Name: Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae /em (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-02-17T14:25:00.000+00:00
Duration: 13 min 27 s
Description: Découvrez l'enregistrement sensillum simple pour étudier les réponses électrophysiologiques des neurones olfactifs chez Drosophila melanogaster et Anopheles gambiae. Cette méthode permet d'analyser l'activité neuronale en réponse aux stimuli odorants.

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1. Odeur dilutions <ol><li> La plupart des substances odorantes sont solubles dans l'huile de paraffine. Cependant, le DMSO ou l'éthanol peut aussi être utilisé comme solvant de remplacement pour les odeurs particulières. Préparer des dilutions appropriées (par exemple, volume 01h10: volume, v: v) de substances odorantes pures dans des flacons en verre. La plupart des dilutions d'odeurs sont stables à température ambiante, mais pour des composés très volatils, il est préférable de faire des dilutions de travail sur une base hebdomadaire. Chaque sensillum répond aux odeurs différentes au sein d'une gamme de concentration différents. Pour la drosophile, une utile look-up table pour des concentrations appropriées pour une utilisation avec un sensillum donné peut être trouvé dans 6, 7. Pour l'expérience de la vidéo, nous utilisons l'huile de paraffine comme un contrôle de solvants et d'acétate de méthyle (10 -6 v: v dans l'huile de paraffine) et 1-octène-3-ol (10 -7 v: v dans de l'huile de paraffine) pour la drosophile et l'anophèle enregistrements, respectivement. </li><li> Avec des ciseaux, couper le papier chromatographie en 3 mm x 5 cm afin que les bandes elles s'adapter à l'intérieur des pipettes Pasteur. </li><li> Pipeter 30 uL de l'odeur désirée sur une bande de papier filtre et l'insérer dans la pipette en verre. Couper ~ 3 cm de tube conduite d'air et de l'insérer dans l'extrémité ouverte de la pipette, il clôture avec un connecteur. Le connecteur est utilisé pour sceller la pipette qui sera ensuite fixé à la tubulure d'air en ligne d'une pompe à air quand il est temps de livrer les odeurs lors de l'expérience. </li></ol> 2. Système de livraison d'odeur <ol><li> L'utilisation d'un petit foret, couper un 10 ml en plastique pipette sérologique (par exemple à la marque de 4 ml) et de créer deux trous (par exemple à l'mL -1,5 et -0,5 marques ml) qui sera utilisé pour contenir des pipettes contenant les odeurs. Insérez une pointe de pipette 200 uL dans le coupleur de barbelés et d'introduire le coupleur dans l'extrémité émoussée de la pipette 10 ml. La pipette sera utilisé dans le cadre du système de livraison pour odorants. </li><li> Fixer la pipette sur un support magnétique avec une pince pipette et le positionner à proximité du microscope. </li></ol> 3. Électrodes à aiguiser <ol><li> Pour affûter les électrodes, préparer une solution 0,5 M d'hydroxyde de potassium (KOH) et on filtre pour éliminer les particules fines (par exemple en utilisant un filtre 45 pm). Prendre une seringue de 20 ml et faire un petit trou (diamètre ~ 2 mm) en utilisant une aiguille sur le mur près de la pointe (~ 1 cm de la pointe), dans lequel le fil électrique est inséré (figure 1A). </li><li> Remplir la seringue avec 0,5 M de KOH, et il pince sur un stand sous le microscope de telle sorte que l'extrémité est placée dans le champ de vision (figure 1B, C). Insérez le fil électrique dans le petit trou sur le mur seringue (figure 1B), en s'assurant que le fil n'est pas directement en face de l'entrée de la seringue. Connectez ce fil à la cathode d'une alimentation DC (par exemple, Wild Heerbrugg MTR32, voir méthodes) ou d'un pôle d'une alimentation en courant alternatif (par exemple, Wild Heerbrugg-LEP 990 018). Fixez l'arbre porte-électrode sur le micromanipulateur manuel sur le côté droit du microscope, et attacher un câble électrique à la base de l'arbre porte-électrode avec une pince crocodile. Branchez le câble à l'anode de l'alimentation DC ou l'autre pôle de l'alimentation CA (figure 1A). </li><li> Insérez le fil de tungstène (longueur ~ 5 cm) dans le porte-électrode, et l'attacher à l'arbre porte-électrode sur le manipulateur. Régler l'alimentation de 6 V, et d'insérer