Name: Drug Delivery systémique et locale pour traiter les maladies du système nerveux central dans les modèles rongeurs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-08-16T17:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 51 s
Description: Découvrez quatre méthodes d'administration systémique et locale de médicaments pour le système nerveux central chez la souris. Ces protocoles incluent injection intraveineuse, intrapéritonéale, gavage oral et perfusion cérébrale par convection.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

NS65819 (CDJ, TO), NS049720 (CDJ), CA097257 (CDJ, TO), CIRM DR1-01426 Nous tenons à remercier Raquel Santos pour l&#39;assistance technique.

1. Modes de livraison systémiques Bien que l'administration systémique de médicaments n'est pas l'approche la plus efficace pour atteindre des concentrations élevées en médicaments dans le SNC, les livraisons systémiques sont pratiques et bien accepté par les patients. Ici, nous allons montrer les procédures correctes pour trois approches couramment utilisés administration systémique: l'injection intraveineuse, injection intrapéritonéale et orale par gavage. A. intraveineuse (injection dans la veine caudale) <ol><li> Avant de commencer la procédure, le poids corporel de chaque souris doivent être enregistrées. Comme pour toutes les études précliniques, le poids corporel doivent être surveillés régulièrement (deux fois par semaine ou plus) pour évaluer la toxicité potentielle des médicaments. Pas plus de 1% du poids de la souris dans le volume doit être injecté en une seule fois. Par exemple, pas plus de 0,2 ml de liquide doit être injecté dans une souris de 20 g. Tous les fluides injectés par voie intraveineuse doivent être stérilisés selon une méthode appropriée. </li><li> La souris doit être réchauffé pendant 5-10 minutes en utilisant soit un coussin chauffant ou une lampe chauffante pour dilater la veine de la queue. Si vous utilisez une lampe chauffante, contrôler la souris à tout moment pour éviter l'hyperthermie. </li><li> La souris est transférée à un dispositif de retenue, qui retient la souris tout en permettant l'accès à la veine de la queue (voir vidéo). Dans la queue de la souris, il ya quatre vaisseaux visibles: les vaisseaux sur les côtés dorsales et latérales sont des veines, et le navire sur la face ventrale est une artère. Pour accéder à la veine de la queue, la queue de la souris est maintenu au point le plus distal, et une rotation de 90 degrés, de sorte que la veine est orienté vers le haut. Le site d'injection est nettoyée avec un tampon imbibé d'alcool et une seringue à insuline 28g est insérée, le côté biseauté le haut, dans la veine (voir la vidéo). Si l'aiguille est correctement placée dans la veine, il doit se déplacer librement et sans pression. Injecter lentement le médicament avec une pression uniforme sur les 5-10 secondes. Si une ampoule apparaît sur la queue, arrêter l'injection, car cela indique que l'aiguille n'est pas longueer dans la veine. </li><li> Après l'injection, appliquer une légère pression au site d'injection jusqu'à ce que le saignement cesse. Cela prend normalement 30-60 secondes. Surveiller la souris pendant 5-10 minutes après l'injection pour s'assurer qu'il n'ya pas de saignement. </li></ol> B. Injection intrapéritonéale <ol><li> Avant de commencer l'injection, le médicament doit être chargée dans une seringue attachée à une aiguille 28g. Assurez-vous qu'il ya un espace dans la seringue pour tirer sur le piston avant l'injection (par exemple, si l'injection de 200 pl, assurez-vous que la capacité de la seringue est 300μL ou plus). </li><li> Débranchez la souris de la cage par la queue et placez-le sur une surface texturée, de sorte que la souris a quelque chose à saisir. Un couvercle de la cage est généralement suffisant. Laissez la souris pour étirer son corps et puis en utilisant votre main non dominante, saisir la peau sur le dos de la souris, en prenant soin de pincer la peau légèrement autant que possible entre le pouce et l'index et le majeur(Voir la vidéo). Activer la souris sur l'abdomen de sorte que la souris est tournée vers le haut. Si la souris peut se déplacer librement sa tête, relâcher la poignée et essayez à nouveau, de façon à éviter d'être piqué lors de l'injection. </li><li> Avec votre main dominante, prenez la seringue et insérer l'aiguille à un angle de 30 degrés dans le quadrant inférieur gauche de la souris (voir la vidéo). Tenant la souris légèrement inversée aidera à faire avancer les organes en dehors du site d'injection. Pour s'assurer que l'aiguille est dans l'espace intra-péritonéale, tirez sur le piston de la seringue. Si du liquide ou du sang apparaît dans la seringue, puis l'aiguille n'est pas dans l'espace intra-péritonéale et devrait être supprimée. Si aucun fluide est aspiré dans la seringue, puis injecter contenu de la seringue avec une pression encore plus 5.1 secondes, puis relâchez la souris. </li><li> Surveiller la souris pour 5-10 minutes après l'injection de sorte que la souris retourne à une activité normale. </li></ol> C. gavage oral <ol><li> Before début de l'injection, enregistrer le poids de la souris. Le volume maximum pouvant être délivré par gavage oral est de 10 ml par kg de poids corporel. Par exemple, le volume maximal pour une souris 20g serait 200 pl. Tentative d'injecter des volumes plus importants peuvent entraîner des reflux, ce qui entraînera l'administration de médicaments incomplète. S'il est nécessaire d'administrer des volumes plus importants que ceux indiqués ci-dessus, un maximum de trois doses peuvent être administrées en 24 heures. </li><li> Pour éviter de percer l'œsophage, il est important de mesurer la longueur de l'aiguille de gavage pour chaque souris. Tenir une extrémité 18g balle gavage aiguille courbe à la dernière côte de la souris, puis marquez la longueur à l'extrémité