Name: Non invasive In Vivo Petits animaux IRM et SRM: base des procédures expérimentales (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-10-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 27 s
Description: Découvrez les procédures d'IRM et de SRM non invasives chez les petits animaux pour la neuroscience. Cette méthode optimise l'acquisition d'images et l'analyse métabolique chez la souris.

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Cette étude a été financée en partie par le NIH / NIBIB R21EB008166 à DL et NIA AG028455 et NIA AG022385 pour DJM. Nous remercions le Dr James Olson au Centre Fred Hutchinson Cancer Research pour fournir leurs D282 souris tumeur.

<ol><li>Stecco, A., Saponaro, A., Carriero, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient+safety+issues+in+magnetic+resonance+imaging%3A+state+of+the+art%5BTitle%5D)+AND+%22Radiol+Med%22%5BJournal%5D)">Patient safety issues in magnetic resonance imaging: state of the art.</a> Radiol Med. 112, 491-491 (2007).</li>
<li>Heineman, F. W., Eng, J., Berkowitz, B. A., Balaban, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NMR+spectral+analysis+of+kinetic+data+using+natural+lineshapes%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">NMR spectral analysis of kinetic data using natural lineshapes.</a> Magn Reson Med. 13, 490-490 (1990).</li>
<li>Amara, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+function+in+vivo%3A+spectroscopy+provides+window+on+cellular+energetics%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial function in vivo: spectroscopy provides window on cellular energetics.</a> Methods. 46, 312-312 (2008).</li>
<li>Blei, M. L., Conley, K. E., Kushmerick, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separate+measures+of+ATP+utilization+and+recovery+in+human+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Separate measures of ATP utilization and recovery in human skeletal muscle.</a> J Physiol. 465, 203-203 (1993).</li>
<li>Marcinek, D. J., Schenkman, K. A., Ciesielski, W. A., Conley, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+coupling+in+vivo+in+mouse+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial coupling in vivo in mouse skeletal muscle.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 286, C457-C457 (2004).</li>
<li>Paganini, A. T., Foley, J. M., Meyer, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linear+dependence+of+muscle+phosphocreatine+kinetics+on+oxidative+capacity%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Linear dependence of muscle phosphocreatine kinetics on oxidative capacity.</a> Am J Physiol. 272, 501-501 (1997).</li>
<li>Sun, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+MRI+detection+of+gliomas+by+chlorotoxin-conjugated+superparamagnetic+nanoprobes%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">In vivo MRI detection of gliomas by chlorotoxin-conjugated superparamagnetic nanoprobes.</a> Small. 4, 495-495 (2008).</li>
<li>Marcinek, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+mitochondrial+coupling+in+vivo+alters+cellular+energetics+in+aged+mouse+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Reduced mitochondrial coupling in vivo alters cellular energetics in aged mouse skeletal muscle.</a> J Physiol. 569, 467-467 (2005).</li>
</ol>

Les étapes de pré-acquisition de syntoniser / match et calage sont essentiels pour acquérir une haute résolution spatiale et un rapport signal sur bruit (SNR). Il est également important de surveiller les conditions des animaux avec un système de surveillance des animaux pour maintenir un état physiologique stable pour les animaux lors d&#39;acquisitions du signal de se conformer à la manipulation sans cruauté des animaux et d&#39;empêcher toute mesure potentielle artéfactuelle. Les procédures décrites dans le protocole...

<table><tbody><tr><td>Inova 200 MR scanner/4.7 T</td><td>Varian Inc., Agilent</td><td></td><td>Utilisé pour l'IRM de souris</td></tr><tr><td>Inova 300 NMR spectrometer/7 T</td><td>Varian Inc., Agilent</td><td></td><td>Utilisé pour la spectroscopie par résonance magnétique (MRS) du muscle squelettique de souris</td></tr></tbody></table>

non invasive in vivo petits animaux irm et srm: base des procédures expérimentales

