5.12: Induction et maintien de l’anesthésie

du choix approprié des anesthésiques pour la chirurgie et autres procédures potentiellement douloureux doit être déterminé par un vétérinaire. Ceci est basé sur nombreux aspects, y compris l’étendue et la durée de la procédure, les espèces et variétés, l’âge et l’état physiologique de l’animal.

anesthésiques sont disponibles comme substances inhalées ou injectables. L’anesthésie chirurgicale peut être accompli en utilisant une combinaison d’anesthésiques injectables et inhalants. ²

1. Induction de l’anesthésie inhalant

Inhalant anesthésie comprend l’isoflurane, sevoflurane et desflurane, avec l’isoflurane utilisé plus couramment. Ces anesthésiques sont utilisés plus souvent parce que, avec eux, c’est plus facile de contrôler la profondeur de l’anesthésie. Induction de l’anesthésie à l’aide d’anesthésiques par inhalation peut être accomplie avec une cloche de verre ou une chambre à induction qui est munie d’un vaporisateur précision.

1. Cloche
   1. matériel : une cloche de verre ou un bocal de dessiccation avec une plate-forme perforée en céramique ou en plastique, une boule de coton, un liquide anesthésique (isoflurane, sevoflurane ou desflurane) et une hotte vers l’extérieur.
   2. Préparation
      1. utiliser la cloche sous un capot et pas sur le banc, pour éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques.
      2. Monter la cloche avec la plate-forme en bas, créant un espace entre le fond du bocal et la plate-forme. Cela est nécessaire pour empêcher l’animal d’entrer en contact avec liquide anesthésique.
      3. Gants nitrile Wearing ou autres gants imperméables, saturer le tampon d’ouate avec un anesthésique.
      4. Placer la boule de coton sous la plate-forme dans la cloche de verre.
      5. Fixer le couvercle de la cloche de verre pour éviter l’échappement de la vapeur anesthésique.
   3. Induction
      1. Placer l’animal dans la cloche en poussant le couvercle sur le côté.
      2. Une fois que l’animal est dans le pot, il sera nécessaire d’observer son activité et la respiration pour déterminer la profondeur de l’anesthésie.
      3. L’animal est exposé à l’anesthésie, à effet.
      4. Une fois que l’animal est complètement anesthésié, glissez le couvercle d’un côté, laissant un espace suffisant pour permettre l’introduction d’une main. Saisir la queue, peau du cou ou corps de l’animal anesthésié et retirer doucement de la cloche de verre.
2. Vaporisateurs de précision
   vaporisateurs de précision peuvent être utilisés avec une chambre à induction ou un masque facial. La machine d’anesthésie doit être inspectée avant chaque intervention. L’anesthésie correcte devrait être ajoutée si les niveaux sont faibles. Le système de nettoyage doit être vérifié pour s’assurer que les gaz résiduaires sont entièrement retirés. Pour les systèmes d’anesthésie passive effluents gazeux, la cartouche de nettoyage doit être pesée pour déterminer si elle est toujours en vigueur. En règle générale, une augmentation de poids de 50 grammes au-dessus du poids de départ est le point où la cuve est passée.
   1. Matériel
      1. une chambre à induction, un vaporisateur de précision, un gaz résiduaires d’unité (passive ou active) et un liquid anesthésique (isoflurane, sevoflurane ou desflurane, tel que déterminé par le type de vaporisateur en cours d’utilisation).
   2. Préparation
      1. assembler la chambre induction telle que l’entrée n’est le vaporisateur et la sortie est pour le gaz résiduel nettoyage système.
   3. Induction
      1. Placer l’animal dans la chambre de l’induction. Certaines chambres ont un couvercle coulissant, et d’autres ont un couvercle à charnière qui s’enclenche.
      2. Une fois l’animal est dans la chambre, le débit d’oxygène est démarré et le vaporisateur de précision est mis en marche à un niveau d’induction de 3-4 pour l’isoflurane. Des niveaux inférieurs de livraison anesthésique seront traduira par un plus long temps d’induction.
      3. L’animal est exposé à l’anesthésie, à effet.
      4. Une fois que l’animal est complètement anesthésié, rincer la chambre avec de l’oxygène avant d’enlever l’animal pour éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques. Si la chambre d’induction est placée dans une hotte aspirante, un rinçage avec de l’oxygène n’est pas nécessaire de purger l’anesthésie de la chambre avant ouverture.
      5. Saisir la queue, peau du cou ou corps de l’animal anesthésié et retirer doucement de la chambre de.
3. Masque
   1. l’équipement comprend un cône de nez rongeur ou masque, un vaporisateur de précision, un gaz résiduaires d’unité (passive ou active) et un liquide anesthésique (isoflurane, sevoflurane ou desflurane, tel que déterminé par le type vaporisateur en usage).
   2. Préparation
      1. assembler la coiffe ou masquer telle que l’entrée n’est le vaporisateur, et la sortie est pour le gaz résiduel nettoyage système.
      2. Rongeur machines anesthésiques ont souvent un toggle pour basculer la livraison vapeur anesthésique de la chambre de l’induction au masque ou rongeur coiffe. Assurez-vous que c’est correctement définie pour coiffe anesthésique.
   3. Induction
      1. comme les gaz anesthésiques ont une odeur désagréable, beaucoup d’animaux s’opposera à être masqué pour l’induction. La méthode recommandée consiste à utiliser la boîte de l’induction suivie d’entretien avec le cône de nez. Une fois l’animal ' nez s ou le visage est solidement dans le masque, le débit d’oxygène est démarré et le vaporisateur de précision est mis en marche à un niveau d’induction de 5 pour l’isoflurane. Des niveaux inférieurs de livraison anesthésique seront traduira par un plus long temps d’induction et une augmentation du mal par l’animal.
      2. Il est impératif que l’animal soit contrôlé pour la respiration, car trop ferme une connaissance durant l’induction peut entraîner une asphyxie.
      3. Dès que l’animal commence à se détendre, le nez ou le visage peut être ajustée dans le cône de nez ou le masque et la livraison anesthésique est réduite à un niveau de maintenance de 1,5 à 0,5 pour l’isoflurane lorsqu’on atteint une relaxation complète.

