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Advanced Biology

Transformation des cellules E. coli en utilisant le chlorure de calcium

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Microbiology

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Transformation of E. coli Cells Using an Adapted Calcium Chloride Procedure

6.9: Plaque Assay: A Method to Determine Viral Titer as Plaque Forming Units (PFU)

6.11: Conjugation: A Method to Transfer Ampicillin Resistance from Donor to Recipient E. coli

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10:54 min

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April 30, 2023

Overview

Source: Natalia Martin¹, Andrew J. Van Alst¹, Rhiannon M. LeVeque¹, et Victor J. DiRita¹
¹ Département de microbiologie et de génétique moléculaire, Michigan State University

Les bactéries ont la capacité d’échanger du matériel génétique (acide déoxyribonucléique, ADN) dans un processus connu sous le nom de transfert horizontal de gènes. L’incorporation d’ADN exogène fournit un mécanisme par lequel les bactéries peuvent acquérir de nouveaux traits génétiques qui leur permettent de s’adapter aux conditions environnementales changeantes, telles que la présence d’antibiotiques ou d’anticorps (1) ou de molécules présentes dans les habitats naturels (2). Il existe trois mécanismes de transfert horizontal de gènes : la transformation, la transduction et la conjugaison (3). Ici, nous allons nous concentrer sur la transformation, la capacité des bactéries à prendre l’ADN libre de l’environnement. En laboratoire, le processus de transformation comporte quatre étapes générales : 1) Préparation de cellules compétentes, 2) Incubation de cellules compétentes avec ADN, 3) Récupération des cellules, et 4) Placage des cellules pour la croissance des transformateurs (figure 1).

Figure 1 : Étapes générales du processus de transformation. Le processus de transformation comporte quatre étapes générales : 1) Préparation de cellules compétentes, 2) Incubation avec ADN, 3) Récupération des cellules et 4) Cellules de placage pour la croissance des transformateurs.

Pour que la transformation se produise, les bactéries récepteuses doivent être dans un état connu sous le nom de compétence. Certaines bactéries ont la capacité de devenir naturellement compétentes en réponse à certaines conditions environnementales. Cependant, beaucoup d’autres bactéries ne deviennent pas compétentes naturellement, ou les conditions pour ce processus sont encore inconnues. La capacité d’introduire l’ADN dans les bactéries a une gamme d’applications de recherche: pour générer plusieurs copies d’une molécule d’ADN d’intérêt, d’exprimer une grande quantité de protéines, comme un composant dans les procédures de clonage, et d’autres. En raison de la valeur de la transformation à la biologie moléculaire, il existe plusieurs protocoles visant à rendre les cellules artificiellement compétentes lorsque les conditions de compétence naturelle sont inconnues. Deux méthodes principales sont utilisées pour préparer des cellules artificiellement compétentes : 1) par le traitement chimique des cellules et 2) l’exposition des cellules aux impulsions électriques (électroporation). Le premier utilise différents produits chimiques selon la procédure pour créer une attraction entre l’ADN et la surface cellulaire, tandis que le second utilise des champs électriques pour générer des pores dans la membrane cellulaire bactérienne par laquelle les molécules d’ADN peuvent entrer. L’approche la plus efficace pour la compétence chimique est l’incubation avec des cations divalentes, plus particulièrement le calcium (Ca²⁾(4,5) La compétence induite par le calcium est la procédure qui sera décrite ici (6). Cette méthode est principalement utilisée pour la transformation des bactéries Gram-négatives, et qui sera au centre de ce protocole.

La procédure de transformation chimique implique une série d’étapes dans lesquelles les cellules sont exposées à des cations pour induire la compétence chimique. Ces étapes sont ensuite suivies d’un changement de température – choc thermique – qui favorise l’apport d’ADN étranger par la cellule compétente (7). Les enveloppes de cellules bactériennes sont chargées négativement. Chez les bactéries Gram-négatives comme Escherichia coli, la membrane externe est chargée négativement en raison de la présence de lipopolysaccharide (LPS) (8). Il en résulte la répulsion des molécules d’ADN de même charge négative. Dans l’induction chimique de compétence, les ions de calcium positivement chargés neutralisent cette répulsion de charge permettant l’absorption d’ADN sur la surface de cellules (9). Le traitement du calcium et l’incubation avec de l’ADN se font sur la glace. Par la suite, une incubation à des températures plus élevées (42 oC), le choc thermique, est effectuée. Ce déséquilibre de température favorise encore plus l’apport d’ADN. Les cellules bactériennes doivent être à la phase de croissance mi-exponentielle pour résister au traitement de choc thermique ; dans d’autres stades de croissance, les cellules bactériennes sont trop sensibles à la chaleur, ce qui entraîne une perte de viabilité qui diminue considérablement l’efficacité de la transformation.