de la tête de la souris à l'aide d'un marqueur indélébile (voir la vidéo). Pendant le gavage, cette marque sera un point d'arrêt que vous insérez l'aiguille dans la bouche de la souris. </li><li> Restreindre la souris en utilisant la poignée comme pour une injection intrapéritonéale. Insérez l'aiguille gavage dans la bouche, sur la langue, et avance l'aiguille dans le pharynx. Ne pas insérer l'aiguille passé la marque d'arrêt. L'aiguille doit procéder en douceur, sans aucune pression (voir la vidéo). Si vous rencontrez pression, arrêter et retirer l'aiguille pour éviter l'injection de fluide dans les poumons. </li><li> Avec l'aiguille en place, appuyer sur le piston au-dessus de 1-5 secondes, puis retirez l'aiguille sous le même angle qu'il a été inséré. Surveiller la souris pendant 5-10 minutes, en accordant une attention particulière aux signes de difficultés respiratoires qui peuvent indiquer que le fluide a pénétré dans les poumons. </li></ol> 2. Livraison locale Aiguë convection-enhanced delivery A. Construction de la sonde Une canule reflux résistant DEC pour les rongeurs n'est pas encore disponible dans le commerce. Ici, nous allons démontrer une méthode pour la construction canule qui a été adapté à partir d'une première méthode décrite par Krauze et al (Krauze 2005). <ul><li> La canule comporte trois parties ( <li> Pour obtenir de l'aiguille métallique rigide, utiliser une flamme nue pour faire fondre le plastique sur un cathéter Surflo IV (24g stylet) et l'aide de pinces retirer l'aiguille métallique. Le reste du cathéter peut être mis au rebut. Couper une longueur de tube de silice (DO 0.163mm), légèrement plus longue que l'aiguille métallique, à l'aide d'une lame de rasoir simple arête. Rôle du tube de silice dans une petite goutte de base de cyanoacrylate colle à action rapide (par exemple, Krazy Glue), en prenant soin de ne pas mettre de la colle sur les extrémités du tube. Insérer le tube de silice dans l'aiguille métallique et laisser sécher pendant 5 minutes. </li><li> Une fois sec, le tube en silice doit être solidement fixé à l'aiguille. Les extrémités de la silice doit être coupée de sorte que 2 mm de tube de silice saillie de l'extrémité pointue de l'aiguille fait saillie de 3 mm et tube de silice de la partie plate (voir vidéo). </li><li> Coupez une section de tube en téflon 20 cm de longueur. Roulez l'aiguille métallique dans une petite goutte de colle, encore une fois en prenant soin de ne pas mettre de colle sur les extrémités du tube en silice car cela va obstruer la canule. Insérez l'aiguille dans le tube en Téflon à une profondeur de 1 cm. Laisser sécher pendant 1 minute. À l'aide d'un pistolet à colle, appliquer une goutte de colle à chaud à la jonction entre l'aiguille métallique et le tube en Téflon (voir vidéo). Assurez-vous que le joint est entièrement recouvert de tous les côtés et laisser sécher pendant au moins 1 heure. Canules peuvent être faites jusqu'à une semaine à l'avance et conservé à température ambiante. </li></li></ul> Procédure de perfusion B. <ul><li> Pour préparer la zone chirurgicale, toutes les surfaces doivent être pulvérisées avec un désinfectant comme une solution de chlorhexidine à 2%. Gants chirurgicaux stériles doivent être portés lors de la procédure. Les surfaces sont ensuite recouverts de rideaux absorbants. Les fournitures suivantes doivent être placés dans la zone chirurgicale: <ul><li> Coussin chauffant pour maintenir le corps de la souris temRature </li><li> Deux petites boîtes de Pétri: l'un contenant du peroxyde d'hydrogène à 3%, et une base de chlorhexidine à 2% </li><li> Gaze stérile et des cotons-tiges </li><li> Scalpels jetables stériles (Numéro 21) </li><li> Aiguilles stériles 22g </li><li> Souris stéréotaxique cadre </li><li> Contrôlée pompe à seringue taux </li><li> Autoclavé la peau de souris agrafeuse, agrafes et ôte-agrafes </li></ul></li><li> Pour mettre en place la canule DEC, fixer une seringue de 1 ml au tube Téflon l'aide d'un jeu d'adaptateurs de seringue en plastique. La canule doit être collée sur le cadre stéréotaxique de sorte qu'il soit perpendiculaire à la surface opératoire (voir vidéo). Pour désinfecter la canule, remplir la seringue de 1 ml d'éthanol à 70% et appuyer sur le piston pour exécuter l'éthanol à travers la canule. Répétez ce processus en utilisant une solution saline stérile, et vérifier s'il ya des fuites autour des articulations canule. Pour désinfecter l'extérieur de la canule, essuyer doucement avec un éthanol à 70% essuyer. </li><li> Remplissez la canule avec une solution saline stérileet ensuite tirer sur la seringue de sorte que la petite bulle d'air est aspiré dans la canule. Cette bulle d'air se sépare de la solution intraveineuse de la solution saline dans la canule. Puis, backloading votre solution intraveineuse (voir la vidéo). Relier la seringue à la seringue et amorcer la pompe en cours d'exécution par la canule brièvement. </li><li> Sedate la souris en utilisant un anesthésique injecté et préparer la peau en tamponnant plusieurs fois (pendant 5-10 secondes) avec un morceau de gaze stérile trempée dans la solution de chlorhexidine à 2%. Pommade ophtalmique doit être appliquée sur la souris pour maintenir une humidité suffisante au cours de la procédure. L'aide d'un scalpel stérile, créer une incision sagittale le long du centre du crâne, environ 1,5 cm de long (voir la vidéo). La surface du crâne est ensuite nettoyé à l'aide d'un coton-tige imbibé d'une solution de peroxyde d'hydrogène à 3%. Prenez soin d'éviter de tomber peroxyde d'hydrogène dans les yeux de la souris. Les lignes de suture du crâne devrait être évident à ce point: si elles ne sont pas visibles, doucement tamponner le crâne avec une fresh coton-tige imbibé d'une solution de peroxyde d'hydrogène à 3%. </li><li> Identifier le bregma (Figure 2), puis de mesurer 2 mm à la partie postérieure droite