la pointe du fil dans la seringue à plusieurs reprises pour qu'il parfaire, en prenant soin de suivre la pointe sous le microscope pendant le processus (figure 1C). Pour obtenir une électrode idéale pour l'enregistrement, placer 90% de sa longueur dans la solution pendant 1 min, et tirez-le lentement. Ensuite, insérez seulement ~ 50% de l'électrode d'autres fins pendant 30 s, et de le répéter pour obtenir le bout du fil aiguisé (~ 10 fois). La pointe de l'électrode doit être assez fine pour entrer dans le sensillum, mais pas si belle que de se plier quand il le touche pendant les enregistrements (les étapes 6 et 7). Bien regarder la pointe de l'électrode sous la loupe binoculaire pendant qu'elle est aiguisée est une bonne indication de son épaisseur, seulement le regarder sous le microscope à fort grossissement d'enregistrement vous donnera une idée claire si une électrode donnée est adapté pour l'enregistrement. </li></ol> 4. Insecte de préparation: Drosophila antenne <ol><li> Construire un aspirateur voler. Coupez un morceau de tube en ligne d'air suffisamment longtemps pour pendre confortablement autour de votre cou (environ 90 - 120 cm). Couper l'extrémité d'une pointe de pipette 200 ul et l'insérer dans l'une des extrémités du tube. Sur la fin, une autre position ~ 1,5 cm x 1,5 cm morceau de grillage afin qu'il crée une barrière physique, mais n'empêche pas l'air de s'écouler hors du tube. Couper l'extrémité d'une pointe de 1 pipette mL et la position de l'extrémité la plus large sur le dessus de l'ouverture du tube, en bloquant le maillage entre les deux. Cette partie sera utilisé pour ramasser et de manipuler des mouches du vinaigre pour adultes (figure 2). </li><li> Prenez une lame de microscope et placer un morceau de cire dentaire à peu près au milieu du côté long. En plus de cela Positiona couvercle en verre légèrement incliné vers le haut (~ 30), en s'assurant que la cire n'est pas directement sous la partie supérieure, ce qui empêcherait la visualisation de la mouche du vinaigre sous le microscope. Tirez une électrode de verre avec l'extracteur vertical. Sa pointe doit être mince et assez souple pour s'adapter entre les deuxième et troisième segments antennaires, et maintenir la stabilité de l'antenne pour les enregistrements. Position de l'électrode de verre sur un autre morceau de cire et placez-le sur le côté du couvercle en verre, assez loin pour que lorsque la pointe est abaissé ce qu'il atteigne l'angle de la lamelle (figure 3A). </li><li> Travaillant à partir d'une bouteille ou un flacon de mouches adultes du génotype désiré, ramasser une mouche du vinaigre pour adultes en utilisant l'aspirateur voler. Bien que les femelles sont généralement utilisées en raison de leur plus grande taille, les mâles peuvent également être utilisés. Placez une extrémité 200 uL pipette sur le dessus de la pointe 1 ml pour éviter la volée de s'échapper. Soufflez dans le tube, de sorte que la mouche est poussé vers l'extrémité de la pointe de pipette 200 ul. Coupez le bout le plus large de l'extrémité de la pipette avec la lame de rasoir à quelques millimètres de la mouche elle-même, puis insérez un peu de cire pour empêcher l'avion de reculer. Sous un microscope, couper à nouveau près de la tête de la mouche du vinaigre, en accordant une attention à ne pas endommager l'animal. Avec une petite pointe de la pipette, pousser la cire à la tête de volée vigueur de telle sorte que la moitié environ des yeux extrusion de la pointe (figure 3B). Assurez-vous que ses jambes ne sortent pas aussi bien, ou ils pourraient se déplacer et d'interférer avec les enregistrements. </li><li> Montez la volée sur un morceau de cire, sa tête tournée vers le haut, et le placer sur la diapositive à l'avant du verre de couverture. Poussez la tête légèrement contre le coin de la vitre, de sorte que les antennes d'étendre et de repos sur le verre. Abaissez le bout du capillaire de verre dans le segment entre les deuxième et troisième antennaires (figure 3B). </li><li> Différentes parties de l'antenne donnera accès à des types de sensilles différentes. Selon les besoins particuliers d'expérimentation, l'antenne devra être orienté différemment pour permettre