Différentes sources d’ADN peuvent être utilisées pour la transformation. Typiquement, les plasmides, petites molécules circulaires d’ADN à double brin, sont utilisés pour la transformation dans la plupart des procédures de laboratoire dans E. coli. Pour que les plasmides soient maintenus dans la cellule bactérienne après la transformation, ils doivent contenir une origine de réplication. Cela leur permet d’être reproduits dans la cellule bactérienne indépendamment du chromosome bactérien. Toutes les cellules bactériennes ne se transforment pas au cours de la procédure de transformation. Ainsi, la transformation donne un mélange de cellules transformées et de cellules non transformées. Pour distinguer entre ces deux populations, une méthode de sélection pour identifier les cellules qui ont acquis le plasmide est utilisée. Les plasmides contiennent habituellement des marqueurs sélectionnables, qui sont des gènes codant un trait qui confère un avantage pour la croissance (c.-à-d. résistance à un antibiotique ou chimique ou sauvetage d’une auotrophie de croissance). Après la transformation, les cellules bactériennes sont plaquées sur des supports sélectifs, ce qui ne permet que la croissance des cellules transformées. Dans le cas des cellules transformées avec un plasmide conférant une résistance à un antibiotique donné, les médias sélectifs seront des supports de croissance contenant cet antibiotique. Plusieurs méthodes différentes peuvent être utilisées pour confirmer que les colonies cultivées dans les milieuis sélectifs sont des transformateurs (c’est-à-dire ont incorporé le plasmide). Par exemple, les plasmides peuvent être récupérés dans ces cellules à l’aide de méthodes de préparation au plasmide (10) et digérés pour confirmer la taille du plasmide. Alternativement, la colonie PCR peut être utilisée pour confirmer la présence du plasmide d’intérêt (11).

L’objectif de cette expérience est de préparer des cellules chimiquement compétentes E. coli DH5MD, en utilisant une adaptation de la procédure de chlorure de calcium (12), et de les transformer avec le plasmide pUC19 pour déterminer l’efficacité de la transformation. La souche E. coli DH5Estest une souche couramment utilisée dans des applications de biologie moléculaire. En raison de son génotype, en particulier le recA1 et endA1, cette souche permet une stabilité accrue de l’insertion et d’améliorer la qualité de l’ADN plasmide dans les préparations ultérieures. Étant donné que l’efficacité de transformation diminue avec l’augmentation de la taille de l’ADN, le plasmide pUC19 a été utilisé dans ce protocole en raison de sa petite taille (2686 bp) (voir https://www.mobitec.com/cms/products/bio/04_vector_sys/standard_cloning_vectors.html pour un carte vectorielle). pUC19 confère une résistance à l’ampicilline et donc, c’était l’antibiotique utilisé pour la sélection.

Procedure

Ce protocole décrit la préparation et la transformation de e. coli DH5compétent compétent à l’aide d’une adaptation de la procédure de chlorure de calcium (12).

1. Mise en place

équipement
- Spectrophotomètre
- Sorval Centrifuge (ou équivalent)
- Centrifugeuse benchtop
- Bloc de chaleur ou bain d’eau
- Shaker orbital
- Incubateur stationnaire
- Plateau de coulée de gel
- Peignes de puits
- Source de tension
- Boîte de gel
- Source de lumière UV
- micro-ondes
Solutions et réactifs
- Bouillon Luria-Bertani (LB) (10 g d’hydrolysate enzymique de caséine, 5 g d’extrait de levure et 5 g de chlorure de sodium en 1000 ml de H₂O)
- Super Optimal bouillon avec répression Catabolite (SOC): (2% (w/v) tryptone, 0.5% (w/v) extrait de levure, 10 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 10 mM MgCl₂, 10 mM MgSO₄, et 20 mM de glucose)
- CaCl₂-MgCl₂ (80 mM MgCl₂, 20 mM CaCl₂) solution.
- M CaCl₂ solution (si les cellules seront transformées immédiatement) ou 0,1 M CaCl₂ solution contenant 10% (v / v) de glycérol (si les cellules seront congelées pour une utilisation future).
- Plaques d’agar LB
- Plaques sélectives lb agar (pour cette expérience, puisque le plasmide utilisé confère une résistance à l’ampicilline, des plaques d’agar LB contenant de l’ampicilline 100 g/mL ont été utilisées)
- Souche E. coli DH5MD
- Plasmid pUC19 ADN (100 pg/ l)
- Kit miniprep QIAprep Spin (Qiagen)
- Hind Hind ENZYME de restriction III
- 1 kb plus échelle d’ADN
- Point de fusion basse Agarose
- 1X tampon TAE (40 mM Base Tris, 20 mM d’acide acétique et 1 mm EDTA)
- Bromure d’ethidium (10mg/mL)
Notes générales de sécurité
E. coli DH5MD est classé niveau de biosécurité 1 (BSL1). Les microbes de cette catégorie présentent peu ou pas de menace d’infection chez les adultes en bonne santé. Cependant, une manipulation soigneuse du micro-organisme est nécessaire.

