Administration d'agents expérimentaux III

Parfois, différentes approches expérimentales nécessitent l’utilisation de voies d’administration de composés moins couramment employées chez les rongeurs. L’intraderme, l’intranasal et l’intracrânien sont trois des voies alternatives que les chercheurs biomédicaux utilisent aujourd’hui dans les laboratoires.

Comme son nom l’indique, l’intradermique libère des composés dans les couches externes du derme. L’intranasale consiste à placer la solution dans les narines de l’animal. Et l’intracrânienne consiste à insérer l’aiguille directement dans le cerveau du rongeur.

Une formation spécialisée est essentielle pour mener à bien ces procédures. Ici, nous illustrerons d’abord les considérations pour chacune de ces méthodes, puis nous montrerons les techniques qui vous aideront à apprendre les procédures tout en assurant la sécurité de l’animal et le succès de l’expérience.

Commençons par la discussion sur le moment où ces voies sont généralement utilisées et les choses à garder à l’esprit avant de commencer à effectuer ces techniques d’administration spécialisées.

Les injections intradermiques sont utilisées pour délivrer un article dans l’espace entre l’épiderme et le derme Cette voie est généralement réservée à l’évaluation de l’inflammation, au diagnostic du flux sanguin cutané ou aux réactions allergiques à un antigène. Comme pour les autres voies, la solution intradermique doit également être préparée à l’aide de la technique stérile. Et il doit être physiologiquement tamponné pour avoir un pH neutre afin d’éviter la nécrose tissulaire au site d’injection. Un système sans moyeu avec une aiguille de calibre 25-30 est souvent utilisé pour cette injection. Ce système permet de préserver le volume d’administration, qui est de l’ordre de 50 à 100 microlitres par site d’injection. L’injection d’un excès peut entraîner une nécrose ou une fuite indésirable de composé en raison de la pression.

La voie intranasale est souvent choisie pour l’administration locale de vaccins ou de spray décongestionnant, ainsi que pour l’administration systémique et le SNC. La muqueuse qui tapisse la cavité nasale est riche en vaisseaux sanguins et en nerfs qui permettent une absorption systémique rapide et un ciblage direct du SNC. Il s’agit d’une méthode non invasive qui nécessite une formation et des compétences minimales, ainsi qu’un équipement simple - une micropipette calibrée et des pointes jetables. Les volumes d’administration pour les rats ne doivent pas dépasser 40-100 microlitres donnés en gouttes de 6-10 microlitres. Et pour les souris, le volume total maximum est de 24 microlitres donnés en gouttes de 3-4 microlitres.

Bien que l’anesthésie ne soit pas nécessaire pour cette procédure, elle présente certains avantages par rapport à l’administration intranasale chez les animaux conscients 1) elle facilite le placement correct du composé au niveau des narines, assurant un dosage précis 2) élimine la possibilité que l’animal morde l’équipement de dosage 3) s’assure qu’il n’y a pas de blessure au tissu nasal, aux yeux, ou la peau du visage en raison de secousses de la tête, et 4) l’animal est moins susceptible de renifler et de pulvériser le composé des narines lors de l’administration.

Les injections intracrâniennes chez les souris et les rats adultes utilisent l’utilisation d’un équipement stéréotaxique, qui est décrit dans une vidéo de la collection « Essentials of Neurosciences ». L’équipement assure un bon positionnement et une profondeur d’injection correcte. Ici, nous nous concentrerons sur l’administration intracrânienne chez les souris et les rats nouveau-nés chez qui le crâne est suffisamment mince pour être injecté directement à travers celui-ci, et peut être trop fragile pour supporter le dispositif stéréotaxique. Les principaux objectifs de cette technique sont d’administrer des agents pharmacologiques du SNC directement dans le SNC et d’éviter les effets rencontrés par toute voie systémique. Le calibre de l’aiguille, la longueur et le volume d’administration sont déterminés en fonction de l’espèce et de l’âge des petits. Notez qu’à mesure que l’âge de l’animal augmente, le nombre de jauges diminue, la longueur d’aiguille requise augmente et le volume d’administration maximal recommandé augmente également.

Avec ces informations de base à l’esprit, approfondissons les procédures de ces méthodes d’injection. Tout d’abord, la technique d’administration intradermique. Cette procédure doit être effectuée chez des animaux anesthésiés. Visionnez une autre vidéo de cette collection pour comprendre les procédures d’induction et d’entretien de l’anesthésie.

Une fois l’animal anesthésié, rasez le site d’injection à l’aide d’un rasoir électrique ou d’une crème dépilatoire. À l’aide d’une gaze imbibée d’eau, retirez soigneusement les poils persistants du site. Ensuite, avec un autre tampon de gaze, appliquez une solution antiseptique topique sur la zone rasée. Pour l’administration, stabilisez d’abord la peau au site d’injection en l’étirant entre le pouce et l’index.

Placez maintenant le biseau de l’aiguille sur la peau et insérez-le doucement juste au-delà du biseau de sorte que l’ouverture se trouve entre l’épiderme et les couches du derme. Injectez ensuite lentement et notez qu’il crée une bulle dans la peau. Si l’aiguille est insérée trop profondément, aucune bulle ne se formera. Après l’injection, faites une pause pour permettre à la peau de s’étirer et de s’ajuster, puis retirez l’aiguille lentement. Ne tirez pas sur le piston à tout moment, car vous aspireriez le tissu et causeriez un traumatisme au site d’injection. De plus, n’essuyez pas et n’épongez pas le site d’injection, car cela pourrait provoquer une fuite de la substance injectée. Lorsque vous effectuez plusieurs injections, assurez-vous de les espacer suffisamment pour que les bulles ne se chevauchent pas.

