avoir une bien meilleure compréhension des différentes techniques d’administration et vous devriez également connaître les considérations générales et spécifiques liées à ces protocoles d’administration de composés Comme toujours, merci d’avoir regardé !