2. Induction de l’anesthésie à l’aide d’anesthésiques injectables

anesthésiques injectables sont principalement un mélange de kétamine et de sédatifs ou de muscle relaxers.

les combinaisons courantes sont : 1) rongeur Cocktail, qui se compose de kétamine (100 mg/ml), la xylazine (20 mg/ml), acépromazine (10 mg/ml) et du sérum physiologique stérile (0,9 % NaCl) ; 2) kétamine/xylazine 2:1, qui se compose de kétamine (100 mg/ml) et de xylazine (20 mg/ml) solution saline stérile (0,9 % NaCl) ; et 3) kétamine/xylazine souris Mix, qui se compose de kétamine (100 mg/ml) et de xylazine (20 mg/ml) solution saline stérile (0,9 % NaCl). Lorsque vous utilisez la liste déroulante kétamine/xylazine, stimuler ne doit se faire avec la kétamine uniquement, pas de xylazine, en raison de la demi-vie de ces drogues.

la combinaison de la kétamine avec des sédatifs et/ou des myorelaxants doit être préparé comme une solution-mère d'où on peuvent tirer des doses individuelles. Les agents doivent être précisément mesurés et diluées avec du sérum physiologique stérile pour s’assurer que des doses appropriées sont administrées aux animaux. Parce que la kétamine est une substance réglementée, le montant utilisé des bouteilles doit être remarqué sur un " journal de drogue contrôlée, " et les mélanges doivent avoir individuels " Substance contrôlée journaux. " lors de la préparation de mélanges, ajouter la kétamine lentement au bouteille, car il a tendance à mousser s’il est injecté avec force. Une bouteille stérile bouché 20 ml est utilisée pour le mélange. Les bouteilles doivent être correctement étiquetés avec le nom de ces composés, la date mixé, la date d’expiration, le numéro de lot de kétamine (comme c’est une substance contrôlée) et le dosage suggéré. La date d’expiration peut être déterminée par la date de l’ingrédient plus tôt à l’expiration (selon les règles et lignes directrices de l’installation/État). Pour la tenue de registres exact de la kétamine, la bouteille vide et la bouteille remplie doivent être pesés. Ensuite, les poids doivent figurer sur l’étiquette du mélange et sur la fiche individuelle de Substance contrôlée Log qui est établie pour chaque bouteille. Stocker des mélanges de kétamine dans une zone sombre, à température contrôlée pour maintenir la puissance.