et 1mm de cette structure pour localiser le site de perfusion. Utilisation de l'aiguille stérile 22g, doucement créer un trou dans le crâne à ce point en tournant l'aiguille contre le crâne (voir la vidéo). Éviter de forcer l'aiguille vers le bas contre le crâne. </li><li> À ce stade, la souris doit être placée dans le cadre stéréotaxique et commencer à recevoir par inhalation anesthésie (voir la vidéo). Administrer l'anesthésique à un niveau faible (1%), et surveiller attentivement la souris pour les changements de la fréquence respiratoire, le réglage de l'anesthésie en conséquence. </li><li> Placer la canule sur le trou du crâne puis abaissez 3 mm sous la surface du crâne. Commencer la perfusion, en utilisant les taux et les durées suivantes: <table border="0"><tbody><tr><td> 0,1 pl / min pendant 5 minutes </td><td rowspan="5"><img src="/files/ftp_upload/1992/1992tablefigure.png" alt="Total Volume 10 ul" total pl data-altupdatedat="1787634011000" data-alt='"Volume'></td></tr><tr><td> 0,2 ul / min pendant 5 minutes </td></tr><tr><td> 0,5 ul / min pendant 5 minutes </td></tr><tr><td> 0,8 ul / min pendant 7,5 minutes </td></tr><tr><td> OFF pendant 1 minute </td></tr></tbody></table></li><li> A la fin de la perfusion, retirer lentement la canule et nettoyer le crâne avec du peroxyde d'hydrogène à 3%. Appliquez la cire à os stérile pour le trou (voir la vidéo). En utilisant des pinces, tirer la peau en même temps sur le crâne et l'agrafer pour fermer. La buprénorphine doit être administré pour soulager la douleur post-opératoire. </li><li> Surveiller la souris en post-opératoire jusqu'à ce qu'elle reprenne conscience et de mobilité. En raison de la longueur de la procédure, il peut prendre jusqu'à une heure pour la souris de retrouver une activité complète. Au cours de cet endroit fois que la cage de la souris sur un coussin chauffant pour éviter l'hypothermie, et ne pas abriter la souris récupérer avec d'autres souris actives. </li><li> Agrafes cutanées devrait être retiranted une semaine après la chirurgie. </li></ul> C. L'imagerie in vivo Infusate marqués à la fluorescence peut être imagé suivant l'administration de DEC, et peut être surveillés pour des changements dans l'intensité du signal ainsi que l'emplacement du signal. En règle générale, il est préférable d'attendre 2-3 heures après la perfusion de l'image, de façon à permettre la souris pour récupérer à partir de la perfusion. <ul><li> Pour l'anesthésie lors de l'imagerie, utilisez un bas niveau d'une inhalation anesthésique. La position de la souris, jusqu'à la face dorsale, dans une station d'imagerie (par exemple, IVIS Lumina, Caliper Life Sciences, Alameda, CA). L'utilisation d'un réglage de filtre approprié pour le fluor qui est imagée, acquérir une image. Pour DEC, une perfusion de succès devrait montrer plus de la matière dans le cerveau près du site de perfusion (figure 3). </li></ul> 3. Les résultats représentatifs Un manque de réaction indésirable à l'administration de la thérapie est un indicateur important de successful injection. Par exemple, suite à l'injection dans la veine caudale devrait y avoir aucun changement dans l'apparence (par exemple, taille, couleur) de la queue. Une bulle ou boursouflure après l'injection veine de la queue indique sous-cutanée plutôt que par voie intraveineuse, l'administration du traitement. Pour les injections intra-péritonéales, une bosse sur la peau ou une décoloration de l'abdomen peut indiquer injection sous-cutanée ou des dommages aux structures internes. En gavage oral, une souris avec une respiration difficile ou toux peut indiquer que le fluide a été injecté dans les poumons, plutôt que dans l'estomac. Pour DEC, la fonction neurologique est importante pour évaluer l'administration d'une thérapie réussie. Une souris qui expose des convulsions ou une hémiparésie peut-être reçu une perfusion inadéquate. Si une solution intraveineuse fluorescent est utilisé, l'imagerie in vivo peuvent être appliquées pour évaluer l'administration de succès (Figure 3). Si la solution intraveineuse n'est pas localisée au site d'injection, la perfusion n'est pas successful. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1: Canule chirurgicale DEC et Set-up. Les éléments de base de la livraison convection-enhanced chirurgicale set-up sont affichés. Pompe à microperfusion (A) est fixée à la canule de perfusion (B, à un grossissement de haut). Un cadre stéréotaxique (C) est utilisé pour positionner la sonde. Cette image ne comprend pas le chauffage et l'équipement d'anesthésie également utilisé lors de la procédure. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2: Lignes de souris Crâne de suture. Le site d'injection DEC (étoile rouge) peuvent être localisés en identifiant l'intersection des sutures sagittale et coronale (bregma), puis en mesurant 2mm postérieure latérale et 1 mm du bregma. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3: Les résultats représentatifs de DEC réussie. Liposomes marquées avec un colorant fluorescent rouge lointain ont été perfusés dans le cerveau de souris par DEC et imagée à la fois in vivo et ex vivo. L'infusion de succès montre un signal fluorescent localisée au site d'injection in vivo (A) et ex vivo (B). Le signal doit être localisé dans l'hémisphère infusé sans fuite dans l'hémisphère controlatéral. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig4.jpg" alt="Figure 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 4"> Figure 4: Image représentant de DEC réussie dans le tronc cérébral de rat. Liposomes marqués par fluorescence ont été perfusés dans le tronc cérébral de rat. Chez le rat, autant que 20 pi peut être perfusé. L'épaisseur accrue du crâne chez le rat et la profondeur de l'injection interdit l'imagerie in vivo, mais l'emplacement perfusion correcte n'a pu être vérifiée par imagerie in vivo du cerveau ex disséqués.