IMPORTANT toutes les étapes de ce protocole doivent être effectuées à l’aide de techniques aseptiques et sur la glace ou des températures de 4 oC, sauf indication contraire.

2. Protocole

À partir d’un stock congelé d’E. coli DH5MD (congelé à 20 % de glycérol à partir d’une culture de nuit cultivée en LB), les bactéries s’écriapour l’isolement sur une plaque d’agar LB. Incuber à 37oC pendant la nuit (16-20 heures).
Inoculer une seule colonie en 3 ml de bouillon LB dans un tube. Croissance en secousses à 210 tr/min à 37 oC pendant la nuit (16-20 heures).
Mesurer l’OD600 de la culture du jour au lendemain. Utilisez la culture de la nuit pour inoculer 100 ml de bouillon LB dans un flacon de 1 litre à un OD600-0,01. Incuber la culture en secouant vigoureusement (210 tr/min) à 37 oC de surveillance OD600 dans le spectrophotomètre toutes les 15-20 min, jusqu’à ce que la culture atteigne OD600-0,35 (environ 3 heures).
REMARQUE : Pour que la transformation soit efficace, les cellules bactériennes doivent être en phase de croissance à mi-exponentielle. Le nombre maximal de cellules doit être de 10⁸ cellules/mL, ce qui correspond pour la plupart des souches d’E. coli à OD600-0,4. L’utilisation du spectrophotomètre permet de mesurer l’OD600, ce qui permet de déterminer que les cellules sont au stade de croissance approprié. Si ce protocole sera utilisé pour d’autres souches de bactéries, l’étalonnage pour déterminer le nombre de colonies formant des unités à des valeurs OD600 spécifiques sera nécessaire pour déterminer cette corrélation.
Transférer les 50 ml de la culture à chacune des 2 bouteilles de centrifugeuse en polypropylène glacée. Placer les bouteilles sur la glace pendant 20 min pour refroidir.
Récupérer les cellules par centrifugation à 2700g (4100 tr/min dans un rotor Sorval GSA) pendant 10 min à 4oC.
Retirez le supernatant. Égoutter les dernières traces de supports en plaçant la bouteille à l’envers sur un tampon ou un essuie-tout.
Resuspendre chaque granule bactérien en 30 ml d’une solution caCl2-MgCl₂ (80 mM MgCl 2 , 20 mM CaCl₂) solution glacée. D’abord ajouter 5 ml de la solution, tourbillonner soigneusement jusqu’à ce que le granule soit complètement dissous, puis ajouter les 25 ml de solution restantes.
Répétez l’étape 2.4.
Répétez l’étape 2.5.
Si des cellules compétentes doivent être transformées directement, resuspendre chaque granule bactérienne en 2 ml d’une solution de glace CaCl₂ (0,1 M) en faisant tourbillonner soigneusement les tubes. Si le granule n’est pas suspendu avec cette méthode, resuspendre en pipetting doucement de haut en bas (en évitant la formation de bulles).
Alternativement, les cellules compétentes peuvent être congelées et stockées pour une utilisation ultérieure. Pour préparer les stocks congelés de cellules compétentes, suspendre la pastille dans 2 ml d’une solution De 0,1 M CaCl₂ contenant 10 % (v/v) de glycérol. Cette solution doit être glacée. Suspension des cellules D’Aliquot en tubes de polypropylène de 1,5 ml de glace (160 l par tube). Congelez immédiatement les cellules compétentes dans un bain de glace sèche/éthanol. Transférer les tubes dans un congélateur à -70 oC.
Pour transformer les cellules traitées CaCl_2,transférez 50 ‘l de cellules compétentes à chacune des 2 tubes de polypropylène de 1,5 ml. Ajouter l’ADN plasmide de 1 x l (100 pg) à l’un des tubes et laisser le deuxième tube sans ADN (contrôle négatif). Mélanger délicatement (éviter la formation de bulles). Incuber 30 min sur glace.
REMARQUE : Pas plus de 50 ng d’ADN dans un volume de 10 L ou moins doivent être utilisés dans la transformation.
Transférer les tubes dans le bloc de chaleur et couver à 42oC pendant 45 s exactement.
REMARQUE : Le choc thermique est une étape critique. Ne dépassez pas la température ou le temps d’incubation.
Transférer facilement les tubes sur la glace. Incuber pendant 2 min.
Ajouter 950 l de milieux SOC et couver les tubes pendant 1 heure à 37oC pour permettre aux bactéries de récupérer et exprimer le marqueur résistant aux antibiotiques encodé dans le plasmide.
Diluer 10 l de la suspension cellulaire en 1000 l en SOC (1/100 dilution) et 100 oL de la suspension cellulaire en 1000 l l en SOC (1/10 dilution). Plaque 100 ‘l des dilutions, ainsi que le contrôle, sur les plaques sélectives, et répartis à l’aide d’une spatule. Habituellement, le placage de 100 l d’une dilution de 1/100 et 1/10 donnera un nombre suffisant d’unités de formation de colonies (cfu) par plaque. Idéalement, ce nombre devrait varier entre 30-300 cfu de sorte qu’il y ait assez de colonies mais séparées les unes des autres. Toutefois, le nombre de cfu dépendra de l’efficacité de la transformation (voir la Section analyse des données et résultats).
Incuber les plaques à 37oC. Les colonies transformées devraient apparaître en 12-16 heures (cette plage dépendra de la souche cellulaire et de la méthode de sélection). Aucune colonie ne devrait se développer dans le contrôle négatif.
Compter le cfu/plaque obtenu pour la transformation (Tableau 1).
Pour vérifier les transformateurs hébergent le plasmide pUC19, une préparation plasmide et une digestion ultérieure seront effectuées. À cette fin, inoculer une seule colonie en 3 ml de bouillon LB dans un tube. Croissance en secousses à 210 tr/min à 37 oC pendant la nuit (16-20 heures).
Préparer une préparation plasmide à l’aide de la trousse QIAprep Spin Miniprep, selon les instructions du fabricant.
Diger le 1 g de pUC19 purifié avec l’enzyme de restriction HindIII à 37 oC pendant 1 heure.
REMARQUE: Toute enzyme qui coupe dans le site de clonage multiple pUC19 peut être utilisé pour cette étape.