1. Préparation de rongeur Cocktail
   1. équipement pour la préparation de la solution anesthésique inclut 3 seringues de cc, 12 cc seringue, 22 g x 1 " aiguilles, 1.8 cc de kétamine injectable 100 mg/ml, 1.8 cc de xylazine injectable 20 mg/ml, 0,6 cc d’acépromazine injectable 10 mg/ml, 15,8 cc de sérum physiologique stérile pour injection et d’une étiquette anesthésique.
   2. Tirage jusqu'à 15,8 cc de sérum physiologique stérile et l’injecte dans la bouteille. Utilisez la seringue cc 12 et une seringue cc 3 et éliminer les bulles d’air pour des mesures précises.
   3. Ajoute la bouteille de la kétamine, xylazine et acepromazine.
2. Induction de rongeur Cocktail
   1. en général, Cocktail rongeur est utilisé pour l’anesthésie de la souris. En raison de la variation en réponse aux rongeurs Cocktail chez des rats adultes, il est mieux utilisé chez les rats âgés de moins de 5 semaines. Cocktail de rongeur peut être utilisé en conjonction avec l’anesthésie par inhalation, surtout chez les rats.
   2. Cocktail rongeur est généralement administré à des souris selon leur poids, selon le calcul suivant : (BW x 10) - 50 = microlitres Cocktail rongeur à donner. Cela variera selon le statut de souche, âge et santé.
   3. Cette solution est donnée uniquement par voie intrapéritonéale. S’il est injecté par voie intramusculaire, il peut y avoir une réaction sévère dans les tissus.
3. Préparation de kétamine/xylazine 2:1
   1. Equipements pour la preparation de la solution anesthésique inclut 3 seringues de cc, 22 g x 1 " aiguilles, 10 cc de kétamine injectable 100 mg/ml, 5 cc de xylazine injectable 20 mg/ml, un stérile 20 bouché bouteille ml et une étiquette anesthésique.
   2. Ajoute la bouteille de la kétamine et xylazine.
4. Induction
   1. kétamine/xylazine 2:1 est utilisé pour l’anesthésie pour les rats et peut être utilisé en conjonction avec l’anesthésie par inhalation.
   2. 2:1 de kétamine/xylazine est généralement donné commençant par une dose de 0,3 cc et a augmenté de 0,02 cc avec les événements subséquents anesthésiques. Cela variera selon le statut de souche, âge et santé.
   3. Kétamine/xylazine 2:1 est administré uniquement par voie intramusculaire.
5. Préparation de kétamine/xylazine souris Mix
   1. équipement de kétamine/xylazine souris Mix requis pour la préparation de la solution anesthésique comprend 3 seringues de cc, 22 g x 1 " aiguilles, 3.6 cc de kétamine injectable 100 mg/ml, 0,4 cm xylazine injectable 20 mg/ml, 16 cc physiologique (0,9 % NaCl), une bouteille stérile bouché 20 ml et une étiquette anesthésique.
   2. Ajouter la kétamine et xylazine dans le flacon, qui en fait une solution 9:1 de la kétamine à xylazine.
   3. Ajouter la solution saline dans le flacon, résultant dans un mélange de 1:4 de kétamine/xylazine 9:1 à saline.
6. Induction de kétamine/xylazine souris Mix
   1. mélange de kétamine/xylazine souris peut également être utilisé en conjonction avec l’anesthésie par inhalation.
   2. Mélange de kétamine/xylazine souris est généralement administré à des souris selon leur poids, selon le calcul suivant : (BW x 10) - 50 = microlitres kétamine/xylazine Mix souris à donner. Cela variera selon le statut de souche, âge et santé.
   3. Mélange de kétamine/xylazine souris peut être administré par voie intrapéritonéale.