<ol><li>Bobo, R. H., Laske, D. W., Akbasak, A., Morrison, P. F., Dedrick, R. L., Oldfield, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convection-enhanced+delivery+of+macromolecules+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 91, 2076-2080 (1994).</li>
<li>Degen, J. W., Walbridge, S., Vortmeyer, A. O., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+efficacy+of+convection-enhanced+delivery+of+gemcitabine+or+carboplatin+in+a+malignant+glioma+model+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Safety and efficacy of convection-enhanced delivery of gemcitabine or carboplatin in a malignant glioma model in rats.</a> J Neurosurg. 99, 893-898 (2003).</li>
<li>Dickinson, P. J., LeCouteur, R. A., Higgins, R. J., Bringas, J. R., Roberts, B., Larson, R. F., Yamashita, Y., Krauze, M. T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Kirpotin, D. B., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Canine+model+of+convection-enhanced+delivery+of+liposomes+containing+CPT-11+monitored+with+real-time+magnentic+resonance+imaging%3A+laboratory+investigation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Canine model of convection-enhanced delivery of liposomes containing CPT-11 monitored with real-time magnentic resonance imaging: laboratory investigation.</a> J Neurosurg. 108, 989-998 (2008).</li>
<li>Gill, S. S., Patel, N. K., Hotton, G. R., O'Sullivan, K., McCarter, R., Bunnage, M., Brooks, D. J., Svendsen, C. N., Heywood, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+brain+infusion+of+glial+cell+line-derived+neurotrophic+factor+in+Parkinson+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Direct brain infusion of glial cell line-derived neurotrophic factor in Parkinson disease.</a> Nature Medicine. 9, 589-595 (2003).</li>
<li>Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+novel+therapeutic+agents+in+tumors%3A+physiological+barriers+and+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Natl+Cancer+Inst%22%5BJournal%5D)">Delivery of novel therapeutic agents in tumors: physiological barriers and strategies.</a> J Natl Cancer Inst. 81, 570-576 (1989).</li>
<li>Krauze, M. T., Saito, R., Noble, C. O., Tamas, M., Bringas, J., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reflux-free+cannula+for+convection-enhanced+high-speed+delivery+of+therapeutic+agents%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents.</a> J Neurosurg. 103, 923-929 (2005).</li>
<li>Krauze, M. T., Vandenberg, S. R., Yamashita, Y., Saito, R., Forsayeth, J., Noble, C. O., Park, J. W., Bankiewicz, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+of+real-time+convection-enhanced+delivery+of+liposomes+to+primate+brain%3A+a+long-term+retrospective%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Safety of real-time convection-enhanced delivery of liposomes to primate brain: a long-term retrospective.</a> Exp Neurol. 210, 638-644 (2008).</li>
<li>Murad, G. J., Walbridge, S., Morrison, P. F., Garmestani, K., Degen, J. W., Brechbiel, M. W., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time%2C+image-guided%2C+convection-enhanced+delivery+of+interleukin+13+bound+to+pseudomonas+exotoxin%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Real-time, image-guided, convection-enhanced delivery of interleukin 13 bound to pseudomonas exotoxin.</a> Clin Cancer Res. 12, 3145-3151 Forthcoming.</li>
<li>Ozawa, T., James, C. D. Human Brain Tumor Cell and Tumor Tissue Transplantation Models. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOzawa%2C+T+%22CNS+Cancer%3A+Models%2C+Markers%2C+Prognostic+Factors%2C+Targets%2C+and+Therapeutic+Approaches%22">CNS Cancer: Models, Markers, Prognostic Factors, Targets, and Therapeutic Approaches</a>. Van Meir, E. , Humana Press-Springer. New York, NY. 147-162 (2009).</li>
<li>Szerlip, N. J., Walbridge, S., Yang, L., Morrison, P. F., Degen, J. W., Jarrell, S. T., Kouri, J., Kerr, P. B., Kotin, R., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+of+convection-enhanced+delivery+of+viruses+and+virus-sized+particles%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging of convection-enhanced delivery of viruses and virus-sized particles.</a> J Neurosurg. 107, 560-567 (2007).</li>
<li>UCSF Animal Care & Use Program - Standard Procedures & Guidelines [Internet]. , University of California, San Francisco. San Francisco, California. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.iacuc.ucsf.edu/Policies/awStandardProcedures.asp">http://www.iacuc.ucsf.edu/Policies/awStandardProcedures.asp</a> Forthcoming.</li>
<li>Yamashita, Y., Krauze, M. T., Kawaguchi, T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Park, J. W., Bankiewicz, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convection-enhanced+delivery+of+a+topoisomerase+I+inhibitor+%28nanoliposomal+topotecan%29+and+a+topoisomerase+II+inhibitor+%28pegylated+liposomal+doxorubicin%29+in+intracranial+brain+tumor+xenografts%5BTitle%5D)+AND+%22Neuro+Oncol%22%5BJournal%5D)">Convection-enhanced delivery of a topoisomerase I inhibitor (nanoliposomal topotecan) and a topoisomerase II inhibitor (pegylated liposomal doxorubicin) in intracranial brain tumor xenografts.</a> Neuro Oncol. 9, 20-28 (2007).</li>
</ol>