l'accès à des types de sensilles différentes. Pour enregistrer à partir sensilles basiconic grandes comme dans notre exemple, l'Arista est poussé vers le bas sur le verre (figure 3B). </li></ol> 5. Insecte de préparation: Anopheles palpes maxillaires <ol><li> Utiliser un aspirateur électrique (figure 2E), recueillir 40 à 60 moustiques 3-5 jours anciens (mâles et femelles mélangés) dans la cage en plastique de petite taille (figure 2F). Les moustiques doivent avoir été élevés dans des conditions normales, c'est à dire dans un insecte incubateur ou insectarium à 25-28 ° C avec une humidité de 70-80%. Placez la petite cage en plastique avec les animaux sur la glace pendant environ 15 min jusqu'à ce qu'ils soient anesthésiés par le froid. Une fois que les animaux ont cessé de bouger, de transfert de seulement 4-6 animaux à la scène sous le microscope à tout moment, en gardant le reste des animaux sur la glace pendant les procédures. Bien que les femelles sont généralement utilisés en raison de leur sensibilité au CO 2, les hommes peuvent aussi être employées. Sélectionnez les moustiques femelles ou des mâles, à en juger par la structure de leurs antennes (plume-comme chez les femelles, de filaments ressemblant à des hommes), et de supprimer leurs ailes et les jambes avec une pince fine pour les immobiliser. Gardez-les dans une petite tasse en plastique avec un papier humide en bas, pour les empêcher de dessécher. </li><li> Mettez deux morceaux de scotch double-face (~ 1 cm de longueur) en parallèle les uns aux autres (~ 1 cm de distance), au centre et sur le côté de la lame de verre (figure 3C). En utilisant des pinces fines, placez une moustiquaire sur la bande centrale sous la loupe binoculaire, et il se tourner de côté et le bâton de son corps et un œil sur la bande. Ajustez la position des palpes maxillaires afin que les deux palpes s'étendent parallèlement sur la bande (figure 3D). Fixer les palpes maxillaires en plaçant cordes fines (par exemple, les cheveux humains) à la fois à la base et à la pointe des palpes (figure 3D). La bande latérale est utilisée comme référentiel pour cordes fines, tandis que la bande centrale doit être remplacée après chaque enregistrement (figure 3C). </li></ol> 6. Enregistrement Drosophila melanogaster <ol><li> Placer la lame sous le microscope (figure 4A) à faible grossissement et la position de l'antenne à peu près au milieu du champ de vision (FOV) (figure 4B). Abaissez délicatement les électrodes de telle sorte que l'électrode de référence est situé près de l'œil de la mouche et l'électrode d'enregistrement est près de l'antenne (figure 4C). Augmenter le grossissement et re-positionner l'antenne dans le milieu de la FOV (figure 4D). </li><li> Placez l'appareil près de l'odeur de livraison à la tête de la mouche, pointant à l'antenne. </li><li> A faible grossissement (figure 4C), insérez l'électrode de référence dans l'œil de la mouche. Basse l'électrode d'enregistrement sur le dessus de l'antenne sans toucher sa surface. </li><li> Le passage à fort grossissement, le contrôle de l'électrode d'enregistrement avec le micromanipulateur et l'insérer dans un sensillum sélectionnés (figure 4D). Tout point de la longueur sensillum est bon pour l'enregistrement. Une fois à l'intérieur du sensillum, l'électrode peut être poussé plus loin dans (parfois tout le long)d'obtenir un meilleur rapport signal sur bruit. Une fois que l'électrode est dans le sensillum, l'activité spontanée des cellules peut être détectée. </li></ol> 7. Enregistrement Anopheles gambiae <ol><li> Placez la lame de verre sous le microscope à faible grossissement (10x) et la position des palpes maxillaires à peu près au milieu de la FOV et la tête en haut (figure 4E). Tourner la scène jusqu'à ce que l'un des palpes est à un angle droit avec l'électrode d'enregistrement. </li><li> Ajuster la hauteur des électrodes de telle sorte que l'électrode de référence est positionné juste au-dessus de l'œil du moustique et l'électrode d'enregistrement est proche des palpes maxillaires. </li><li> Placez le dispositif de délivrance d'odeurs afin qu'il soit aussi proche que possible de l'palpes. </li><li> Insérer l'électrode de référence dans l'œil à