DAL-Ligature: un modèle murin d'infarctus du myocarde
October 14th, 2009
Cette vidéo montre comment utiliser un modèle rapide et fiable pour étudier les processus pathobiologiques et physiopathologiques de l'ischémie myocardique.
Une incision cervicale médiane est pratiquée pour exposer la trachée et un petit trou est pratiqué dans la trachée pour l’insertion d’une sonde endotrachéale. La souris est tournée sur son côté droit et une thoracotomie du côté gauche est effectuée entre la troisième et la quatrième côte. Le cœur est exposé et le DAL est ligaturé d’un seul point.
Après la mise en place d’un drain thoracique et la fermeture de l’incision, le thorax est drainé en aspirant soigneusement la seringue. Enfin, la souris est allumée. Son dos.
La sonde trachéale est retirée et la trachée et l’incision cervicale sont fermées. Bonjour, je m’appelle Sonya Refa. Je suis professeur d’immunologie et de chirurgie cardiaque au département de chirurgie cardiovasculaire du Centre universitaire de cardiologie de Hambourg.
Mon laboratoire se concentre sur l’immunobiologie des cellules souches et l’immunologie de la transplantation. Aujourd’hui, nous allons vous présenter le modèle de ligature LID. Nous utilisons ce modèle dans notre laboratoire pour étudier l’effet de la thérapie par cellules souches sur la génération du cœur après un infarctus du myocarde.
Et je suis KA Wan, étudiant à l’Université de Stanford et boursier d’été au laboratoire TSI de Drer. Et je suis Mandy Cooch du laboratoire TSI du Centre de cardiologie universitaire de Hambourg. Je vous montrerai comment effectuer une ligature féminine et plus tard, nous vous montrerons comment vérifier le succès d’un infarctus du myocarde à l’aide de différentes méthodes.
Alors commençons. Rasez la région du cou et le côté gauche de la cage thoracique de la souris anesthésiée. Placez la souris sur son dos et placez un masque facial sur son nez et sa bouche pour maintenir l’anesthésie avec 2 % de fluor désinfectant.
À l’aide de bêta-isod avant de commencer la chirurgie, pincez la queue et les pattes arrière de la souris pour confirmer qu’elle est suffisamment anesthésiée. Sous vue microscopique, effectuez une incision cervicale médiane séparant le muscle cutané et les tissus recouvrant la trachée. Une fois la trachée exposée, faites un petit trou dans le tissu entre deux anneaux de cartouche sous la glotte pour insérer le tube endotrachéal.
Insérez la sonde endotrachéale tout en tenant la partie crânienne de la trachée. À l’aide d’une pince microchirurgicale, vérifiez le mouvement thoracique pour vous assurer que les deux poumons sont bien ventilés. La fréquence respiratoire doit être d’environ 110 par minute avec une pression inspiratoire de 17 à 18 centimètres. H2O.
Tournez la souris avec précaution et posez-la sur son côté droit pendant que vous faites face à son côté gauche. Effectuez une thoracotomie du côté gauche entre la troisième et la quatrième côte et disséquez le tissu et le muscle. Utilisez soigneusement un collier pour éviter les saignements.
Ouvrez le thorax avec précaution. Une fois le thorax ouvert, trouvez le cœur sans toucher le poumon avec des objets pointus. Ensuite, retirez la partie du sac péricardique qui recouvre le cœur.
Le LAD est situé entre l’artère pulmonaire et la ligate Oracle gauche. Le DAL proximal avec une seule suture de huit oh proline. Placez un cathéter endotrachéal de calibre 28 entre la quatrième et la cinquième côte.
Fermez l’incision thoracique en couches à l’aide de six sutures de course oh proline pour adapter les côtes et de quatre sutures de course oh proline. Pour fermer la peau, égouttez soigneusement le thorax à l’aide d’une seringue de deux millilitres. Après avoir drainé le thorax, placez la souris sur son dos.
Placez le masque facial sur la souris et retirez le tube endotrachéal. Adaptez les anneaux de cartouche trachéale avec un seul point à l’aide de sept sutures oh prolene et fermez la peau à l’aide de quatre sutures de course oh prolène. Nous avons montré que le modèle murin de ligature LAD est une technique élégante et fiable pour créer un infarctus du myocarde.
Il existe différentes façons de confirmer la réussite d’un infarctus du myocarde. L’une d’entre elles est le test de troponine dans lequel 150 microlitres de sang de souris sont appliqués à un kit de test de troponine personnalisé. Un résultat positif où deux lignes apparaissent après quelques minutes indique la libération de troponine T du cœur en raison d’une lésion tissulaire.
Une deuxième approche pour confirmer la réussite d’un infarctus du myocarde consiste à réaliser des coupes transversales du cœur avec du chlorure de tétra-oléum 2, 3, 5 trien, ou TTC, pour mesurer la viabilité des tissus et évaluer la taille de l’infarctus. Le cœur est recouvert de TTC et incubé à 37 degrés Celsius pendant 20 minutes. Le tissu viable apparaîtra rouge tandis que la zone infarctus apparaîtra blanche.
