Administration d'agents expérimentaux III

1. intradermique

1. Plus les injections intradermiques sont composés à base aqueuse. Les solutions doivent être physiologiquement tamponnées pour avoir un pH neutre, afin d’éviter la nécrose au site d’injection.
2. Le calibre de l’aiguille est de calibre 25-30, la plus petite possible.
3. La dose par site d’injection se situe entre 50-100 µL. injection volumes excessifs peuvent entraîner la nécrose au site d’injection ou à la fuite du composé sur le site à cause de la pression.
4. Pour le placement précis de l’aiguille dans l’espace intradermique, il faut anesthésier les souris et les rats. L’anesthésie par inhalation permet une induction rapide et la récupération ; Cependant, anesthésie injectable a l’avantage de fournir suffisamment de temps pour la préparation de la zone et effectuer l’injection. ¹
5. Enlever les poils au point d’injection par l’utilisation d’une crème dépilatoire ou de la zone à raser.
6. Complètement éliminer toute crème dépilatoire résiduelle ou débris de cheveux.
7. Appliquer un antiseptique topique, comme une solution d’iode, une solution de chlorhexidine ou alcool.
8. Procédures d’administration
   1. Tendez la peau tendue entre le pouce et l’index. Cela assure la stabilité de la peau lors du positionnement de l’aiguille.
   2. Placer le biseau de l’aiguille vers le haut sur la peau.
   3. Insérez délicatement l’aiguille dans la peau entre l’épiderme et le derme. Avancer l’aiguille juste au-delà du biseau.
   4. Injecter lentement la substance. Injection du composé créera une cloque ou une petite boursouflure, dans la peau.
   5. Pause après l’injection pour permettre à la peau de s’étirer et ajuster avant de retirer l’aiguille.
9. Précautions
   1. Il n’est pas nécessaire de tirer sur le piston.
   2. Si l’aiguille est insérée dans l’espace sous-cutané, aucune cloque ne se forme. L’injection trop profonde se traduit par une injection sous-cutanée.
   3. Évitez les éponger ou essuyer la zone, car qui peut causer le composé à fuir au site d’injection.
   4. Lors de l’exécution de multiples injections, espacez-les de sorte que les bulles ne se chevauchent pas.

La figure 1. Injection intradermique chez la souris.

2. par voie nasale administration

1. Matériel
   1. Utiliser une pipette d’unité micropipetting qui peut être calibrée pour offrir un volume précis.
   2. Pointes de pipette jetable doivent servir à éviter la contamination croisée. TB seringues, aiguilles émoussées et tuyaux flexibles peuvent également servir pour le dosage.
   3. Volumes d’injection totale chez le rat ne doivent pas excéder 40-100 µL et il faudrait en 6-10 µL gouttes. Pour les souris, le volume total maximum est 24 µL, donné en 3-4 gouttes µL.
2. Administration chez des animaux conscients
   1. Manuel retenue chez des animaux conscients exige que la tête soit relativement immobile pour que la pointe de pipette ou l’aiguille émoussée peut être placé suffisamment proche pour les narines pour livrer le composé, mais pas si proche quant à pousser ou lacérer le tissu nasal.
   2. Retenir l’animal et le maintenir en position verticale.
   3. Placez une petite goutte d’un liquide composé lors de l’ouverture nasale. L’animal doit inhaler la goutte.
   4. Administrer un volume supplémentaire, alternant nares jusqu'à ce que la totalité du volume a été donné.
   5. Lorsqu’on administre des volumes plus importants, il est important de ne pas se contracter la poitrine au cours de la retenue. Compressions thoraciques entravent la capacité de l’animal à prendre suffisamment grandes respirations pour aspirer le liquide dans les bronches et les poumons.

La figure 2. Administration intranasale chez des souris conscientes.