composant	quantité
10X Tampon de digestion de restriction	2,5 l
Plasmid pUC19	1 g
Hind Hind Ⅲ	1 l
H₂O	20,5 l (à 25 l)

Exécutez une échelle de poids moléculaire, de l’ADN pUC19 digéré et la même quantité d’ADN pUC19 non digéré dans un gel d’agarose de 1 % contenant 1 bromure d’éthidium de g/mL pendant 1 heure à 95 V.
REMARQUE : le temps et la tension varient selon l’équipement utilisé.
Visualisez le gel sous la lumière UV. Comparez la taille de l’ADN pUC19 digéré et non digéré (figure 2) (voir la Section analyse des données et résultats).
Procédez aux étapes nécessaires pour vérifier la transformation en fonction de l’objectif de chaque expérience de transformation particulière.

Figure 2 : Digestion de l’ADN plasmide récupéré à partir de cellules DH5 Transformées. L’ADN de Plasmid a été récupéré à partir de cellules DH5 transformées, digérées avec HindIII, exécutés dans un gel d’agarose de 1% et visualisés avec une source UV (étapes 2.19 à 2.22).

3. Analyse des données et résultats

Pour calculer l’efficacité de transformation, un indicateur de la façon dont les cellules ont pris l’ADN extracellulaire, les colonies obtenues dans la transformation doivent être comptés:

dilution	Ufc
1/100	34
1/10	246

Tableau 1 : Unités de formation de colonies (cfu) comptées à partir de l’expérience de transformation.

L’efficacité de transformation (TE) est une mesure du nombre de cfu résultant de la transformation de 1 g de plasmide en un volume donné de cellules compétentes. De nombreux paramètres affectent l’efficacité de la transformation : taille plasmique, génotype cellulaire, stade de croissance lors de la préparation des compétences, méthodes de transformation, etc.). Lors du calcul de l’TE est important de considérer quelle dilution (le cas échéant) a été effectuée avant le placage et de l’intégrer dans le calcul du nombre total de cfu. L’efficacité de transformation (TE) est calculée avec l’équation suivante :

D’abord diviser le cfu par le g d’ADN, dans cet exemple 0,0001g. Divisez ensuite le résultat par le facteur de dilution. Dans cet exemple, une dilution de 1/10 a été utilisée et 100 ‘L d’une solution de 1 ml a été plaquée (dilution: 1/10 ‘100 ‘L /1000 ‘L ‘0.01).