Toutes les procédures ont démontré ici ont été approuvés par les soins des animaux UCSF Comité institutionnel et l&#39;utilisation.

L&#39;évaluation préclinique de l&#39;efficacité d&#39;un agent thérapeutique doit tenir compte des propriétés pharmacologiques de l&#39;agent et le tissu cible d&#39;intérêt. Bien que les méthodes systémiques de l&#39;administration sont en général plus facile et mieux toléré par les patients, la sélectivité de la barrière hémato-encéphalique nécessite souvent la livraison locale de la thérapie pour le traitement de maladies du SNC. Ici, nous avons démontré une méthode de livraison directe au cerveau: DEC. D&#39;autres formes d&#39;administration locale au cerveau comprennent l&#39;administration directe au liquide céphalo-rachidien, injection d&#39;un bolus intra-tumorale, et l&#39;injection ventriculaire. Pour ces méthodes, diffusibilité thérapeutique est d&#39;une importance capitale, avec une mauvaise diffusion limitant la région de la couverture de quelques millimètres à partir du site d&#39;injection (Jain 1989, Bobo 1994). En revanche, le DEC utilise la pression positive afin d&#39;augmenter la zone de distribution de médicaments (Bobo 1994), tout en permettant le ciblage thérapeutique à neuroanatomique strumages. Dans notre laboratoire, nous avons réussi DEC effectué dans le tronc cérébral ainsi que dans le putamen caudé chez les rongeurs (figure 4). La capacité de mener des CED dans des modèles de rongeurs est devenu de plus en plus importante en association avec un intérêt croissant pour maximiser l&#39;efficacité thérapeutique dans le traitement de divers types de maladies du SNC. DEC peut être utilisée pour fournir une variété d&#39;agents, y compris les protéines purifiées, les médicaments à petites molécules, et les virus (Gill 2003, Degen 2003, Szerlip 2007). La gamme de maladies qui peuvent être traitées avec DEC comprend les cancers du système nerveux central (Yamashita 2007) ainsi que les maladies neurodégénératives telles que la maladie de Parkinson (Gill, 2003). Comme la recherche CED continue à se développer, la nécessité pour l&#39;imagerie in vivo de la thérapie administrée CED est même en augmentation. Alors que l&#39;imagerie de fluorescence démontré ici ne serait probablement pas visible à travers le crâne humain, employant d&#39;autres méthodes de co-injection de produits de contraste IRM (Dickinson 2008) suscitent un intérêt pour évaluer l&#39;applicabilité de surveillance infusions chez les patients ayant une maladie du système nerveux central.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd"><html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en"><div><table border="1"><thead><tr><th> Nom du produit </th><th> Type </th><th> Entreprise </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commenter </th></tr></thead><tbody><tr><td> Chlorhexidine 2% </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> NC9756995 </td><td> Alias ​​&quot;Nolvasan&quot; </td></tr><tr><td> Aiguille 20g </td><td></td><td> Becton Dickinson </td><td> 305175 </td><td></td><tr><td> 28g Aiguille (avec seringue) </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 22-004-270 </td><td> Seringue à insuline Alias </td></tr><tr><td> Peroxyde d&#39;hydrogène 3% </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> H312P-4 </td><td> Conserver à l&#39;abri de la lumière </td></tr><tr><td> Cotons-tiges </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 23-400-100 </td><td> Autoclave avant utilisation </td></tr><tr><td> Cyanoacryfin à base de colle </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> NC9592632 </td><td> Alias ​​&quot;Krazy Glue&quot; </td></tr><tr><td> Scalpels jetables </td><td></td><td> Plume </td><td> 2975 </td><td> N ° 21 </td></tr><tr><td> Gaze </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 22028563 </td><td> Autoclave avant utilisation </td></tr><tr><td> Coussin chauffant </td><td></td><td> Dunlap </td><td> HP950 </td><td></td><tr><td> Cathéter IV </td><td></td><td> Pêcheur </td><td> 14-841-20 </td><td></td><tr><td> Pompe à perfusion </td><td></td><td> BASi </td><td> MD-1000, MD-1001 </td><td></td><tr><td> Image Software Vivre </td><td></td><td> Caliper Life Sciences </td><td> Contact pour devis </td><td></td><tr><td> Pommade ophtalmique </td><td></td><td> Cardinal Health </td><td> 1272830 </td><td> Autre titre: &quot;Les larmes Akwa&quot; </td></tr><tr><td> Adaptateurs de seringue en plastique </td><td></td><td> Upchurch Scientific </td><td> P-604, P-200NX, P-215X, P-630 </td&gt; <td> Convient sur Seringues Luer Lock </td></tr><tr><td> Tubes de silice </td><td></td><td> Technologies Polymicro </td><td> 2000020 </td><td></td><tr><td> Peau agrafeuse, agrafes, Remover </td><td></td><td> Stoelting </td><td> 59020 </td><td></td><tr><td> Cadre stéréotaxique </td><td></td><td> Stoelting </td><td> 51725 </td><td></td><tr><td> Tuyau en téflon </td><td></td><td> Upchurch Scientific </td><td> 1520 </td><td></td><tr><td> Xenogen Lumina </td><td></td><td> Caliper Life Sciences </td><td> Contact pour devis </td><td></td></tbody></table></div>

drug delivery systémique et locale pour traiter les maladies du système nerveux central dans les modèles rongeurs

Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Approfondie des essais précliniques du système nerveux central (SNC) thérapeutique comprend un examen des voies d&#39;administration et de biodistribution agent dans l&#39;évaluation de l&#39;efficacité thérapeutique. Entre les deux grandes catégories de l&#39;administration, locaux vs systémique, les approches systémiques de livraison sont souvent préféré en raison de sa facilité d&#39;administration. Cependant, l&#39;administration systémique peut entraîner une concentration sous-optimale des médicaments étant réalisé dans le SNC, et conduire à des conclusions erronées quant à l&#39;efficacité agent. Les méthodes locales de délivrance de médicaments sont plus envahissantes, mais peut-être nécessaire pour atteindre des niveaux thérapeutiques du SNC médicaments. Ici, nous démontrons une bonne technique de trois voies d&#39;administration systémique de médicaments: injection intraveineuse, injection intrapéritonéale, par gavage oral. En outre, nous montrons une méthode pour la livraison locale dans le cerveau: convection-enhanced delivery (CED). L&#39;utilisation de composés à marquage fluorescent est inclus pour l&#39;imagerie in vivo et la vérification de bonne drug administration. Les méthodes sont présentées à l&#39;aide de modèles murins, mais peut facilement être adapté pour une utilisation chez les rats.