3. Évaluation de l’anesthésie

profondeur anesthésique peut être évaluée par des essais de la réponse à divers stimuli. Mouvement volontaire entraînera des stimuli physiques du corps. Voir le tableau 1 pour une liste de méthodes physiques utilisés pour l’évaluation de la profondeur anesthésique.

Table 1. Méthodes des stimuli physiques pour évaluer la profondeur de l’anesthésie. ²

indicateurs physiologiques tels que la fréquence cardiaque, fréquence respiratoire, la pression artérielle, couleur de la muqueuse et temps de remplissage capillaire devraient également être utilisés. Observations générales peuvent être utiles pour détecter des changements dans la fréquence respiratoire des animaux, afin d’utiliser la fréquence cardiaque ou la tension artérielle pour l’évaluation de la profondeur, un équipement spécialisé est nécessaire. Si un électrocardiographe est disponible, la vitesse et la force des battements de coeur peuvent être mesurées. Pour mesurer la tension artérielle, il existe une variété de dispositifs qui sont montés sur la queue ou même sur tout le corps. Des stimuli physiques tel que décrit dans le tableau 1 entraînera une hausse dans les trois de ces paramètres.

la couleur de la muqueuses, yeux, oreilles, bouche, nez, anus, et -dans une moindre mesure-les pattes et la queue sont observées pour des changements. Les domaines devraient être roses, indiquant la respiration adéquate et la fonction cardiaque. Lorsque l’animal se déplace à l’anesthésie de stade IV, la respiration cesse, résultant en une cyanose-indiquée par un bleu ou gris couleur-pour les muqueuses et la peau environnante.

temps de remplissage capillaire est défini comme la quantité de temps nécessaire pour la couleur revenir à l’utilisation d’une lit capillaire externe après elle a été blanchie par l’application d’une pression sur la zone. Un bâtonnet applicateur ou un doigt appuie sur les gencives, pinna ou lits d’ongle des animaux anesthésiés. Le nombre de secondes qu’il faut pour la zone blanchie revenir à une couleur rose ne soient pas plus thun 1-2 secondes. Un temps de recharge prolongée suggère une réduction de la fréquence cardiaque ou la force des contractions cardiaques, indiquant que l’animal peut être trop profondément anesthésié et proche de la mort.

il est important d’utiliser plusieurs paramètres différents pour évaluer la profondeur de l’anesthésie. En utilisant le même orteil ou oreille pour pincées répétées se désensibiliser la zone, et la réponse sera réprimée et ne donnent pas une évaluation précise de la profondeur de l’anesthésie. Utiliser des sites alternatifs pour orteil et oreille pincent les quotes-parts. Profondeur de l’anesthésie doit être réévaluée toutes les 10-30 minutes tout au long de la chirurgie. ²

ont démontré qu’il y a des changements cardiorespiratoires chez un animal anesthésié. Tandis qu’anesthésiés avec médicaments injectables, les animaux connaissent un taux respiratoire stable ; Cependant, ils démontrent la variabilité cardiaque. La réponse aux anesthésiques injectables a été signalée à varier considérablement entre les différentes souches, ainsi il est difficile de normaliser la posologie. ⁷ agents inhalants tendent à diminuer la fréquence respiratoire, mais ont un impact moindre sur le système cardiovasculaire. Comme le dosage de l’inhalant anesthésie est facilement réglable pendant toute la durée de la procédure, il est souvent préférable.

L’induction et le maintien de l’anesthésie font partie intégrante des soins vétérinaires des animaux de laboratoire subissant toute forme d’intervention chirurgicale. Le but de l’anesthésie est d’immobiliser adéquatement l’animal et d’atténuer toutes les sensations de douleur. En plus de l’induction, une surveillance précise et constante est nécessaire pour maintenir en toute sécurité la profondeur correcte de l’anesthésique tout au long de la procédure.