Les bactéries sont remarquablement adaptables et un mécanisme qui facilite cette adaptation est leur capacité à prendre en molécules externes d’ADN. Un type d’ADN que les bactéries peuvent prendre est appelé un plasmide, un morceau circulaire d’ADN qui contient fréquemment des informations utiles, telles que les gènes de résistance aux antibiotiques. Le processus de modification des bactéries par de nouvelles informations génétiques incorporées à partir d’une source externe est appelé transformation. La transformation peut facilement être effectuée en laboratoire à l’aide d’Escherichia coli, ou E. coli.

Pour être transformées, les cellules E. coli doivent d’abord être rendues compétentes, ce qui signifie être capables de prendre des molécules d’ADN de leur environnement. Le protocole pour y parvenir est étonnamment simple, une courte incubation des cellules dans une solution de chlorure de calcium. Cette incubation fait en cesriciens les cellules des molécules d’ADN. Une fois que les cellules sont granulées par centrifugation, le supernatant est enlevé. L’ADN plasmide est maintenant ajouté aux cellules compétentes. Après avoir incubé les cellules avec de l’ADN, le mélange est brièvement chauffé à 42 degrés Celsius, suivi d’un refroidissement rapide sur la glace. Ce choc thermique provoque le transfert de l’ADN sur la paroi et les membranes de la cellule. Les cellules sont ensuite incubées dans des médias frais. Ensuite, les bactéries sont placées à 37 degrés pour leur permettre de refermer leurs membranes et d’exprimer des protéines résistantes.

Les cellules qui ont pris dans les plasmides copieront fidèlement l’ADN et le transmettent à leur progéniture et exprimeront toutes les protéines qui pourraient être codées par elle, y compris les médiateurs de résistance aux antibiotiques. Ces gènes de résistance peuvent être utilisés comme marqueurs sélectionnables pour identifier les bactéries qui ont été transformées avec succès parce que les cellules qui n’ont pas pris le plasmide n’exprimeront pas le produit du gène de résistance. Cela signifie que lorsque les cellules sont plaquées sur un milieu solide qui contient l’antibiotique approprié, seules les cellules qui ont pris le plasmide se développeront. La transformation des cellules dans une colonie croissante peut être confirmée en cultivant ces cellules dans les médias liquides pendant la nuit pour augmenter le rendement avant d’extraire l’ADN de l’échantillon. Une fois que l’ADN est isolé, un digest d’enzyme de restriction diagnostique peut être effectué. Puisque les enzymes de restriction coupent l’ADN dans les endroits prévisibles, exécution de ces digestes sur un gel devrait montrer un modèle prévisible si le plasmide désiré a été avec succès transformé. Par exemple, si le pUC19 est préparé et coupé avec l’enzyme de restriction HindIII, une seule bande de 2686 nucléotides doit être vu sur le gel.

Dans ce laboratoire, vous transformerez la souche E. coli DH-5 Alpha avec pUC19, puis confirmerez la transformation réussie par l’électrophorèse de gel d’ADN.

Avant de commencer la procédure, mettez l’équipement de protection individuelle approprié, y compris une blouse de laboratoire et des gants. Ensuite, stériliser l’espace de travail avec 70% d’éthanol.

Maintenant, préparez des cellules chimiquement compétentes en déposant une boucle pleine de bactéries sur une plaque stérile d’agar LB et en stries les bactéries avec une nouvelle boucle. Ensuite, incuber la plaque à 37 degrés Celsius pendant la nuit. Le lendemain, stérilisez à nouveau le dessus du banc avec 70 % d’éthanol et retirez la plaque de l’incubateur.

Inoculer une seule colonie bien isolée en 3 millilitres de bouillon LB dans un tube avec une boucle stérile. Ensuite, faire pousser la culture à 37 degrés Celsius pendant la nuit, avec des secousses à 210 tr/min. Le lendemain, mesurez la densité optique de la culture du jour au lendemain à l’utilisation d’un spectrophotomètre. Ensuite, ajoutez 100 millilitres de bouillon LB à un flacon d’un litre, et inoculez-le avec la culture de nuit à une densité optique de 0. 01. Maintenant, incuber la culture à 37 degrés Celsius avec des secousses, et vérifier l’OD600 toutes les 15 à 20 minutes jusqu’à ce que la culture atteint la phase de croissance à mi-exponentielle.