faible grossissement (10x), et le passage à l'plus fort grossissement (100x), insérez l'électrode d'enregistrement dans le sensillum PEG sur le palpe (Figure 4f). Une fois que l'électrode est dans le sensillum, l'activité spontanée des cellules peut être détectée. </li></ol> 8. Les résultats représentatifs Selon le sensillum et la qualité de l'enregistrement, on peut distinguer un nombre différent de neurones olfactifs dans une seule trace. Dans la grande sensilles basiconic de Drosophila melanogaster, par exemple, entre 2 et 4 cellules qui diffèrent en pic d'amplitude devrait apparaître lors de l'enregistrement 9, 10. Dans notre expérience, la vidéo, la drosophile AB2 sensillum montre deux cellules, une. Une cellule (figure 5, les pointes bleu) et une cellule B (figure 5, les pointes vertes) Ni cellule est activée lors de l'application d'huile de paraffine (figure 5A), tandis que la cellule A répond à la dilution 10 -6 de l'acétate de méthyle (figure 5B). Dans le palpe maxillaire d'Anopheles gambiae, le PEG rainuré sensillum contient trois cellules, mais seulement deux sont facilement discriminées (figure 5C, les pointes bleu et vert, respectivement). Dans l'expérience vidéo que nous montrent comment la cellule B répond à une dilution de 10 -7 1-octène-3-ol (figure 5D). <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Electrode aiguiseur (A) Vue générale de l'appareil d'électrode crayon. (B) La seringue contenant 0,5 M de KOH (à gauche) sert à affûter les électrodes (à droite). (C) Gros plan sur l'extrémité de l'électrode à côté de l'ouverture de la seringue. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Comment préparer un aspirateur mouche et moustique aspirateur (A) de départ:... Tubes en plastique conduite d'air, deux embouts de pipette couper, et maillage (B) L'aspirateur volée une fois qu'elle est terminée (C) Détail de la fin qui est utilisé pour attraper des mouches du vinaigre (D) Détail de l'autre extrémité de l'aspirateur voler. (E) L'aspirateur électrique pour la collecte des moustiques se compose d'un corps principal et une cage en plastique amovible (F). La cage amovible en plastique pour les moustiques. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Préparer une mouche du vinaigre (Drosophila melanogaster) et un moustique du paludisme (Anopheles gambiae) pour l'enregistrement (A) Image d'un vinaigre volée monté sur la glissière avant de positionnement sous le microscope. (B) Gros plan sur la tête mouche du vinaigre avec l'antenne maintenu en place par le capillaire en verre. (C) Photo d'un moustique montées sur la diapositive. (D) Gros plan sur la tête des moustiques avec des trompe et palpes coller sur la bande. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig4.jpg" alt="Figure 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 4"> Figure 4. Enregistrement à partir d'une mouche du vinaigre (Drosophila melanogaster) et un moustique du paludisme (Anopheles gambiae) (A) Vue de l'installation de l'électrophysiologie. (B) Gros plan sur la préparation volée montée sur le microscope. Notez la position respective de l'électrode d'enregistrement (à gauche), le système de livraison d'odeur (milieu pipette), et l'électrode d'enregistrement (à droite). (C) image de la mouche sous l'objectif 10x. (D) image de l'antenne voler sous l'objectif 100x;. sensilles grande basiconic (flèches), entrecoupées parmi les non-sensorielle poils (flèches) (E) vue 10x d'un moustique montées pour l'enregistrement (F) Vue à fort grossissement de la palpe les moustiques et un sensillum PEG (flèche). . <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig5.jpg" alt="Figure 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 5"> Figure 5. Exemples d'enregistrements de Drosophila melanogaster etAnopheles gambiae (A) Le sensillum AB2 de Drosophila melanogaster abrite deux neurones sensoriels;.. La Une cellule (pointes bleu) et des cellules B (pics verts) (B) Les cellules A et B lors de l'application de 10 -6 acétate de méthyle (C) L' peg sensillum d'Anopheles gambiae abrite deux neurones sensoriels, les cellules A (pointes de bleu) et des cellules B (pics vert) (D) Application de 10 -7 1-octène-3-ol à l'sensillum PEG..