Noninvasive In Vivo Small Animal MRI and MRS: Basic Experimental Procedures

Petits animaux par Résonance Magnétique (IRM) de recherche a émergé comme un élément important de la recherche biomédicale moderne, en raison de sa nature non invasive et la richesse des informations biologiques qu&#39;il fournit. MR ne requiert aucune radiation ionisante et ne peut fournir de façon non invasive de plus haute résolution et un meilleur rapport signal-bruit en comparaison à d&#39;autres modalités tomographiques ou spectroscopiques. Dans ce protocole, nous allons nous concentrer sur de petits animaux IRM et spectroscopie par résonance magnétique (IRM / SRM) pour acquérir de manière non invasive la relaxation pondérés<sup&gt; 1</sup&gt; Images H de souris et d&#39;obtenir<sup&gt; 31</sup&gt; P spectres de muscle de souris. Ce travail ne prétend pas couvrir tous les aspects de petits animaux IRM / SRM, mais introduit plutôt des procédures de base de la souris IRM / SRM expériences. L&#39;objectif principal de ce travail est d&#39;informer les chercheurs des procédures de base pour<em&gt; In vivo</em&gt; Expériences MR sur les petits animaux. L&#39;objectif est de fournir une meilleure compréhension de base des procédures expérimentales pour permettre aux chercheurs nouveaux dans le domaine MR de mieux planifier pour les non-MR composantes de leurs études afin que les deux MR et non-MR procédures sont parfaitement intégrés.

Ce travail décrit les procédures de base de non-invasive du petit animal par IRM et SRM<em&gt; In vivo</em&gt;.

Non invasive In Vivo Petits animaux IRM et SRM: base des procédures expérimentales

La recherche par résonance magnétique (RM) sur les petits animaux est devenue un élément important de la recherche biomédicale moderne en raison de sa nature non invasive et de...