Dans cette vidéo, nous aborderons d’abord brièvement les niveaux d’anesthésie des rongeurs et l’étape à atteindre. Ensuite, nous passerons en revue les différentes méthodes d’induction et de maintenance, les différentes façons de s’assurer que l’animal est toujours au stade d’anesthésie souhaité, et enfin quelques expériences réelles impliquant l’utilisation de différents anesthésiques à des fins variées.

Commençons par discuter des niveaux. Il y a quatre stades d’anesthésie et quatre plans à l’intérieur du stade trois ou stade chirurgical.

Au cours de la première étape, l’animal devient désorienté. La deuxième étape est marquée par une fréquence respiratoire irrégulière et une perte du réflexe de redressement. Dans le premier plan du stade trois, les réflexes palpébral et de déglutition sont absents. Au cours du deuxième plan, les réflexes laryngé et cornéen sont perdus. Jusqu’à présent, l’anesthésique n’a pas induit d’amnésie ou d’analgésie.

C’est dans le troisième plan que l’amnésie et l’analgésie passent de partielles à complètes, et que l’animal est complètement anesthésié pour une intervention chirurgicale. Le plan trois est également signifié par la paralysie des muscles intercostaux, ce qui entraîne une respiration diaphragmatique qui est une respiration superficielle. Dans le quatrième plan, l’animal a été surdosé et peut passer rapidement au quatrième stade, où il y a une paralysie complète des muscles intercostaux et du diaphragme, ce qui peut provoquer un arrêt respiratoire et finalement conduire à la mort.

Les anesthésiques sont disponibles sous forme d’inhalant ou d’injectable, et un vétérinaire doit décider quoi utiliser pour la procédure à effectuer. Ce choix est basé sur de nombreux aspects, notamment : l’étendue et la durée de la procédure, l’espèce et la souche, l’âge et l’état physiologique de l’animal.

La classe des anesthésiques inhalés couramment utilisés comprend des composés tels que l’isoflurane, le sévoflurane et le desflurane. Ces composés permettent un contrôle facile de la profondeur de l’anesthésie. Il existe quelques options d’équipement parmi lesquelles on peut choisir pour administrer des anesthésiques inhalés.

L’un des choix est une cloche, qui doit être utilisée sous le capot - et non sur le banc - pour éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques. Assemblez le pot à l’aide d’une plate-forme perforée en céramique ou en plastique, créant un espace entre le fond du bocal et la plate-forme. Ensuite, tout en portant des gants imperméables, saturez une boule de coton d’anesthésique et placez-la sous la plate-forme pour qu’elle repose au fond du bocal. Ensuite, verrouillez immédiatement le couvercle pour empêcher la vapeur anesthésique de s’échapper. Pour placer l’animal, faites glisser le couvercle d’un côté, introduisez l’animal et fixez-le immédiatement. Ensuite, observez l’activité et les respirations pour déterminer la profondeur de l’anesthésie et exposez l’animal à l’inhalant pour faire effet. Notez que la plateforme sert de barrière et empêche l’animal d’entrer en contact direct avec l’anesthésique liquide.

Une alternative à la cloche est une chambre d’induction utilisée en conjonction avec une machine de vaporisation de précision connectée à un réservoir d’oxygène. La première étape consiste à s’assurer que le vaporisateur est rempli d’une quantité appropriée d’anesthésique liquide. Ensuite, vérifiez le système de récupération des gaz résiduaires. S’il s’agit du système passif couramment utilisé, pesez la cartouche pour déterminer s’il est toujours efficace. Généralement, une augmentation de cinquante grammes au-dessus du poids de départ est le point auquel la cartouche est épuisée. L’étape suivante consiste à assembler la chambre d’induction. Assurez-vous que l’entrée provient du vaporisateur et que la sortie est destinée au système de récupération des gaz résiduaires.