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</ol>

Signaux olfactifs sont utilisés par les organismes d&#39;identifier les sources de nourriture, des partenaires potentiels, et les prédateurs. Neurones sensoriels olfactifs (ARS) sont au centre du premier relais entre les stimuli externes et les centres supérieurs du cerveau où les informations sont traitées ultérieurement. Dans Drosophila melanogaster et Anopheles gambiae, ARS sont facilement accessibles et leur activité électrique peut être surveillée quand stimulée par bouffées d&#39;odeurs. <p c...

<table><tbody><tr><td>Huile de paraffine</td><td>Odorants</td><td>Fluka</td><td>76235</td><td></td></tr><tr><td>Odorants de haute pureté (&amp;gt;98 %)</td><td>Odorants</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td>Acétate de méthyle&lt;br/&gt;#296996&lt;br/&gt;1-octén-3-ol&lt;br/&gt;#74950&lt;br/&gt;</td></tr><tr><td>Bandelettes de papier filtre</td><td>Odorants</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-714-1</td><td>Papier chromatographique</td></tr><tr><td>Connecteurs</td><td>Odorants</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06365-40</td><td>1/16x1/8&quot;</td></tr><tr><td>Flacons en verre</td><td>Odorants</td><td>Agilent Technologies</td><td>5182-0556</td><td></td></tr><tr><td>Tuyau en plastique pour ligne d'air</td><td>Délivrance d'odeurs</td><td>Python Products</td><td>500PAL</td><td></td></tr><tr><td>1 pipette serologique</td><td>Délivrance d'odeurs</td><td>Corning</td><td>4101</td><td>10 mL</td></tr><tr><td>Tuyau en plastique</td><td>Délivrance d'odeurs</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06418-0</td><td>0,050&quot;x0,090&quot;OD</td></tr><tr><td>Pipettes Pasteur en verre borosilicaté jetables</td><td>Délivrance d'odeurs</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20A</td><td>5-3/4 pouces</td></tr><tr><td>Contrôleur de stimulus programmable</td><td>Délivrance d'odeurs</td><td>Syntech</td><td>CS-55</td><td></td></tr><tr><td>Table anti-vibrations</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>TMC</td><td>63533</td><td>36&amp;#8221;Lx30&amp;#8221;lx29&amp;#8221;H</td></tr><tr><td>Cage de Faraday</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>TMC</td><td>MI8133303</td><td></td></tr><tr><td>Microscope inversé</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Nikon Instruments</td><td>E600FN ECLIPSE</td><td>Microscope d'enregistrement</td></tr><tr><td>Objectifs 10x et 100x</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Nikon Instruments</td><td>10x Plan Fluor 100x L Plan</td><td></td></tr><tr><td>Microscope stéréoscopique</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Nikon Instruments</td><td>EZ645</td><td>Microscope pour aiguisage des électrodes et préparation des insectes</td></tr><tr><td>Supports magnétiques</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Newport Corp.