Approfondie des essais précliniques de médicaments qui agissent sur le système nerveux central implique souvent évaluer et comparer la biodistribution de drogue en association avec des parcours spécifiques de l&#39;administration. Ici, trois méthodes couramment utilisées de l&#39;administration systémique (intraveineuse, intrapéritonéale et orale) ainsi qu&#39;une méthode pour la distribution locale (convection-enhanced delivery) est démontrée chez la souris.

Drug Delivery systémique et locale pour traiter les maladies du système nerveux central dans les modèles rongeurs

Une évaluation préclinique approfondie des agents thérapeutiques ciblant le système nerveux central (SNC) comprend l'étude des voies d'administration et de la biodistribution de l'agent...

Dans cet article vidéo, quatre méthodes d'administration de médicaments au système nerveux central sont démontrées. Les trois premières méthodes sont l'injection intraveineuse, l'injection intrapéritonéale et la gavage oral. Les trois méthodes entraînent une administration systémique du médicament.La dernière méthode consiste en une perfusion locale de médicament dans le cerveau de la souris. Pour cette méthode, une imagerie optique in vivo est utilisée afin de vérifier la perfusion adéquate. Les trois techniques d'administration systémique sont des procédures standard largement utilisées dans les contextes précliniques.La technique d'administration locale est un peu plus difficile, mais permet d'administrer directement l'agent au cerveau en contournant la barrière hémato-encéphalique. Ces méthodes peuvent aider à répondre à des questions essentielles. En oncologie novatrice, comme l'efficacité et la distribution des thérapeutiques Nobel, bien que ces méthodes puissent fournir des informations sur le traitement innovant des tumeurs cérébrales.Ces méthodes peuvent également être appliquées à d'autres maladies du système nerveux central, telles que les troubles neurodégénératifs et psychiatriques. À l'aide d'une lampe chauffante, dilater la veine caudale de la souris en la réchauffant pendant cinq à dix minutes, en surveillant attentivement la souris à tout moment afin d'éviter l'hypothermie pendant le réchauffement. Charger le médicament dans une seringue à insuline de calibre 28.Le volume injecté ne doit pas dépasser 1 % du poids corporel de la souris. Après un délai de cinq à dix minutes, transférez la souris vers un dispositif de contention au niveau de la queue, où quatre vaisseaux sont visibles.Les vaisseaux dorsaux et latéraux sont des veines. Le vaisseau ventral est une artère. Pour accéder à la veine caudale latérale, maintenez la queue de la souris au point le plus distal et faites-la pivoter de 90 degrés afin que la veine soit orientée vers le haut. Nettoyez les sites d'injection avec un coton-tige imbibé d'alcool.Ensuite, insérez l'aiguille de la seringue préparée, avec le biseau vers le haut, dans la veine. Si l'aiguille est correctement placée dans la veine, elle doit se déplacer librement et sans résistance. Injectez lentement le médicament avec une pression constante pendant cinq à dix secondes.Si la queue devient gonflée, arrêtez l'injection car cela indique que l'aiguille n'est plus dans la veine. Après l'injection, appliquez une pression douce sur le site d'injection jusqu'à l'arrêt du saignement. Cela prend habituellement entre 30 et 60 secondes.Surveiller la souris pendant cinq à dix minutes afin de s'assurer qu'il n'y a pas de saignement ultérieur. Préparer cette procédure en chargeant une seringue équipée d'une aiguille de calibre 28 avec le médicament. Retirer la souris de sa cage par la queue et la placer sur une surface texturée, comme le couvercle d'une cage, pour que la souris ait quelque chose à saisir.Laisser la souris étirer son corps. Ensuite, saisir la peau du dos de la souris en veillant à pincer légèrement autant de peau que possible entre le pouce et les doigts index et médian. Retourner la souris afin que son abdomen soit orienté vers le haut.Si la souris peut librement bouger la tête, relâchez la prise et recommencez. Afin d'éviter de se faire mordre pendant l'injection, maintenez la souris légèrement inversée pour aider à déplacer les organes loin du site d'injection. Insérez l'aiguille de la seringue préparée à un angle de 30 degrés dans le quadrant inférieur gauche de la souris afin de vous assurer que l'aiguille se trouve dans l'espace intrapéritonéal.Tirez doucement sur le piston de la seringue. Si aucun liquide n'est aspiré dans la seringue, injectez alors le contenu de la seringue avec une pression régulière pendant une à cinq secondes. Relâchez la souris.Surveiller la souris pendant cinq à dix minutes après l'injection afin de s'assurer qu'elle retrouve un niveau d'activité normal. Commencer la gavage oral en déterminant jusqu'où l'aiguille peut être insérée dans la bouche de la souris. Tenir une aiguille courbe de gavage à embout boule de 18 G au niveau de la dernière côte.Marquer la longueur à l'aide d'un marqueur indélébile. Peser la souris afin de déterminer le volume d'injection. Le volume maximal pouvant être administré par gavage oral est de 10 millilitres par kilogramme de poids corporel.Ensuite, chargez l'aiguille. Puis immobilisez la souris en utilisant la même prise que celle illustrée pour l'injection intrapéritonéale. Insérez l'aiguille de gavage dans la bouche par-dessus la langue et faites progresser l'aiguille à travers le pharynx afin d'éviter de perforer l'œsophage.Ne pas insérer l'aiguille au-delà du repère d'arrêt. L'aiguille doit s'insérer facilement, sans aucune résistance. Une fois l'aiguille en place, appuyer lentement sur le piston.Retirez l'aiguille selon le même angle qu'à l'insertion. N'essayez pas d'injecter des volumes supérieurs à ceux recommandés, car cela pourrait entraîner un reflux et une administration incomplète du médicament.Remettez la souris dans sa cage et surveillez-la pendant cinq à dix minutes. Portez une attention particulière à tout signe de respiration difficile, qui pourrait indiquer que du liquide est entré dans les poumons. Répétez cette procédure si nécessaire.Jusqu'à trois doses peuvent être administrées en une période de 24 heures, car une canule de CED résistante au reflux pour rongeur n'est pas encore disponible sur le marché. Construire une canule composée de trois parties. Un morceau de tube de silice de 100 microns de diamètre à travers