Après environ trois heures, transférer 50 millilitres de la culture dans deux bouteilles de polypropylène glacée. Ensuite, remettre les bouteilles sur la glace pendant 20 minutes pour refroidir. Ensuite, récupérer les cellules par centrifugation. Jetez les supernatants et placez les bouteilles à l’envers sur un essuie-tout. Ensuite, resuspendre la pastille bactérienne en cinq millilitres de chlorure de calcium glacé et tourbillonner soigneusement jusqu’à ce que la pastille se soit complètement dissoute. Ensuite, ajoutez encore 25 millilitres de la solution à la pastille bactérienne dissoute. Resuspendre l’autre granule bactérien tel que démontré précédemment. Après cela, répéter la centrifugation, et retirer les supernatants.

Si les cellules compétentes doivent être directement transformées, resuspendre chaque granule bactérienne en deux millilitres d’une solution de chlorure de calcium de 0,1 molaire glacée en faisant tourbillonner soigneusement les tubes. Pour commencer la procédure de transformation, transférer 50 microlitres de cellules compétentes à deux tubes de polypropylène de 1,5 millilitre étiquetés. Ensuite, ajoutez un microlitre d’ADN plasmide pUC19 à l’un des tubes. Mélanger délicatement, en évitant la formation de bulles, et incuber les deux tubes pendant 30 minutes sur la glace. Après l’incubation, transférer les tubes dans un bloc de chaleur et couver à 42 degrés Celsius pendant 45 secondes. Transférer immédiatement les tubes sur la glace et couver pendant deux minutes. Maintenant, ajoutez 950 microlitres de milieu xcopique à chaque tube et incubez-les pendant une heure à 37 degrés Celsius pour permettre aux bactéries de récupérer, et exprimez le marqueur résistant aux antibiotiques encodé dans le plasmide.

Pour faire une dilution de 1 à 100, ajouter 990 microlitres de support SOC et 10 microlitres de suspension cellulaire à un tube de 1,5 millilitre. Ensuite, faire une dilution de 1 à 10 en ajoutant 900 microlitres de supports SOC et 100 microlitres de suspension cellulaire à un tube de 1,5 millilitre. Ensuite, plaque10 microlitres des suspensions de cellules diluées et 100 microlitres du contrôle négatif, sur des plaques sélectives séparées contenant de l’ampicilline à l’aide d’un épandeur et incuber les plaques à 37 degrés Celsius pendant 12 à 16 heures. Après l’incubation, compter les unités de formation des colonies, ou UFC, par plaque, obtenues par transformation, et consigner ces données. Pour vérifier que les transformateurs ont le plasmide pUC19, choisissez une seule colonie bien isolée dans une assiette avec une boucle stérile, et introduisez-la dans un tube contenant 3 millilitres de bouillon LB. Puis, incuber la culture à 37 degrés Celsius avec des secousses, du jour au lendemain. Le lendemain, utilisez un kit de préparation à l’ADN pour isoler l’ADN de 3 millilitres de la culture, selon les instructions du fabricant. Après avoir terminé la mini-préparation de l’ADN, digérez le 1 microgramme de pUC19 purifié avec une enzyme de restriction à 37 degrés Celsius pendant 1 heure. Maintenant, chargez 20 microlitres d’une échelle de poids moléculaire, 1 microgramme d’ADN plasmide digéré, et 1 microgramme d’ADN plasmide non digéré dans des puits consécutifs d’un gel d’agarose de 1% contenant 1 microgramme par bromure d’éthidium millilitre. Ensuite, faites fonctionner le gel pendant 1 heure à 95 volts. Enfin, visualisez le gel à l’aide d’un illuminateur UV.

Dans cette expérience, des cellules chimiquement compétentes E. coli DH5 Alpha ont été préparées à l’aide d’une adaptation de la procédure de chlorure de calcium, puis transformées avec le plasmide pUC19 pour déterminer l’efficacité de la transformation. Pour calculer l’efficacité de la transformation, utilisez les comptes cFU enregistrés pour les dilutions de 1 sur 100 et de 1 sur 10, et toutes les autres dilutions avec cFU comptent entre 30 et 300. Tout d’abord, le nombre enregistré de CFU, 246 dans cet exemple, est divisé par la quantité d’ADN, .0001 microgrammes ici, qui a été plaqué. Ensuite, ce nombre est divisé par le facteur de dilution utilisé pour donner l’efficacité de transformation dans les UFC par microgramme. Dans cet exemple, une dilution de 1 à 10 a été utilisée et 100 microlitres d’une solution de 1 millilitre ont été plaqués, donnant un facteur de dilution final de 0,01. Dans la voie plasmide non digérée, l’ADN circulaire peut apparaître comme deux ou trois bandes différentes de luminosité variable. C’est parce que l’ADN circulaire, non coupé peut exister dans plusieurs états de conformation différents, tels que supercoiled, cercle ouvert, ou plus linéaire, et chacun de ces se déplacent à travers le gel à des taux différents. L’analyse de la digestion récupérée d’ADN de plasmide a indiqué que le plasmide utilisé a une taille prévue de l’ADN de pUC19, 2.686 paires de base.