</td><td>MODEL 150</td><td></td></tr><tr><td>IDAC</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Syntech</td><td>IDAC-4</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d'acquisition</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Syntech</td><td>Autospike</td><td></td></tr><tr><td>1 macromanipulateur</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Narishige International</td><td>MN-151</td><td>Manipulateur à manette&lt;br/&gt;Utilisé pour positionner l'électrode de référence</td></tr><tr><td>1 micromanipulateur</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>EXFO</td><td>PCS-6000</td><td>Utilisé pour positionner l'électrode d'enregistrement</td></tr><tr><td>Pince crocodile</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Pomona</td><td>AL-B-12-0</td><td></td></tr><tr><td>Câble électrique</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Pomona</td><td>B-36-0</td><td>Assemblage de câble de test</td></tr><tr><td>2 porte-électrodes</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Syntech</td><td>N/A</td><td>Porte-électrodes (ensemble de 2) pour électrode en fil de tungstène</td></tr><tr><td>Pointe de test CA</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Syntech</td><td>N/A</td><td>Pointe universelle simple (10xCA)</td></tr><tr><td>Électrodes en tungstène</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Microprobes</td><td>M210</td><td>tiges droites en tungstène, 0,005x3</td></tr><tr><td>Hydroxyde de potassium</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>221473</td><td></td></tr><tr><td>Seringue</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>BD Biosciences</td><td>301625</td><td>20 mL</td></tr><tr><td>Alimentation électrique</td><td>Équipement d'électrophysiologie</td><td>Wild Heerbrugg</td><td>par ex. MTR32</td><td></td></tr><tr><td>Tireur vertical</td><td>Préparation des insectes</td><td>Narishige International</td><td>PB-7</td><td></td></tr><tr><td>Lame de rasoir</td><td>Préparation des insectes</td><td>VWR international</td><td>55411-050</td><td></td></tr><tr><td>Cire dentaire</td><td>Préparation des insectes</td><td>Patterson</td><td>091-1503</td><td></td></tr><tr><td>Lame de microscope</td><td>Préparation des insectes</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550A</td><td></td></tr><tr><td>Couvercle en verre</td><td>Préparation des insectes</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-541A</td><td>18X18 #1,5</td></tr><tr><td>Maille en polypropylène</td><td>Préparation des insectes</td><td>Small Parts, Inc.</td><td>CMP-0500-B</td><td></td></tr><tr><td>Électrode en verre</td><td>Préparation des insectes</td><td>Frederick Haer and Co.</td><td>27-32-0-075</td><td>Tubulure capillaire en verre borosilicaté 1,5 mm OD x 1,12 mm ID x 75 mm</td></tr><tr><td>Adhésif double face (3M)</td><td>Préparation des insectes</td><td>3M</td><td>MMM6652P3436</td><td>Adhésif double face (3M)</td></tr><tr><td>Pinces</td><td>Préparation des insectes</td><td>Fine Science Tools</td><td>021x0053</td><td>Pinces miroir Dumont n°5</td></tr><tr><td>Petit gobelet en plastique</td><td>Préparation des insectes</td><td>VWR international</td><td>89009-662</td><td>7 x 5,7 (23/4 x 21/4)</td></tr><tr><td>Aspirateur électrique</td><td>Préparation des insectes</td><td>Gempler&amp;rsquo;s</td><td>RHM200</td><td></td></tr></tbody></table>

enregistrements sensillum simple chez les insectes drosophila melanogaster et anopheles gambiae</em

