Administration d'agents expérimentaux IV

Intracardiaque, rétro orbitale et coussinet plantaire sont quelques-unes des méthodes spécialisées d’injection qui utilisent des chercheurs biomédicaux pour expériences nécessitant l’administration de COMPOSES par ces voies atypiques.

Une injection intracardiaque fournit le composé dans le ventricule gauche, ce qui permet de la substance entrer directement dans la circulation artérielle. La route orbitale rétro est une alternative à l’injection dans la veine de queue et est utilisée pour livrer le composé dans la circulation veineuse. Et une injection de coussinet plantaire consiste en une administration sous-cutanée de l’article dans des pattes de l’animal. Cette vidéo illustre les considérations, les procédures et les applications de ces techniques d’injection spécial.

Commençons par quelques renseignements généraux et les choses, on devrait considérer avant de commencer ces procédures administratives.

Administration intracardiaque se faite souvent par l’utilisation de l’échographie pour guider l’aiguille dans l’emplacement correct dans le cœur. Toutefois, si réalisée utilisant correctement les repères appropriés, l’administration peut être effectuée sans l’utilisation de la visualisation échographique. Notez que la procédure nécessite l’utilisation d’une anesthésie générale, et qu’une seule injection par animal est autorisée pour les procédures de survie. Généralement, une aiguille de calibre 27-30 est utilisé pour cette injection et le volume maximal de l’administration est microlitres de 100 et 300 pour souris et rats, respectivement.

Pour injection intraveineuse orbitale par voie rétro, on devrait avoir une juste compréhension de la structure veineuse orbitale. Une souris a un sinus où plusieurs nervures, à savoir le nasal supraorbital, dorsal, infère palpébrale et superficielle temporelle-convergent. Alors que chez les rats, il y a un réseau ou plexus de plusieurs veines. L’injection est effectuée directement dans le sinus ou le plexus. Comme avec un total de deux injections par oeil pour les procédures de survie intracardiaque, que cette procédure requiert également l’utilisation de l’anesthésie générale et qu’une seule injection par œil par jour est recommandé. Comme avec toutes les injections, l’aiguille de taille plus petite doit être sélectionné-généralement calibre 27-30- et le volume maximal recommandé est de 150 μL / oeil.

Malgré la controverse, l’utilisation de l’injection du coussinet plantaire est toujours nécessaire pour certaines études, généralement liées à la croissance de l’inflammation et la tumeur. Notez que les injections ne peuvent être effectuées sur un pied, jamais bilatéralement. Et les mesures du coussinet plantaire doivent être effectuées tous les jours dès le gonflement évident s’est produite.

Maintenant nous allons apprendre les procédures d’injection, commençant par l’injection intracardiaque. Nous allons démontrer la procédure dans une souris, mais les points de repère et le protocole pour un rat sont similaires.

La première étape consiste à préparer la seringue. Rappeler un 29 aiguille de calibre et 1 seringue cc est approprié pour les souris. Et le volume maximal pour injection intracardiaque est de 100 microlitres. Lors de l’élaboration de la solution, laisser un peu d’air entre le piston et le matériel d’injection. Il s’agit de permettre au sang d’entrer dans la seringue car il est placé dans le coeur.

Pour commencer, anesthésier l’animal à l’aide d’anesthésiques inhalants ou injectables. Examiner les considérations pour le maintien de l’anesthésie générale dans une autre vidéo de cette collection. Ensuite, placez l’animal en position de décubitus dorsal sur une plate-forme isolée. Ensuite, les membres antérieurs à la plate-forme de bande et placez un morceau de ruban adhésif horizontalement à travers l’abdomen, au-dessus des hanches. Il s’agit de stabiliser l’animal et éviter tout mouvement une fois que l’aiguille a été introduite. Ensuite, à l’aide d’un écouvillon, humide poitrine de l’animal avec l’alcool à 70 %.

Pour repérer le site d’injection, d’abord localiser la xiphoïde et le sternum manubrium. Puis, trouver le point milieu entre les deux repères. 1-2 mm gauche de ce point, est l’emblème d’insertion de l’aiguille. À l’aide d’un coton-tige, appliquez la polyvidone iodée pour marquer le site d’insertion de l’aiguille.

Pour injecter, diriger l’aiguille perpendiculairement à la table et l’insérer dans la profondeur d’environ 2 mm. Ensuite, appliquez une très légère contre-pression pour le plongeur. Un sang oxygéné rouge vif devrait entrer dans le moyeu de la seringue, qui confirme le positionnement correct. Tenez la seringue au même endroit et injecter le matériau lentement et régulièrement au cours des 30 à 60 secondes. Injection rapide peut entraîner agglutination des cellules et l’encrassement des artères, un choc pour le système en raison de la température de la substance étant significativement plus faible que la température du corps, ou une dilatation du ventricule et la perturbation du rythme cardiaque.

Une fois que le matériel a dégagé la seringue, lentement et avec précaution Retirez l’aiguille sans aucun mouvement latéral qui peut endommager les muscles du cœur. Puis relâchez le ruban de la pattes et l’abdomen et placez l’animal en position couchée dans une cage propre avec une literie suffisamment profond pour agir comme une couche isolante. Note qu’une moitié de cette cage de récupération est une source de chauffage et de l’animal anesthésié est situé sur le côté chauffé de la cage. Cela empêche l’hypothermie, et que l’animal se remet de l’anesthésie, il pourra s’éloigner de la côté chauffé comme vous le souhaitez.