Results

Bien que l’TE dépende de nombreux facteurs, les préparations cellulaires non commerciales et compétentes, comme celle-ci, donnent normalement de 10⁶ à 10⁷ transformants par microgramme de plasmide. Par conséquent, cette préparation, avec un TE de 2,46 x 10⁸ cfu/g, a donné un TE bien au-delà de la plage prévue. Des protocoles supplémentaires sont disponibles pour fabriquer des cellules supercompétentes lorsque des efficacités de transformation plus élevées sont nécessaires pour une application donnée (13).

L’analyse de la digestion de l’ADN plasmide récupéré dans les cellules transformées a indiqué que ce plasmide a la taille prévue de l’ADN pUC19 (2686 bp).

Applications and Summary

La transformation est une méthode puissante pour introduire l’ADN exogène dans les cellules bactériennes qui est la clé de nombreuses applications de biologie moléculaire en laboratoire. En outre, il joue un rôle majeur dans la nature en permettant aux cellules bactériennes d’échanger du matériel génétique qui pourrait entraîner une variation génétique accrue et permettre l’acquisition de différents traits bénéfiques pour la survie dans un large éventail de conditions. De nombreuses souches bactériennes codent les gènes nécessaires à la compétence naturelle. Cependant, les conditions dans lesquelles ces gènes sont induits sont encore inconnues. D’autres recherches sont nécessaires pour déterminer ces conditions.

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Transcript

Bacteria are remarkably adaptable and one mechanism which facilitates this adaptation is their ability to take in external DNA molecules. One type of DNA that bacteria can uptake is called a plasmid, a circular piece of DNA that frequently contains useful information, such as antibiotic resistance genes. The process of bacteria being modified by new genetic information incorporated from an external source is referred to as transformation. Transformation can easily be performed in the laboratory using Escherichia coli, or E. coli.

In order to be transformed, E. coli cells must first be made competent, which means capable of taking in DNA molecules from their environment. The protocol for accomplishing this is surprisingly simple, a short incubation of the cells in a calcium chloride solution. This incubation causes the cells to become permeable to DNA molecules. After the cells are pelleted by centrifugation, the supernatant is removed. The plasmid DNA is now added to the competent cells. After incubating the cells with DNA, the mix is briefly heated to 42 degrees Celsius, followed by rapid cooling on ice. This heat shock causes the DNA to be transferred across the cell’s wall and membranes. The cells are then incubated in fresh media. Then, the bacteria are placed at 37 degrees to allow them to reseal their membranes and express resistant proteins.

Those cells which have taken in the plasmids will faithfully copy the DNA and pass it to their progeny and express any proteins that might be encoded by it, including antibiotic resistance mediators. Those resistance genes can be used as selectable markers to identify bacteria which have been successfully transformed because cells that have not taken up the plasmid will not express the resistance gene product. This means that when the cells are plated on a solid medium which contains the appropriate antibiotic, only cells that have taken up the plasmid will grow. Transformation of the cells in a growing colony can be further confirmed by culturing those cells in liquid media overnight to increase the yield before extracting the DNA from the sample. Once the DNA is isolated, a diagnostic restriction enzyme digest can be carried out. Because restriction enzymes cut DNA in predictable locations, running these digests on a gel should show a predictable pattern if the desired plasmid was successfully transformed. For example, if pUC19 is prepared and cut with the restriction enzyme HindIII, a single band of 2686 nucleotides should be seen on the gel.

In this lab, you will transform E. coli strain DH-5 Alpha with pUC19, and then confirm the successful transformation by DNA gel electrophoresis.

Before starting the procedure, put on the appropriate personal protective equipment, including a lab coat and gloves. Next, sterilize the workspace with 70% ethanol.

Now, prepare chemically competent cells by depositing a loopfull of bacteria onto a sterile LB agar plate and streaking the bacteria with a new loop. Then, incubate the plate at 37 degrees Celsius overnight. The next day, sterilize the bench top with 70% ethanol again, and remove the plate from the incubator.