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

L&#39;odorat est essentiel pour les insectes de trouver des aliments, les seconds, les prédateurs, et les sites de ponte 3. Insecte neurones sensoriels olfactifs (ARS) sont enfermés dans des poils sensoriels appelés sensilles, qui couvrent la surface des organes olfactifs. La surface de chaque sensillum est couverte de minuscules pores, à travers lequel passent odorants et de se dissoudre dans un liquide appelé lymphe sensillum, qui baigne les dendrites sensoriels de l&#39;ARS logé dans un sensillum donné. Les dendrites OSN expresse odorant récepteur (ou) des protéines, qui en fonction des insectes comme les canaux ioniques odeur-dépendants 4, 5. L&#39;interaction de molécules odorantes, les RC augmente ou diminue la cadence de tir basale de l&#39;OSN. Cette activité neuronale dans la forme des potentiels d&#39;action incarne la première représentation de la qualité, l&#39;intensité et les caractéristiques temporelles de l&#39;odorant 6, 7. Étant donné l&#39;accès facile à ces poils sensoriels, il est possible d&#39;effectuer des enregistrements extracellulaires de ARS simple en introduisant une électrode d&#39;enregistrement dans la lymphe sensillum, tandis que l&#39;électrode de référence est placé dans la lymphe de l&#39;œil ou le corps de l&#39;insecte. Chez la drosophile, sensilles maison entre un et quatre ARS, mais chaque OSN affiche généralement une amplitude caractéristique de pointe. Techniques de tri de Spike permettent d&#39;assigner des réponses dopage à l&#39;ARS individuels. Cet enregistrement simple sensillum (SSR) surveille la technique la différence de potentiel entre la lymphe sensillum et l&#39;électrode de référence comme des pointes électriques qui sont générés par l&#39;activité des récepteurs sur les ARS 1, 2, 8. Les changements dans le nombre de pointes en réponse à l&#39;odorant représentent la base cellulaire de l&#39;odeur de codage dans les insectes. Ici, nous décrivons la méthode de préparation actuellement utilisée dans notre laboratoire pour effectuer SSR sur Drosophila melanogaster et Anopheles gambiae, et montrent des traces représentatives induite par les odorants de manière sensillum spécifiques.

Réponses électrophysiologiques des neurones olfactifs sensoriels odorants peuvent être mesurés chez les insectes en utilisant des enregistrements sensillum unique. Dans cet article, vidéo, nous allons montrer comment réaliser des enregistrements sensillum seule dans les antennes de la mouche du vinaigre (<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt;) Et les palpes maxillaires de l&#39;anophèle (<em&gt; Anopheles gambiae</em&gt;).

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae</em

L'odorat est essentiel pour que les insectes puissent trouver de la nourriture, des partenaires, des prédateurs et des sites d'oviposition3. Les neurones sensoriels olfactifs (NSO) des insectes sont enfermés...

Ce vidéo montre comment effectuer des enregistrements unitaires de synapses chez Drosophila melanogaster, et des odorants préparés avec soin sont pipetés sur des bandes de papier puis insérés dans des pipettes en verre. Les insectes vivants sont fixés afin d'immobiliser leurs organes olfactifs. L'insecte est placé sous un microscope et une électrode de référence est insérée dans l'œil de l'insecte.L'électrode d'enregistrement est ensuite insérée dans un centum olfactif. Une odeur est pulvérisée à partir de la pipette vers le centum et l'activité neuronale est enregistrée. Bonjour, je suis Leslie Vasal du laboratoire Sal à l'Université Rockefeller, et je suis Mariza Pellegrino, également du laboratoire Vasal.Et je viens du. Aujourd'hui, nous allons vous montrer une procédure permettant d'enregistrer l'activité des neurones sensoriels olfactifs de la drosophile *Drosophila melanogaster* et du moustique vecteur du paludisme *Anopheles gambiae*. Nous utilisons cette procédure dans notre laboratoire pour étudier le fonctionnement du système olfactif chez les insectes et la manière dont les neurones réagissent aux composés chimiques volatils. Commençons donc.Commencez cette procédure en

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Insecte systèmes olfactifs offrent des occasions uniques pour l'enregistrement odorant réponses induites dans les formes de electroantennograms (EAG) et les enregistrements sensillum unique (SSR), qui sont résumées les réponses de tous les neurones récepteurs olfactifs (Orns) situé sur l'antenne et de ceux logés dans différents sensilles, respectivement.

Mesures électrophysiologiques à partir d&#39;un système de Moth olfactive

Dans cette vidéo, une mouche drosophile vivante est montée dans un tube pour des études électrophysiologiques. Des électrodes sont positionnées à la base du sensillum pour enregistrer des réponses neuronales spécifiques aux phéromones avec les neurones récepteurs olfactifs de la mouche.

Enregistrements électrophysiologiques de la drosophile sensille en réponse aux odorants volatils

Ce protocole décrit l'enregistrement extracellulaire des réponses potentielles d'action tirés par les neurones gustatifs labellar chez la drosophile.