lequel s'écoule le fluide à perfuser.Une aiguille métallique rigide pour le soutien structurel et un tube en téflon flexible pour le chargement de l'infuse.Eight. Pour préparer le champ opératoire, vaporisez toutes les surfaces avec un désinfectant au chlorhexidine à 2 %. Ensuite, recouvrez les surfaces de champs absorbants.Les fournitures suivantes doivent être placées dans la zone chirurgicale. Prévoir des boîtes de Pétri supplémentaires, l'une contenant du peroxyde d'hydrogène à 3 % et l'autre des compresses stériles au chlorhexidine à 2 %, ainsi que des cotons-tiges. Prévoir également des lames stériles jetables n°21, un stérilisateur, un agrafeuse cutanée pour souris, des agrafes et un extracteur d'agrafes.Aiguilles stériles de calibre 20, coussin chauffant pour maintenir la température corporelle de la souris, un cadre stéréotaxique pour souris et une pompe à seringue à débit contrôlé. Pour installer la canule, fixez une seringue d'un millilitre au tube en téflon. À l'aide d'un ensemble d'adaptateurs en plastique pour seringues, fixez la canule au cadre stéréotaxique de manière qu'elle soit perpendiculaire à la surface chirurgicale.À l’aide d’une seringue d’un millilitre, désinfecter la canule en faisant passer de l’éthanol à 70 % à l’intérieur. Répéter cette opération en utilisant du sérum physiologique stérile. Vérifier ensuite l’absence de fuites au niveau des raccords de la canule.Tirez doucement sur le piston de la seringue afin qu'une petite bulle d'air pénètre dans la canule. Cette bulle d'air séparera l'infuse huit du sérum physiologique. Ensuite, chargez l'infuse huit par l'arrière.Amorcez la pompe en faisant fonctionner brièvement la canule. Remplacez la peau d'une souris anesthésiée par du tissu Gore stérile trempé dans de la chlorhexidine à 2 %, puis appliquez une pommade ophtalmique afin de maintenir une hydratation oculaire adéquate pendant l'intervention. À l’aide d’un scalpel stérile, pratiquez une incision sagittale le long du centre du crâne, d’environ 1,5 centimètre de longueur.Nettoyez la surface du crâne à l’aide d’un coton-tige imbibé d’une solution de peroxyde d’hydrogène à 3 %. Les lignes de suture du crâne doivent être visibles à ce stade. Sinon, passez délicatement un coton-tige neuf imbibé de solution de peroxyde d’hydrogène à 3 % sur le crâne.Identifier le bgma, puis mesurer deux millimètres vers la droite et un millimètre en arrière pour localiser le site d'infusion. À l'aide d'une aiguille stérile de calibre 20, créer délicatement un trou dans le crâne à cet endroit en tournant l'aiguille contre le crâne. Éviter de forcer l'aiguille vers le bas contre le crâne.À ce stade, transférez la souris sur le cadre stéréotaxique et commencez à administrer l'anesthésique inhalé à faible débit. Surveillez attentivement la souris pour détecter tout changement du rythme respiratoire, et ajustez l'anesthésique en conséquence.Ainsi, cette prochaine étape est probablement l'aspect le plus difficile de l'ensemble de la méthode. Lors de la mise en place de la canule, assurez-vous de la centrer au-dessus du trou. Pour ce faire, vérifiez le positionnement de la canule sous tous les angles.Ensuite, positionnez la canule au-dessus du trou dans le crâne, puis abaissez-la de trois millimètres sous la surface du crâne. Commencez l'infusion en mettant en marche la pompe à seringue selon les débits et durées indiqués ici à la fin de l'infusion. Retirez lentement la canule et rincez le crâne avec du peroxyde d'hydrogène à 3 %.Appliquer de la cire osseuse stérile sur le trou à l’aide de forceps. Rapprocher les bords de la peau et fermer à l’aide de agrafes. Administrer de la buprénorphine par voie sous-cutanée pour le soulagement de la douleur postopératoire.Placer la souris dans une cage sur un coussin chauffant afin d'éviter l'hypothermie. Ne pas loger la souris en cours de récupération avec d'autres souris actives. Surveiller la souris en postopératoire jusqu'à ce qu'elle reprenne conscience et mobilité.En raison de la durée de la procédure, il peut falloir jusqu'à une heure pour que la souris retrouve une activité complète. Si un examen d'imagerie doit être effectué, il est préférable d'attendre deux à trois heures avant de réaliser l'imagerie du traceur fluorescent infusé. Huit. Après l'administration par CED, placer la souris anesthésiée en position dorsale vers le haut dans une station d'imagerie, en utilisant un réglage de filtre approprié pour la fluorescence à visualiser.Acquérir une image pour la CED. Une perfusion réussie doit montrer la majeure partie du produit à l'intérieur du crâne, près du site de perfusion. L'absence de réaction indésirable à l'administration du traitement constitue un indicateur important de l'efficacité de l'injection.Les signes suivants indiquent des injections incorrectes pour les injections caudales : un changement d'aspect de la taille ou de la couleur de la queue, une bulle ou une cloque sur la queue, ce qui suggère une administration sous-cutanée plutôt qu'intraveineuse. Pour les injections intrapéritonéales, une bosse sur la peau ou une décoloration de l'abdomen peut indiquer une injection sous-cutanée ou des lésions des structures internes.Lors d'une gavage oral, une souris présentant une respiration sifflante ou une toux peut indiquer que le liquide a été injecté dans les poumons plutôt que dans l'estomac. Pour la perfusion convectionnelle, la fonction neurologique est essentielle pour évaluer la réussite de l'administration du traitement. Une souris qui présente des convulsions ou une hémiparésie peut avoir reçu une perfusion inappropriée.Ici, l'imagerie in vivo a été réalisée sur une souris ayant bénéficié d'une perfusion CED réussie, représentée à gauche, et d'une perfusion infructueuse, représentée à droite. Remarquez que, dans le cas de la perfusion réussie, le signal d'imagerie est localisé au cerveau. Alors que dans le cas de la perfusion infructueuse, le signal s'est propagé le long de l'axe nerveux.Comme vous l'avez vu, l'aspect le plus délicat de cette procédure concerne le choix approprié de la voie d'administration. Lors de l'administration de médicaments au système nerveux central, il est important de prendre en compte la propriété pharmacologique des médicaments afin de sélectionner la meilleure voie d'administration. Voilà donc tout.J'espère que vous avez trouvé cette présentation utile, et bonne chance avec vos expériences.