Pour commencer, placez l’animal dans la chambre d’induction et fixez le couvercle. Une fois que l’animal est dans la chambre, commencez d’abord le débit d’oxygène à raison de 1 litre par minute, puis ajustez le réglage de précision du vaporisateur à un niveau d’induction de 3-4 % pour l’isoflurane. Comme une cloche, exposez l’animal à l’anesthésique pour l’effet. Une fois que l’animal est complètement anesthésié, rincez la chambre avec de l’oxygène en éteignant l’isoflurane avant de retirer doucement l’animal. Il s’agit d’éviter l’exposition du personnel aux gaz anesthésiques.

Une autre méthode d’induction de l’anesthésie consiste à utiliser un cône nasal ou un masque facial également connecté au vaporisateur de précision. Cependant, comme les gaz anesthésiques ont une odeur désagréable, les animaux peuvent s’opposer à être masqués pour l’induction. De plus, il existe également un risque de provoquer une asphyxie en raison d’une prise trop ferme. Par conséquent, la méthode préférée consiste à utiliser la boîte d’induction ou le cloche pour induire une anesthésie suivie d’un entretien avec le cône nasal. Le plus souvent, l’assemblage est tel que le cône et la chambre d’induction sont tous deux connectés au même vaporisateur avec une bascule entre les deux pour basculer la distribution de vapeur anesthésique de la chambre d’induction au cône nasal et vice versa. Après avoir anesthésié l’animal dans la chambre, fixez son visage dans le cône et allumez la bascule du tube pour rediriger le flux de gaz vers le cône nasal. Surveillez la respiration et, après avoir vérifié que l’animal est détendu, réduisez l’anesthésique à un niveau de maintien de 0,5 à 1,5 %. Appliquez également une pommade ophtalmique sur les yeux pour prévenir le dessèchement de la cornée.

Pour les anesthésiques injectables, un mélange de kétamine et d’autres sédatifs ou relaxants musculaires, y compris la xylazine et/ou l’acépromazine. Différentes combinaisons peuvent être préparées à l’aide de ces composés. Voir le texte ci-dessous pour les ratios couramment utilisés. Notez que la kétamine est une substance contrôlée et que, par conséquent, la quantité utilisée doit être notée sur le registre des drogues contrôlées et que les mélanges doivent avoir leurs propres registres de substances contrôlées. En fonction de l’espèce, de l’âge et de l’état de santé de l’animal, le mélange et la dose de l’anesthésique sont choisis et la solution peut être injectée par voie intrapéritonéale ou intramusculaire. Habituellement, les anesthésiques par injection et par inhalation sont utilisés en combinaison pour réaliser une anesthésie chirurgicale.

Maintenant que vous savez comment induire une anesthésie, apprenons l’évaluation de la profondeur de l’anesthésie, qu’il est important de surveiller toutes les 10 à 30 minutes pour s’assurer que l’animal n’est pas blessé pendant la procédure. Il existe plusieurs méthodes pour le faire chez les rongeurs.

Une méthode couramment utilisée est le pincement des orteils. Étendez la patte de l’animal et isolez la sangle entre les orteils. Ensuite, pincez fermement la zone à l’aide des ongles ou d’une pince atraumatique. Un réflexe positif est indiqué par la rétraction de la jambe ou le retrait du pied. Une autre méthode est le pincement de la queue effectué à l’extrémité de la queue. Une réaction positive se manifeste par des contractions ou un mouvement de la queue. Vous pouvez également pincer le bout du pavillon, et s’il y a des secousses de la tête ou un mouvement des moustaches vers l’avant, l’animal n’est pas dans le plan chirurgical de l’anesthésie.

Pour vérifier la profondeur de l’anesthésie, on peut également toucher le canthus médial ou le coin interne de l’œil pour susciter le réflexe palpébral - indiqué par un clignement des yeux en réponse au toucher des paupières. Même s’il y a un mouvement des paupières, des moustaches ou une augmentation marquée de la respiration, l’animal n’est pas dans le plan chirurgical de l’anesthésie.

Enfin, on peut vérifier le réflexe cornéen en touchant la cornée avec un doigt ganté ou un applicateur à bout de coton. Une réponse positive est indiquée par un clignement des yeux.