Inoculate a single, well-isolated colony into 3 milliliters of LB broth in a tube with a sterile loop. Then, grow the culture at 37 degrees Celsius overnight, with shaking at 210 RPM. The next day, measure the optical density of the overnight culture with a spectrophotometer. Then, add 100 milliliters of LB broth to a one-liter flask, and inoculate it with the overnight culture at an optical density of 0. 01. Now, incubate the culture at 37 degrees Celsius with shaking, and check the OD600 every 15 to 20 minutes until the culture reaches mid-exponential growth phase.

After approximately three hours, transfer 50 milliliters of the culture to two ice-cold polypropylene bottles. Then, place the bottles back on ice for 20 minutes to cool. Next, recover the cells via centrifugation. Discard the supernatants and place the bottles upside down on a paper towel. Next, resuspend the bacterial pellet in five milliliters of ice-cold calcium chloride magnesium chloride solution and swirl carefully until the pellet has dissolved completely. Then, add another 25 milliliters of the solution to the dissolved bacterial pellet. Resuspend the other bacterial pellet as previously demonstrated. After this, repeat the centrifugation, and remove the supernatants.

If the competent cells are going to be directly transformed, resuspend each bacterial pellet in two milliliters of an ice-cold 0.1 molar calcium chloride solution by swirling the tubes carefully. To begin the transformation procedure, transfer 50 microliters of competent cells to two labeled 1.5 milliliter polypropylene tubes. Then, add one microliter of pUC19 plasmid DNA to one of the tubes. Mix gently, avoiding bubble formation, and incubate both tubes for 30 minutes on ice. After incubation, transfer the tubes to a heat block and incubate at 42 degrees Celsius for 45 seconds. Immediately transfer the tubes to ice, and incubate for two minutes. Now, add 950 microliters of SOC media to each tube and incubate them for one hour at 37 degrees Celsius to allow the bacteria to recover, and express the antibiotic resistant marker encoded in the plasmid.

To make a 1 to 100 dilution, add 990 microliters of SOC media and 10 microliters of cell suspension to a 1.5 milliliter tube. Then, make a 1 to 10 dilution by adding 900 microliters of SOC media and 100 microliters of cell suspension to a 1.5 milliliter tube. Next, plate 100 microliters of the diluted cell suspensions and 100 microliters of the negative control, onto separate selective plates containing ampicillin using a spreader and incubate the plates at 37 degrees Celsius for 12 to 16 hours. After incubation, count the colony-forming units, or CFUs, per plate, obtained through transformation, and record these data. To verify that the transformants have the pUC19 plasmid, pick a single, well-isolated colony from a plate with a sterile loop, and introduce it to a tube containing 3 milliliters of LB broth. Then, incubate the culture at 37 degrees Celsius with shaking, overnight. The next day, use a DNA mini prep kit to isolate DNA from 3 milliliters of the culture, according to the manufacturer’s instructions. After completing the DNA mini prep, digest the 1 microgram of purified pUC19 with a restriction enzyme at 37 degrees Celsius for 1 hour. Now, load 20 microliters of a molecular weight ladder, 1 microgram of digested plasmid DNA, and 1 microgram of undigested plasmid DNA into consecutive wells of a 1% agarose gel containing 1 microgram per milliliter ethidium bromide. Then, run the gel for 1 hour at 95 volts. Finally, visualize the gel with a UV illuminator.

In this experiment, E. coli DH5 Alpha chemically competent cells were prepared using an adaptation of the calcium chloride procedure, and then transformed with the plasmid pUC19 to determine transformation efficiency. To calculate the transformation efficiency, use the recorded CFU counts for the 1 in 100 and 1 in 10 dilutions, and any other dilutions with CFU counts between 30 and 300. First, the recorded CFU count, 246 in this example, is divided by the amount of DNA, .0001 micrograms here, that was plated. Then, this number is divided by the dilution factor used to give the transformation efficiency in CFUs per microgram. In this example, a 1 to 10 dilution was used and 100 microliters of a 1 milliliter solution was plated, giving a final dilution factor of 0.01. In the undigested plasmid lane, the circular DNA may appear as two or three different bands of varying brightness. This is because the circular, uncut DNA may exist in several different conformation states, such as supercoiled, open circle, or more linear, and each of these move through the gel at different rates. Analysis of the recovered plasmid DNA digestion indicated that the plasmid used has an expected size of pUC19 DNA, 2,686 base pairs.

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