Enfin, le cœur de la souris peut être la paraffine, incrusté et sectionné pour l’histologie. Les sections sont colorées avec du trichrome pour visualiser le tissu fibrotique. Je viens de vous montrer comment effectuer une ligature LID chez la souris par la suite.
Nous vous avons montré différentes méthodes pour confirmer le succès de l’infarctus du myocarde, soit quelques heures après la ligature de la LID, soit des semaines plus tard lors de la réalisation d’une ligature de la LID. Il est important de rester à l’écart du tissu pulmonaire pour éviter les lésions pulmonaires. Donc c’est tout.
Merci beaucoup d’avoir regardé la vidéo et bonne chance pour vos expériences.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Aperçu
Cette vidéo démontre un modèle fiable pour étudier l'ischémie myocardique, en se concentrant sur les techniques chirurgicales impliquées dans la procédure.
Composantes clés de l'étude
Domaine scientifique
- Neurosciences
- Biologie cardiovasculaire
- Physiopathologie
Contexte
- L'ischémie myocardique est une condition critique affectant la fonction cardiaque.
- Comprendre ses processus pathobiologiques est essentiel pour développer des traitements.
- Les modèles animaux sont couramment utilisés pour étudier ces processus.
- Cette vidéo décrit l'approche chirurgicale pour induire l'ischémie myocardique dans un modèle murin.
Objectif de l'étude
- Démontrer un modèle chirurgical pour étudier l'ischémie myocardique.
- Fournir des aperçus sur les changements physiopathologiques pendant l'ischémie.
- Faciliter la recherche sur les maladies cardiovasculaires.
Méthodes utilisées
- Incision cervicale médiane pour exposer la trachée.
- Insertion d'un tube endotrachéal pour la ventilation.
- Thoracotomie du côté gauche pour accéder au cœur.
- Ligature de l'artère descendante antérieure gauche (ADAG) pour induire l'ischémie.
Résultats principaux
- Induction réussie de l'ischémie myocardique dans le modèle murin.
- Démonstration des techniques chirurgicales pour des études futures.
- Potentiel pour des recherches supplémentaires sur la maladie cardiaque ischémique.
Conclusions
- Le modèle fournit une méthode fiable pour étudier l'ischémie myocardique.
- Il peut être utilisé pour explorer les interventions thérapeutiques.
- Comprendre ces processus est vital pour faire progresser la recherche cardiovasculaire.
Questions fréquemment posées
Executive Industry Relevance
The LAD ligation murine model provides a robust platform for interrogating the mechanisms of myocardial infarction and evaluating therapeutic interventions in a controlled, reproducible setting. This model enables high-fidelity simulation of infarction-related ischemia, supporting predictive confidence in early cardiovascular target validation and translational research. Its precision and correlation with histological outcomes make it a cornerstone for preclinical cardiac R&D pipelines.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables mechanistic de-risking by modeling acute and chronic myocardial injury in vivo.
- Supports functional target validation for cardiac repair and regeneration strategies.
- Facilitates hypothesis-driven evaluation of immunobiological and pathophysiological pathways post-infarction.
Screening & Assay Development
- Provides a validated system for quantitative assessment of cardiac injury biomarkers such as troponin T.
- Enables reproducible measurement of infarct size using TTC staining and histological analysis.
- Supports standardization of preclinical efficacy assays for candidate therapeutics targeting myocardial repair.
Translational & Preclinical Research
- Aligns with disease-relevant endpoints for translational biomarker development in cardiovascular research.
- Ensures continuity from mechanistic discovery to preclinical validation of regenerative and immunomodulatory therapies.
- Reduces translational risk by closely mimicking human infarction pathophysiology in a scalable model.
Pipeline & Workflow Integration
This model integrates seamlessly from early discovery through lead identification and preclinical validation in cardiovascular drug development.
- Discovery Biology: Supports rigorous hypothesis testing and pathway clarification for myocardial injury and repair.
- Screening: Delivers reproducible, quantitative outputs for biomarker and efficacy assessment.
- Analytics: Enables comparative analysis of tissue viability, infarct size, and biomarker release across experimental conditions.
- Translational Research: Provides a bridge to clinical relevance through alignment with human disease mechanisms.
- Enterprise Reuse: Serves as a standardized, reusable platform for diverse cardiac R&D initiatives.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in cardiac target validation.
- Operational Value: Enhances reproducibility and scalability of preclinical cardiovascular studies.
- Strategic Value: Informs go/no-go decisions and optimizes resource allocation in cardiac drug portfolios.
- Portfolio Impact: Supports risk-adjusted prioritization and advancement of cardiovascular therapeutic candidates.
Implementation Considerations
- Requires expertise in microsurgical techniques and murine anesthesia management.
- Demands access to specialized instrumentation for surgery, biomarker assays, and histological analysis.
- Necessitates cross-team standardization of surgical and analytical protocols for reproducibility.
- Adaptation may be needed for different rodent strains or comorbid models.
- Careful procedural execution is critical to avoid confounding variables such as lung injury.