Enregistrement électrophysiologique De<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Goût Sensilles

L'utilisation de deux méthodes pour estimer l'expression des gènes dans les grands appendices gustatives de Aedes aegypti, nous avons identifié l'ensemble des gènes sous-jacents supposément les réponses neuronales à des composés amers et de répulsion, comme déterminé par l'examen électrophysiologique.

Physiologiques Recordings et ARN séquençage des annexes gustatives du Mosquito fièvre jaune Aedes aegypti

Les punaises de lit dépendent des neurones récepteurs olfactifs logés dans leur sensille olfactive antennaire pour détecter les substances sémiochimiques dans l’environnement. À l’aide de l’enregistrement d’un seul sensillum, nous démontrons une méthode pour évaluer la réponse des punaises de lit aux substances sémiochimiques et explorons le processus de codage impliqué.

Utilisation Sensillum simple enregistrement pour détecter les réponses olfactive Neuron des punaises de lit à écomones

Les pattes antérieures et la trompe de la drosophile contiennent un riche répertoire de neurones sensoriels gustatifs. Ici, nous présentons une méthode utilisant l’imagerie calcique pour mesurer les réponses physiologiques des neurones sensoriels de la patte antérieure et du proboscis de mouches vivantes lors de l’application exogène d’une phéromone gustative.

Mesurer les réponses physiologiques de<em&gt; Drosophila</em&gt; Neurones sensoriels à Lipid Phéromones Utilisation en direct d&#39;imagerie de calcium

Des microélectrodes tranchantes permettent une caractérisation électrophysiologique précise des photorécepteurs et de la sortie d’interneurones visuels chez la drosophile vivante. Nous montrons ici comment utiliser cette méthode pour enregistrer les réponses en tension de haute qualité de cellules individuelles à une stimulation lumineuse contrôlée. Cette méthode est idéale pour étudier le traitement de l’information neuronale dans les yeux composés d’insectes.

Méthode électrophysiologique de réponses d&#39;enregistrement intracellulaire tension de<em&gt; Drosophila</em&gt; Photorécepteurs et Interneurones à Light Stimuli<em&gt; In Vivo</em

L'objectif global de ce protocole est de démontrer comment présenter des odorants de faible volatilité pour l'enregistrement à sens unique des neurones récepteurs olfactifs de Drosophila qui répondent aux phéromones cuticulaires à longue chaîne.

Enregistrement électrophysiologique de<em&gt; Drosophila</em&gt; Sensilla Trichoid en Réponse aux Odorants de Faible Volatilité

Cet article décrit un protocole détaillé et très efficace pour les enregistrements de sensille unique de la basiconica de sensilles sur les palpes des insectes pièces buccales.

Sensille unique Recordings pour Locust Palp sensilles basiconiques

Ce protocole décrit une méthode pour enregistrer l’activité électrique descendante du système nerveux central Drosophila melanogaster pour permettre le rapport coût-efficacité et pratique essais d’agents pharmacologiques, les mutations génétiques des protéines neuronales, et/ou le rôle des voies physiologiques inexplorées.

Enregistrement électrophysiologique de l’activité du système nerveux Central du troisième stade de Drosophila Melanogaster

Une méthode d’enregistrement électrophysiologique rarement utilisée, l’enregistrement de base, permet d’analyser des caractéristiques du codage du goût qui ne peuvent pas être examinées par les méthodes d’enregistrement conventionnelles. L’enregistrement de base permet également d’analyser les réponses gustatives à des stimuli hydrophobes qui ne peuvent pas être étudiés à l’aide des méthodes électrophysiologiques traditionnelles.

Enregistrement de base : une technique d’analyse des réponses des neurones gustatifs chez la drosophile

Découvrez l'enregistrement sensillum simple pour étudier les réponses électrophysiologiques des neurones olfactifs chez Drosophila melanogaster et Anopheles gambiae. Cette méthode permet d'analyser l'activité neuronale en réponse aux stimuli odorants.

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae

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