Pour commencer cette expérience, une souris anesthésiée est placée sur un support pour animal qui est ensuite inséré dans une bobine radiofréquence ou bobine RF. Avant une expérience d'IRM ou de spectroscopie par résonance magnétique (SRM), la bobine RF est accordée à la fréquence de résonance et adaptée à une impédance caractéristique de 50 ohms. Ensuite, l'acquisition d'IRM ou de SRM est effectuée après optimisation de la séquence d'impulsions, et enfin, les images ou spectres sont analysés à l'aide de programmes d'analyse.Bonjour, je suis Dawn Lee du laboratoire de recherche R du département de radiologie de l'Université de Washington. Et je suis David Senek, également membre du laboratoire de recherche R et des départements de radiologie et de bioingénierie de l'Université de Washington. Aujourd'hui, nous allons vous montrer une procédure d'imagerie par résonance magnétique et de spectroscopie par résonance magnétique chez la souris.Dans notre laboratoire, nous utilisons ces procédures pour étudier les modèles de tumeurs chez la souris, la dystrophie musculaire et le métabolisme musculaire. Commençons donc. Ce protocole ne prétend pas couvrir tous les aspects de l’IRM-SRM chez les petits animaux, mais vise plutôt à présenter les procédures de base des expériences d’IRM-SRM chez la souris.L'objectif est de mieux faire comprendre les procédures de base des expériences de RMN in vivo sur de petits animaux, afin que les chercheurs novices dans le domaine de la RMN puissent mieux planifier les composantes non RMN de leurs études. Ainsi, à terme, les procédures de RMN et celles qui n'en font pas partie pourraient être intégrées de manière fluide. Pour commencer les préparatifs de l'expérience d'imagerie par résonance magnétique (IRM), placer une souris anesthésiée à l'isoflurane sur un support pour animal, le museau inséré dans un embout nasal.Un dispositif de maintien de la tête peut être utilisé pour l'imagerie cérébrale, et un support corporel peut être utilisé pour l'imagerie du corps. Maintenir les yeux de l'animal humides à l'aide d'un onguent ophtalmique stérile.L'animal doit être maintenu à une température de 35 à 37 degrés Celsius pendant l'expérience, à l'aide d'un système de circulation d'eau chaude. Un système de surveillance de l'animal est utilisé à la fois pour contrôler la température corporelle, la respiration et le cycle cardiaque, ainsi que pour synchroniser la respiration et la synchronisation cardiaque avec les acquisitions d'images. Ensuite, placez un échantillon standard de gel d'agar à côté de l'animal afin de surveiller tout changement brutal du signal.Cet échantillon agricole standard est particulièrement utile pour l'imagerie à plusieurs coupes et à plusieurs points temporels. Lorsqu'une variation de signal inattendue est détectée dans une coupe parmi les images acquises, cette coupe peut être éliminée. Une fois l'animal stabilisé et tous les composants de surveillance en place, positionnez le support de l'animal au centre d'une bobine radiofréquence ou bobine RF.Déplacez la bobine RF dans la salle de l'aimant et insérez-la dans le système de circulation d'eau chaude placé à l'intérieur de l'aimant. Commencez maintenant l'acquisition des données d'IRM. Pendant la période d'imagerie, réglez le débitmètre entre 0,4 et 0,8 millilitre par minute et réduisez le vaporisateur d'isoflurane à 1,2 à 1,5 %. Le gaz expiré provenant du cône nasal de la souris est évacué vers une aspiration interne.Pour optimiser la réception du signal, régler la bobine RF à la fréquence de résonance du proton H¹ et adapter l'impédance caractéristique de la bobine à 50 ohms. À l’aide du panneau de réglage du scanner IRM, la plupart des appareils d’IRM humaine ne nécessitent pas de procédure distincte d’adaptation d’impédance, sauf dans les protocoles de spectroscopie par résonance magnétique (MRS). Commencer le shimaging en utilisant une séquence d’impulsion simple.Le processus de shimagine optimise l'homogénéité du champ magnétique dans la région d'intérêt. Chaque appareil de scan dispose de sa propre méthode pour effectuer ce processus, incluant des procédures automatiques rapides telles que le shimaging rapide par cartographie ou par gradient. Une fois le shimaging terminé, optimisez l'impulsion RF.En maximisant le profil d'image unidimensionnel, les puissances d'impulsion RF peuvent être disposées en réseau tout en maintenant la durée d'impulsion constante et en conservant un délai de recyclage suffisamment long. Le TR doit être approximativement trois à cinq fois le T1 du tissu ; acquérir des images pilotes selon trois orientations orthogonales afin de créer des images axiales, coronales et sagittales.Une séquence d'acquisition d'images rapide peut être utilisée pour acquérir les images de repérage. Les images acquises serviront à planifier l'imagerie réelle en déterminant les plans d'imagerie. Pendant l'imagerie réelle, une séquence d'écho de spin est utilisée.Deux mesures peuvent être effectuées soit à l’aide d’un imaging à échos multiples, soit par un imaging à écho unique avec plusieurs valeurs de T. L’expérience d’IRM étant terminée, examinons la spectroscopie par résonance magnétique in vivo, ou SRM, du muscle squelettique du membre postérieur de la souris, au repos et avec une production mitochondriale maximale. La production d’ATP peut être déterminée en utilisant la SRM pour mesurer les variations de la phosphocréatine pendant et immédiatement après l’ischémie.Commencez par construire un manchon permettant d'induire