Ensuite, nous allons apprendre la méthode pour injection intraveineuse utilisant le plexus rétro-orbitaire chez les rats. Encore une fois, nous allons démontrer la procédure sur une souris, mais les points de repère et le protocole pour les rats sont similaires.

Fixer l’aiguille appropriée à la seringue sélectionnée et complétez-le avec le matériel d’injection. N’oubliez pas, en général on utilise une aiguille de calibre 27-30 avec la plus petite possible de seringue et un volume maximal de 150 microlitres.

Pour démarrer la procédure, tout d’abord anesthésier l’animal. Ensuite, placez-le sur une surface plane en position de décubitus latéral. Maintenant Placez votre index sur le dessus de la tête et le pouce sur la mâchoire et doucement tirer vers l’arrière et vers le bas. Il s’agit de tendre la peau et font saillie du globe oculaire. Prendre soin de ne pas appliquer une pression sur la trachée et de restreindre le flux d’air. Si l’intention des injections multiples, appliquer anesthésique ophtalmique topique, comme tétracaïne ou proparacaïne.

Introduire l’aiguille dans le canthus médial de le œil à un angle de 45° vers le nez. La profondeur doit être suffisante pour pénétrer les tissus conjonctives et avancer dans l’orbite oculaire et dans le sinus. Il ne doit pas rencontrer l’os à l’arrière de l’orbite. Pour éviter une rupture des vaisseaux sanguins, veiller à ce que l’aiguille a mouvement minimal une fois inséré. Aspirer pas, car qui va s’effondrer les vaisseaux. Injecter l’article d’une manière lente et régulière. Ensuite, retirer l’aiguille doucement et appliquez une légère pression à le œil de contrôler le saignement et d’hémostase.

Enfin, passons en revue méthode d’injection de coussinet plantaire chez les souris et les rats. Pour commencer, poser l’aiguille appropriée et remplissez la seringue avec le volume correct. Cette procédure peut être faite chez des animaux conscients.

Placez l’animal dans un tube de retenue avec un postérieur pied isolée et prolongée en agrippant la peau au-dessus de l’articulation fémoro. Essuyer le pied à l’eau ou l’alcool pour enlever les débris avant l’injection. Pour éviter le vaisseau sanguin qui court le long du pied, l’injection est au centre, mais juste à côté de la ligne médiane, plus proche jusqu’aux orteils.

Placer le biseau de l’aiguille vers le haut au point d’injection il dirige vers le talon. Injecter l’article lentement et régulièrement afin d’éviter la distension des tissus pied rapide. Cela entraînera le coussinet plantaire à gonfler comme le matériel d’injection remplit cet espace sous-cutané. Sur pied d’un petit animal l’enflure de l’injection peut étendre jusqu’au talon, tandis que chez un animal plus grand il sera plus localisé.

Après l’injection, observer les animaux par jour et si gonflement persistant est présente ou si il y a des lésions ou des tumeurs à la suite du protocole expérimental, puis, à l’aide d’un étrier, effectuer la mesure du coussinet plantaire. Cet instrument mesure l’épaisseur du pied en millimètres et contribue à la quantification du gonflement.

Maintenant nous allons discuter de quelques expériences d’exemple utilisant des injections de l’orbitale et coussinet plantaire intracardiaques, rétro.

Une des nombreuses applications de l’administration intracardiaque est le développement d’un modèle animal de métastases cancéreuses. Ici, les chercheurs ont utilisé cette voie pour injecter des cellules tumorales qui possèdent la propension à la colonisation de l’OS. Dans les jours suivants, ils ont étudié la croissance tumorale dans les os à l’aide de rayons x et les techniques d’imagerie de fluorescence. Dans une autre étude, la route orbitale rétro a été utilisée pour injecter des anticorps spécifiques qui étiquette les neutrophiles. Puis, avec l’aide de l’imagerie intravitale, les scientifiques ont été en mesure de suivre le comportement migratoire des cellules marquées.

Enfin, les enquêteurs utilisent souvent injection coussinet plantaire pour analyser la réponse inflammatoire. Dans cette expérience, les chercheurs isolement des cellules mononucléaires du sang périphérique provenant d’échantillons de sang humain, mélangeaient avec des antigènes différents test et injecter les solutions coussinet plantaire de l’animal.

Vous avez juste regardé le versement final de JoVE sur les techniques d’administration composé habituel et spécialisés.

Juste pour récapituler, dans la première partie, nous avons examiné la voie parentérale plus courante. Dans le deuxième chapitre, nous avons discuté des procédures par voie entérale et d’actualité. Le troisième volet traite de la première série de procédures atypiques comme intradermique, par voie nasale et intracrânienne chez les nouveau-nés. Enfin, ici, nous avons discuté trois routes supplémentaires qui utilisent des chercheurs biomédicaux dans les laboratoires à des fins spécifiques.

Après avoir vu cette série, vous devriez avoir beaucoup mieux comprendre les techniques d’administration différents et vous devez également savoir les considérations générales et particulières liées à ces protocoles d’administration composée comme toujours, Merci de regarder !