Non invasive In Vivo Petits animaux IRM et SRM: base des procédures expérimentales

Pour commencer cette expérience, une souris anesthésiée est placée sur un support pour animal qui est ensuite inséré dans une bobine radiofréquence ou bobine RF. Avant une expérience d'IRM ou de spectroscopie par résonance magnétique (SRM), la bobine RF est accordée à la fréquence de résonance et adaptée à une impédance caractéristique de 50 ohms. Ensuite, l'acquisition d'IRM ou de SRM est effectuée après optimisation de la séquence d'impulsions, et enfin, les images ou spectres sont analysés à l'aide de programmes d'analyse.

Bonjour, je suis Dawn Lee du laboratoire de recherche R du département de radiologie de l'Université de Washington. Et je suis David Senek, également membre du laboratoire de recherche R et des départements de radiologie et de bioingénierie de l'Université de Washington. Aujourd'hui, nous allons vous montrer une procédure d'imagerie par résonance magnétique et de spectroscopie par résonance magnétique chez la souris.

Dans notre laboratoire, nous utilisons ces procédures pour étudier les modèles de tumeurs chez la souris, la dystrophie musculaire et le métabolisme musculaire. Commençons donc. Ce protocole ne prétend pas couvrir tous les aspects de l’IRM-SRM chez les petits animaux, mais vise plutôt à présenter les procédures de base des expériences d’IRM-SRM chez la souris.

L'objectif est de mieux faire comprendre les procédures de base des expériences de RMN in vivo sur de petits animaux, afin que les chercheurs novices dans le domaine de la RMN puissent mieux planifier les composantes non RMN de leurs études. Ainsi, à terme, les procédures de RMN et celles qui n'en font pas partie pourraient être intégrées de manière fluide. Pour commencer les préparatifs de l'expérience d'imagerie par résonance magnétique (IRM), placer une souris anesthésiée à l'isoflurane sur un support pour animal, le museau inséré dans un embout nasal.

Un dispositif de maintien de la tête peut être utilisé pour l'imagerie cérébrale, et un support corporel peut être utilisé pour l'imagerie du corps. Maintenir les yeux de l'animal humides à l'aide d'un onguent ophtalmique stérile.

L'animal doit être maintenu à une température de 35 à 37 degrés Celsius pendant l'expérience, à l'aide d'un système de circulation d'eau chaude. Un système de surveillance de l'animal est utilisé à la fois pour contrôler la température corporelle, la respiration et le cycle cardiaque, ainsi que pour synchroniser la respiration et la synchronisation cardiaque avec les acquisitions d'images. Ensuite, placez un échantillon standard de gel d'agar à côté de l'animal afin de surveiller tout changement brutal du signal.

Cet échantillon agricole standard est particulièrement utile pour l'imagerie à plusieurs coupes et à plusieurs points temporels. Lorsqu'une variation de signal inattendue est détectée dans une coupe parmi les images acquises, cette coupe peut être éliminée. Une fois l'animal stabilisé et tous les composants de surveillance en place, positionnez le support de l'animal au centre d'une bobine radiofréquence ou bobine RF.

Déplacez la bobine RF dans la salle de l'aimant et insérez-la dans le système de circulation d'eau chaude placé à l'intérieur de l'aimant. Commencez maintenant l'acquisition des données d'IRM. Pendant la période d'imagerie, réglez le débitmètre entre 0,4 et 0,8 millilitre par minute et réduisez le vaporisateur d'isoflurane à 1,2 à 1,5 %. Le gaz expiré provenant du cône nasal de la souris est évacué vers une aspiration interne.

Pour optimiser la réception du signal, régler la bobine RF à la fréquence de résonance du proton H¹ et adapter l'impédance caractéristique de la bobine à 50 ohms. À l’aide du panneau de réglage du scanner IRM, la plupart des appareils d’IRM humaine ne nécessitent pas de procédure distincte d’adaptation d’impédance, sauf dans les protocoles de spectroscopie par résonance magnétique (MRS). Commencer le shimaging en utilisant une séquence d’impulsion simple.

Le processus de shimagine optimise l'homogénéité du champ magnétique dans la région d'intérêt. Chaque appareil de scan dispose de sa propre méthode pour effectuer ce processus, incluant des procédures automatiques rapides telles que le shimaging rapide par cartographie ou par gradient. Une fois le shimaging terminé, optimisez l'impulsion RF.

En maximisant le profil d'image unidimensionnel, les puissances d'impulsion RF peuvent être disposées en réseau tout en maintenant la durée d'impulsion constante et en conservant un délai de recyclage suffisamment long. Le TR doit être approximativement trois à cinq fois le T1 du tissu ; acquérir des images pilotes selon trois orientations orthogonales afin de créer des images axiales, coronales et sagittales.

Une séquence d'acquisition d'images rapide peut être utilisée pour acquérir les images de repérage. Les images acquises serviront à planifier l'imagerie réelle en déterminant les plans d'imagerie. Pendant l'imagerie réelle, une séquence d'écho de spin est utilisée.

Deux mesures peuvent être effectuées soit à l’aide d’un imaging à échos multiples, soit par un imaging à écho unique avec plusieurs valeurs de T. L’expérience d’IRM étant terminée, examinons la spectroscopie par résonance magnétique in vivo, ou SRM, du muscle squelettique du membre postérieur de la souris, au repos et avec une production mitochondriale maximale. La production d’ATP peut être déterminée en utilisant la SRM pour mesurer les variations de la phosphocréatine pendant et immédiatement après l’ischémie.