3. Administration à des animaux inconscients
   1. À l’aide d’anesthésiques par inhalation permet un animal immobilisé pendant l’approche et la prestation du composé. Ceci élimine la possibilité de l’animal mord les équipements de dosage, la perte de ce composé à cause de secousses de la tête et la blessure de tissu nasal de l’animal, les yeux ou la peau du visage. L’animal est également moins susceptible de snort et pulvériser le composé de narines lors de l’administration.
   2. Placez l’animal en décubitus dorsal. La position de la tête influence la mise en place de la solution dans les narines. Il a été démontré que la position idéale pour la livraison de la CNS est avec l’animal en position couchée ; Cela permet pour une meilleure absorption. ²
   3. La moitié du composé administrer directement dans un côté de l’ouverture nasale, ce calendrier avec inhalation. Retournez ensuite l’animal.
   4. Comme indiqué ci-dessus, administrer l’autre moitié du volume dans l’autre orifice nasal.

La figure 3. Administration intranasale chez les souris inconscients.

3.Administration intracrânienne chez des rats et des souris néonatales

1. Souris ou rats doivent être anesthésiés pour injections intracrâniennes.

Souris		Rat
Âge (jours)	Mesure d’aiguille (g)	Âge (jours)	Mesure d’aiguille (g)
0-7	29-30	0-5	27-29
7-14	27	5-10	25-27
14-28	25	10-14	25
Âge (jours)	Longueur de l’aiguille (mm)	Âge (jours)	Longueur de l’aiguille (mm)
0-7	2	0-4	2-3
7-14	3	4-7	3
14-21	4	7-10	4
21-28	5	10-14	5
Âge (jours)	Volume (µL)	Âge (jours)	Volume (µL)
0-5	< 20	1-3	< 20
6-20	< 60	4-10	< 60
20-28	< 100	11-14	< 100

Le tableau 1. Mesure d’aiguille, longueur des aiguilles et un volume maximal d’administration intracrânienne selon l’âge de la souris et les rats. ⁴

2. Matériel
   1. Déterminer la mesure d’aiguille correct et un volume maximal de l’administration selon le tableau 1.
   2. Préparer une garde aiguille avant anesthésier l’animal.
      NOTE : La profondeur de l’injection de l’aiguille est contrôlée grâce à l’utilisation d’un gardien qui est créé avec le capuchon de l’aiguille.
      1. Pour créer la garde, une aiguille est mesurée le capuchon de l’aiguille, et une marque est placée sur le bouchon pour indiquer où couper. La découpe doit être faite afin que 2 à 5 mm de l’aiguille sont exposés lorsque le bouchon est remplacé sur l’aiguille.
      2. La longueur de l’aiguille exposée doit être suffisamment longue pour pénétrer la peau et le crâne et atteindre la profondeur désirée dans le cerveau.
      3. Les longueurs d’aiguille nécessaires pour souris et rats sont énumérés au tableau 1.
   3. Une source de chaleur est nécessaire pour prévenir l’hypothermie chez les ratons. Il existe plusieurs types : une plaquette de chauffage électrique set sur basse, une couverture d’eau circulante ou une poche de chaleur de réaction chimique réutilisable.
3. Dispositif de retenue pour
   1. Souris et rat pups 10 jours ou moins ne nécessitent pas l’anesthésie pour cette procédure. Restreindre les manuellement en les tenant juste derrière la tête et en tirant la peau direction caudale pour mettre une légère pression sur les épaules.
   2. Anesthésier les petits plus de 10 jours d’âge avec inhalation isoflurane. Attacher une chambre à induction pour un vaporisateur de précision ou une cloche de verre avec une boule de coton imbibée d’isoflurane. Une fois que le chiot est immobilisé, l’anesthésie est efficace pendant environ 40 secondes, qui donne suffisamment de temps pour l’injection.
4. Technique d’injection
   1. Aspirer la substance dans la seringue et placez le guide cap/aiguille sur l’aiguille.
   2. Le volume d’injection recommandé car le volume maximal par souris néonatale ou rat est de 100 µL, et voilà pour le sevrage ou des souris âgées jusqu'à 300 µL.
   3. Pour injecter dans le cortex cérébral des nouveau-nés, insérer l’aiguille 5 mm en arrière de le œil, mesurent environ 3 mm de la ligne médiane du crâne.
   4. Le site d’injection de souris sevrés est environ à mi-chemin entre le œil et l’oreille et juste à côté de la ligne médiane.

La figure 4. Administration intracrânienne dans un chiot de la souris.