Ensuite, apprenons la procédure d’administration intranasale chez les animaux conscients et anesthésiés.

Pour les animaux éveillés, retenez-les en ébouriffant la peau au niveau de la nuque, puis maintenez l’animal en position verticale avec la tête immobilisée. Veillez à ne pas contracter la poitrine, car cela pourrait entraver la capacité de l’animal à prendre des respirations suffisamment profondes pour aspirer le liquide dans les poumons. À l’aide d’une micropipette, administrez une partie de la solution en plaçant une petite goutte de liquide au niveau de l’ouverture nasale. L’animal inhalera la gouttelette. Répétez ce processus, en alternant entre les deux ouvertures nasales jusqu’à ce que tout le volume à administrer ait été donné. Rappel - le volume total d’administration ne doit pas dépasser 24 μl et 100 ° l chez les souris et les rats, respectivement.

Pour les souris et les rats anesthésiés, placez l’animal en position couchée dorsale. Cette position est idéale pour l’administration du SNC car elle permet une meilleure absorption du composé. Faites pivoter la tête de l’animal et administrez la moitié du composé directement dans un côté de l’ouverture nasale, en le synchronisant avec l’inhalation. Ensuite, tournez la tête de l’animal pour la position en vue de la prochaine administration. Après environ 2 respirations, administrez le volume restant dans la deuxième ouverture nasale. Après l’administration complète, remettez l’animal dans sa cage.

Ensuite, passons en revue la procédure d’administration intracrânienne pour les souris et les rats nouveau-nés. Avant de commencer la procédure, placez la cage avec les chiots et le barrage sur un coussin chauffant électrique réglé à basse température. Assurez-vous qu’une partie de la cage n’est pas du coussin chauffant. Il s’agit d’éviter l’hypothermie et, en même temps, de permettre au barrage de s’éloigner de la chaleur si elle le souhaite. Ensuite, sélectionnez un calibre d’aiguille adapté à l’âge de l’animal. Rappelez-vous, le calibre de l’aiguille ; la longueur de l’aiguille, qui est utilisée pour contrôler la profondeur de l’aiguille lors de l’injection intracrânienne ; et le volume d’administration... Tous varient selon l’âge et l’espèce de l’animal.

La longueur est ajustée à l’aide d’une protection. Pour préparer cette protection, mesurez l’aiguille correcte contre son capuchon et faites une marque. Ensuite, placez une deuxième marque sur le capuchon pour indiquer où il sera coupé. La distance entre les deux marques est la longueur d’aiguille souhaitée. Ensuite, coupez le capuchon avec une lame de rasoir. N’utilisez pas de ciseaux car ils écraseront le capuchon et ne produiront pas une coupe nette et de niveau. C’est le « protège-aiguille ». Jetez l’aiguille utilisée pour créer le protecteur, car elle n’est plus stérile, et insérez plutôt une nouvelle aiguille dans le protecteur et assurez-vous que la bonne longueur est exposée. Ensuite, à l’aide d’une autre aiguille attachée à la seringue appropriée, prélevez la substance injectable. Une aiguille différente est utilisée pour ce faire, car le placement dans le bouchon émoussera considérablement ces aiguilles de calibre fin, ce qui n’est pas idéal pour l’administration intracrânienne. Ensuite, placez la seringue remplie sur l’aiguille avec le protecteur. Le système est maintenant prêt pour une injection.

Pour les chiots de plus de 10 jours, administrer une anesthésie par inhalation. Les chiots de moins de 10 jours n’ont pas besoin d’être anesthésiés. Pour effectuer l’injection, localisez d’abord le site, qui se trouve à 5 mm derrière l’œil et à environ 3 mm de la ligne médiane du crâne. Ensuite, insérez l’aiguille à la profondeur permise par le protège-aiguille. Ensuite, injectez de manière lente et régulière pour éviter un traumatisme au cerveau. Retirez l’aiguille immédiatement et avec beaucoup de soin pour éviter de blesser le tissu cérébral. Enfin, remettez l’animal dans le barrage pour permettre une bonne récupération.

Passons maintenant en revue certaines expériences menées aujourd’hui dans les laboratoires qui utilisent ces voies d’administration peu courantes.

Une injection intradermique est souvent utilisée pour étudier la réaction inflammatoire de la peau. Dans cette expérience, les chercheurs ont utilisé cette méthode pour injecter un allergène dans une oreille et une substance neutre dans l’oreille opposée d’une souris présensibilisée. Ensuite, ils ont administré un colorant bleu dans le système circulatoire de l’animal pour examiner les changements de perméabilité vasculaire dus à l’injection d’allergènes.

Comme mentionné précédemment, l’une des applications de l’administration intranasale est l’administration de vaccins. Ici, les scientifiques ont utilisé cette voie pour administrer un vaccin antigrippal vivant atténué génétiquement modifié à des souris de type sauvage et transgéniques et ont étudié l’immunité muqueuse via la production d’un type spécifique de lymphocytes T.

Enfin, ces recherches biomédicales ont utilisé l’administration intracrânienne pour implanter des cellules cancéreuses chez des souris immunodéprimées, afin de créer un modèle de tumeur cérébrale humaine. L’efficacité de l’injection a ensuite été analysée à l’aide d’un système d’imagerie in vivo.

Vous venez de regarder la vidéo de JoVE sur certaines des méthodes spéciales d’administration de composés chez les souris et les rats de laboratoire. Vous devez maintenant comprendre quand ces procédures sont utiles, les considérations à prendre en compte avant et pendant la mise en œuvre de ces techniques, ainsi que les étapes essentielles de la procédure pour s’assurer que l’administration a un impact minimal sur la santé de l’animal et sur les données expérimentales à recueillir. Comme toujours, merci d’avoir regardé !