systemic-local-drug-delivery-for-treating-diseases-central-nervous

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Commencez avec un cerveau de rat récolté immergé dans du liquide céphalo-rachidien artificiel dans une boîte de Pétri.Déposez le millirobot magnétique sur le cortex cérébral.Le millirobot, appelé MANiAC, est constitué de nanotiges de nickel alignées magnétiquement et intégrées dans une microcapsule composée d’alginate d’hydrogel biocompatible et chargée d’un colorant en tant que médicament modèle.Placez un générateur de champ magnétique externe sous la boîte de Pétri pour générer un champ...

Millirobots magnétiques pour l’administration de médicaments spécifiques à une région dans le système nerveux central du rat

Source : Poland, R. et al. Micro-injection de cerveau de rongeur pour étudier les substrats moléculaires du comportement motivé. J. Vis. Exp. (2015)Dans cette vidéo, une installation de micro-injection remplie d’eau composée d’une seringue et d’un tube de micro-injecteur est utilisée pour une administration précise du médicament. Un rat avec une canule guide pré-implantée subit une micro-injection cérébrale ciblée, permettant une administration précise d’agents thérapeutiques chez les animaux...

Administration par micro-injection d’un agent thérapeutique dans le cerveau d’un rongeur éveillé

Source : Li, D., et al. Injection intrathécale directe de virus adéno-associés recombinants chez des souris adultes. J. Vis. Exp. (2019)Cette vidéo montre la procédure d’injection intrathécale de virus adéno-associés (AAV) dans le liquide céphalo-rachidien (LCR) d’une souris éveillée, couvrant la préparation de la seringue, l’alignement de la colonne vertébrale et l’insertion précise de l’aiguille. Cette méthode valide l’administration ciblée de gènes, soutenant ainsi son potentiel pour les...

Administration intrathécale de virus dans un modèle murin pour le traitement de maladies du système nerveux central

Nous décrivons une méthode pour cibler les médicaments pour le système nerveux central soit par l'implantation d'un cathéter ou d'effectuer une injection en bolus dans le ventricule latéral droit chez la souris. Nous nous concentrons particulièrement sur la prestation des oligonucléotides antisens. Cette technique est facilement adaptable à d'autres médicaments et à des rats.

Livraison intraventriculaire directe des médicaments pour le système nerveux central rongeurs

Le présent protocole décrit une technique de perfusion de microchirurgie chez la souris, qui délivre efficacement des substances directement dans le cerveau via l’artère carotide interne.

Souris microchirurgie Infusion Technique pour ciblée Substance Livraison dans le SNC via L'artère carotide interne

Ici, nous présentons un protocole utilisant un dispositif de positionnement de souris qui permet le placement approprié des souris pour l'administration intranasale d'une formulation de peptide-siRNA de cerveau-ciblage permettant le silençage efficace de gène dans le système nerveux central.

Un dispositif de positionnement pour le placement des souris pendant la livraison de siRNA intranasal au système nerveux central

Ici, nous décrivons une méthode pour livrer des drogues au système nerveux central de rat en implantant un cathéter dans l'espace intrathécal lombaire de la colonne vertébrale. Nous nous concentrons sur la livraison des oligonucléotides d'antisens, bien que cette méthode soit appropriée pour la livraison d'autres modalités thérapeutiques aussi bien.

Livraison intrathécale d'Oligonucléotides antisens dans le système nerveux central de rat

Une méthode pour fournir des cellules souches neurales, adaptable pour injecter des solutions ou des suspensions, par l’artère carotide commune (souris) ou l’artère carotide externe (rat) après un AVC ischémique est rapporté. Les cellules injectées sont réparties largement dans tout le parenchyme cérébral et peuvent être détectées jusqu’à 30 d après l’accouchement.

Livraison intra-artérielle de cellules souches neuronales au cerveau du rat et de la souris : application à l’ischémie cérébrale

Une injection intrathécale lombaire représente une voie d’administration pertinente sur le plan translationnel pour l’administration de la thérapie génique au système nerveux central. Ce protocole standardisé complet pour les injections intrathécales lombaires chez les souris et les rats néonatals, juvéniles et adultes vise à guider les chercheurs dans l’adoption de cette technique pour les études précliniques de thérapie génique.

Injection intrathécale lombaire de vecteurs de thérapie génique pour le ciblage du système nerveux central chez la souris et le rat

Cet article décrit une séquence d'événements optimisé pour l'imagerie multimodale de greffons cellulaires dans le cerveau des rongeurs en utilisant: (i) de la bioluminescence in vivo et l'imagerie par résonance magnétique, et (ii) post mortem analyse histologique. La combinaison de ces modalités d'imagerie sur un seul animal permet cellulaire d'évaluation du greffon avec une résolution, la sensibilité et une spécificité élevées.

Imagerie multimodale d&#39;implantation de cellules souches dans le système nerveux central de souris

Découvrez quatre méthodes d'administration systémique et locale de médicaments pour le système nerveux central chez la souris. Ces protocoles incluent injection intraveineuse, intrapéritonéale, gavage oral et perfusion cérébrale par convection.

Drug Delivery systémique et locale pour traiter les maladies du système nerveux central dans les modèles rongeurs

Explorer plus de vidéos