Commencez par construire un manchon permettant d'induire une ischémie réversible. Prenez un morceau de tube en PVC d'environ cinq à sept millimètres de largeur et d'un diamètre intérieur de 12 à 15 millimètres. Percez un petit trou à travers la paroi, puis découpez un morceau de ballonnet de manière à ce qu'il soit ouvert aux deux extrémités.

Les ballons de qualité en helium fonctionnent le mieux. Insérez cette pièce dans la pièce en PVC et ramenez-la en arrière. Fixez les extrémités ensemble sur la paroi extérieure de la pièce en PVC.

Ensuite, utilisez un film rétractable pour sceller les extrémités du ballonnet autour du tube. Vous devez obtenir un manchon avec une paroi externe solide et une paroi interne gonflable. Découpez une section de film rétractable et de ballonnet autour du trou fileté.

Veiller à laisser suffisamment de matériau entre le trou et le bord du morceau de PVC, puis insérer un morceau de métal non ferreux de 1,5 centimètre dans le trou du PVC. Cela vous permettra de gonfler le brassard. Sceller la zone avec de l'époxy à prise rapide de cinq minutes.

Fixez maintenant le manchon en place à côté de la bobine RF dans la sonde de spectroscopie par résonance magnétique (MRS) et reliez-le à un manomètre externe à signal. Placez ensuite une souris anesthésiée sur le dos sur le support à souris, à l'intérieur de la sonde MRS.

Placer le ballon rempli de liquide sur le côté ventral de la souris et le fixer en place à l'aide des sangles de support pour la souris. Insérer la souris et son support dans la sonde de RMN. Passer un des membres postérieurs à travers le garrot ischémique et la bobine de RMN.

La jambe doit être centrée au maximum dans la bobine. Cet agencement permet de positionner le corps de l'animal horizontalement. À l'intérieur d'un aimant à alésage vertical, insérez le corps de la sonde dans l'aimant, puis effectuez le réglage du ton, l'adaptation d'impédance et le shiming afin d'optimiser le rapport signal sur bruit de la spectroscopie par résonance magnétique (MRS), comme décrit pour l'IRM, à l'exception près que, pour la MRS, l'impulsion radiofréquence est optimisée en maximisant l'amplitude du spectre.

Utilisez maintenant la spectroscopie par résonance magnétique du phosphore 31 (P 31 MRS) pour acquérir des spectres entièrement relaxés à haut rapport signal sur bruit, ou la spectroscopie de relaxation rapide (FRS) afin de déterminer les rapports entre le phosphate inorganique et la phosphocréatine par rapport à l’ATP dans des conditions entièrement relaxées. Pour réaliser une expérience ischémique, commencez par acquérir les spectres au repos pendant environ cinq minutes. Induisez ensuite l’ischémie en gonflant le brassard à une pression de 270 à 300 millimètres de mercure pendant 10 à 12 minutes.

Déserrer le brassard et enregistrer les spectres de récupération pendant cinq minutes. Les expériences peuvent être répétées les jours suivants. Nous allons maintenant présenter quelques résultats représentatifs d'IRM et de spectroscopie RMN in vivo.

La souris nue présente une tumeur cérébrale D 2 82 en xénogreffe sur son dos et a été imagée à l'aide d'une séquence spin-écho conventionnelle mettant en évidence différents effets de relaxation. Sur l'image pondérée en T un, la tumeur apparaît avec une intensité similaire à celle du tissu adjacent. En revanche, l'image T deux correspondante visualise clairement la tumeur comme une région hyperintense.

L'acquisition à multiples échos permet le calcul d'une carte T2 contenant des informations quantitatives sur la variation du temps T2 dans le corps de l'animal. Les variations régionales de T2 dans la région tumorale peuvent être suivies longitudinalement sur l'image superposée. Un spectre de RMN du phosphore-31 (³¹P) entièrement relaxé provenant d'un membre postérieur de souris est présenté ici.

Ce spectre représente la somme de 16 FIS. L'ordre des pics de gauche à droite correspond aux métabolites musculaires suivants : phosphate inorganique Pi, phospho, créatine, PCR, et les phosphates de l'ATP gamma, alpha et beta. Des spectres de RMN du 31P recueillis tout au long de l'expérience d'ischémie-reperfusion dynamique sont présentés ; durant l'ischémie, la PCR diminue et le Pi augmente. La vitesse de diminution de la PCR durant l'ischémie est égale à la production mitochondriale de ATP au repos.

Le rétablissement de la PCR après l'ischémie peut être utilisé pour calculer la production maximale de l'ATP mitochondrial. Nous venons de vous montrer comment acquérir des images in vivo de souris et mesurer le métabolisme musculaire de souris in vivo à l'aide de la spectroscopie par résonance magnétique et de l'imagerie par résonance magnétique. Pour la SRM, nous avons conçu une sonde RF sur mesure qui permet de maintenir le corps de la souris en position horizontale dans un aimant à alésage vertical.

Ainsi, ces expériences peuvent être réalisées sur tout système vertical à grand diamètre. Lors de l'exécution de cette procédure, il est important de se rappeler de l'effectuer dans des conditions optimales, telles qu'un meilleur réglage et accord de la bobine RF et une amélioration de l'homogénéité du champ magnétique. Il est également essentiel de surveiller l'état de l'animal à l'aide d'un système de surveillance animalier afin de maintenir un état physiologique stable et d'éviter toute mesure potentiellement artéfactuelle.

Voilà, c'est tout. Merci d'avoir regardé et bonne chance avec vos expériences.