Il est important d’alterner entre les sites pour évaluer la profondeur de l’anesthésique. L’utilisation du même orteil ou de la même oreille pour des pincements répétés désensibilisera la zone et la réponse sera réprimée et ne donnera pas une évaluation précise de la profondeur de l’anesthésique.

En plus de ces méthodes d’évaluation des stimuli physiques, il faut également surveiller les indicateurs physiologiques, notamment la fréquence cardiaque, la fréquence respiratoire, la pression artérielle, la couleur des muqueuses et le temps de remplissage des capillaires. Bien que les observations générales puissent être utiles pour détecter les changements dans la fréquence respiratoire, pour utiliser la fréquence cardiaque pour l’évaluation en profondeur, un équipement spécialisé comme l’électrocardiographe peut être utilisé. Pour mesurer la pression artérielle, il existe une variété d’appareils qui peuvent être installés sur la queue ou même sur tout le corps. La couleur des muqueuses, des yeux, des oreilles, de la bouche, du nez, de l’anus, des pattes et de la queue peut également indiquer la profondeur de l’anesthésique. Ces zones doivent être roses, ce qui suggère une respiration et un rythme cardiaque adéquats.

Pour vérifier le temps de remplissage capillaire, appuyez sur le pavillon des animaux anesthésiés, et comptez le nombre de secondes qu’il faut pour que la zone blanchie reprenne une couleur rose. Cela ne devrait pas durer plus de 1 à 2 secondes. Un temps de remplissage prolongé suggère une réduction de la fréquence cardiaque ou de la force de la contraction cardiaque, indiquant que l’animal est peut-être trop profondément anesthésié et proche de la mort. Après avoir retiré l’animal de l’anesthésie, il ne doit pas être renvoyé au logement avant d’être remis de l’anesthésie, à moins qu’il ne soit surveillé en permanence dans la zone d’hébergement.

Maintenant que nous avons appris les principes et les procédures de l’induction et de l’entretien de l’anesthésie chez les rongeurs, examinons quelques-unes des applications fréquentes des anesthésiques dans la recherche biomédicale aujourd’hui.

L’utilisation la plus courante de l’anesthésie des rongeurs est probablement avant et pendant la chirurgie. Par exemple, les chercheurs ont voulu développer un modèle d’accident vasculaire cérébral causé par la formation de caillots dans le cerveau. Pour y parvenir, ils ont induit une anesthésie chez la souris, puis ont percé le crâne pour créer une fenêtre mince. Et alors que l’animal était encore sous sédation, ces scientifiques ont injecté un colorant photosensible dans la circulation. Ensuite, ils ont induit une photoactivation à l’aide d’un laser à travers le crâne percé pour provoquer la formation d’un caillot dans le système vasculaire crânien.

Une autre instance dans laquelle une anesthésie chez les rongeurs est nécessaire est la réalisation d’une analyse physiologique. Par exemple, les scientifiques utilisent souvent des électrodes ECG sur des animaux anesthésiés pour surveiller l’activité cardiaque. Ou ils utilisent des sondes à ultrasons pour déterminer la vitesse de mouvement du diaphragme afin de quantifier plus précisément la fréquence respiratoire.

Enfin, l’utilisation de l’anesthésie est obligatoire lors de la réalisation d’expériences de survie in utero. Par exemple, l’électroporation in utéro - une méthode dans laquelle une femelle enceinte est anesthésiée, une incision est pratiquée pour exposer les embryons en développement et des électrodes sont utilisées pour induire l’absorption cellulaire embryonnaire du matériel génétique injecté.

Vous venez de regarder la vidéo de JoVE sur l’administration et l’entretien de l’anesthésie. Étant donné que l’anesthésie des rongeurs facilite l’exécution d’un si large éventail d’expériences biologiques, il est impératif que chaque scientifique possède la compétence d’induire et de maintenir la profondeur anesthésique correcte tout au long d’une expérience. Comme toujours, merci d’avoir regardé !