une ischémie réversible. Prenez un morceau de tube en PVC d'environ cinq à sept millimètres de largeur et d'un diamètre intérieur de 12 à 15 millimètres. Percez un petit trou à travers la paroi, puis découpez un morceau de ballonnet de manière à ce qu'il soit ouvert aux deux extrémités.Les ballons de qualité en helium fonctionnent le mieux. Insérez cette pièce dans la pièce en PVC et ramenez-la en arrière. Fixez les extrémités ensemble sur la paroi extérieure de la pièce en PVC.Ensuite, utilisez un film rétractable pour sceller les extrémités du ballonnet autour du tube. Vous devez obtenir un manchon avec une paroi externe solide et une paroi interne gonflable. Découpez une section de film rétractable et de ballonnet autour du trou fileté.Veiller à laisser suffisamment de matériau entre le trou et le bord du morceau de PVC, puis insérer un morceau de métal non ferreux de 1,5 centimètre dans le trou du PVC. Cela vous permettra de gonfler le brassard. Sceller la zone avec de l'époxy à prise rapide de cinq minutes.Fixez maintenant le manchon en place à côté de la bobine RF dans la sonde de spectroscopie par résonance magnétique (MRS) et reliez-le à un manomètre externe à signal. Placez ensuite une souris anesthésiée sur le dos sur le support à souris, à l'intérieur de la sonde MRS.Placer le ballon rempli de liquide sur le côté ventral de la souris et le fixer en place à l'aide des sangles de support pour la souris. Insérer la souris et son support dans la sonde de RMN. Passer un des membres postérieurs à travers le garrot ischémique et la bobine de RMN.La jambe doit être centrée au maximum dans la bobine. Cet agencement permet de positionner le corps de l'animal horizontalement. À l'intérieur d'un aimant à alésage vertical, insérez le corps de la sonde dans l'aimant, puis effectuez le réglage du ton, l'adaptation d'impédance et le shiming afin d'optimiser le rapport signal sur bruit de la spectroscopie par résonance magnétique (MRS), comme décrit pour l'IRM, à l'exception près que, pour la MRS, l'impulsion radiofréquence est optimisée en maximisant l'amplitude du spectre.Utilisez maintenant la spectroscopie par résonance magnétique du phosphore 31 (P 31 MRS) pour acquérir des spectres entièrement relaxés à haut rapport signal sur bruit, ou la spectroscopie de relaxation rapide (FRS) afin de déterminer les rapports entre le phosphate inorganique et la phosphocréatine par rapport à l’ATP dans des conditions entièrement relaxées. Pour réaliser une expérience ischémique, commencez par acquérir les spectres au repos pendant environ cinq minutes. Induisez ensuite l’ischémie en gonflant le brassard à une pression de 270 à 300 millimètres de mercure pendant 10 à 12 minutes.D&eacute;serrer le brassard et enregistrer les spectres de r&eacute;cup&eacute;ration pendant cinq minutes. Les exp&eacute;riences peuvent &ecirc;tre r&eacute;p&eacute;t&eacute;es les jours suivants. Nous allons maintenant pr&eacute;senter quelques r&eacute;sultats repr&eacute;sentatifs d'IRM et de spectroscopie RMN in vivo.La souris nue présente une tumeur cérébrale D 2 82 en xénogreffe sur son dos et a été imagée à l'aide d'une séquence spin-écho conventionnelle mettant en évidence différents effets de relaxation. Sur l'image pondérée en T un, la tumeur apparaît avec une intensité similaire à celle du tissu adjacent. En revanche, l'image T deux correspondante visualise clairement la tumeur comme une région hyperintense.L'acquisition à multiples échos permet le calcul d'une carte T2 contenant des informations quantitatives sur la variation du temps T2 dans le corps de l'animal. Les variations régionales de T2 dans la région tumorale peuvent être suivies longitudinalement sur l'image superposée. Un spectre de RMN du phosphore-31 (³¹P) entièrement relaxé provenant d'un membre postérieur de souris est présenté ici.Ce spectre représente la somme de 16 FIS. L'ordre des pics de gauche à droite correspond aux métabolites musculaires suivants : phosphate inorganique Pi, phospho, créatine, PCR, et les phosphates de l'ATP gamma, alpha et beta. Des spectres de RMN du 31P recueillis tout au long de l'expérience d'ischémie-reperfusion dynamique sont présentés ; durant l'ischémie, la PCR diminue et le Pi augmente. La vitesse de diminution de la PCR durant l'ischémie est égale à la production mitochondriale de ATP au repos.Le rétablissement de la PCR après l'ischémie peut être utilisé pour calculer la production maximale de l'ATP mitochondrial. Nous venons de vous montrer comment acquérir des images in vivo de souris et mesurer le métabolisme musculaire de souris in vivo à l'aide de la spectroscopie par résonance magnétique et de l'imagerie par résonance magnétique. Pour la SRM, nous avons conçu une sonde RF sur mesure qui permet de maintenir le corps de la souris en position horizontale dans un aimant à alésage vertical.Ainsi, ces expériences peuvent être réalisées sur tout système vertical à grand diamètre. Lors de l'exécution de cette procédure, il est important de se rappeler de l'effectuer dans des conditions optimales, telles qu'un meilleur réglage et accord de la bobine RF et une amélioration de l'homogénéité du champ magnétique. Il est également essentiel de surveiller l'état de l'animal à l'aide d'un système de surveillance animalier afin de maintenir un état physiologique stable et d'éviter toute mesure potentiellement artéfactuelle.Voilà, c'est tout. Merci d'avoir regardé et bonne chance avec vos expériences.

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