Drug Delivery systémique et locale pour traiter les maladies du système nerveux central dans les modèles rongeurs

Dans cet article vidéo, quatre méthodes d’administration de médicaments au système nerveux central sont démontrées. Les trois premières méthodes sont l’injection intraveineuse, l’injection intrapéritonéale et le gavage oral. Ces trois méthodes entraînent une administration systémique du médicament.

La dernière méthode est une perfusion locale de médicament dans le cerveau de la souris. Pour cette méthode, in vivo, l’imagerie optique est utilisée pour vérifier la bonne perfusion. Les trois techniques d’administration systémique sont des procédures standard qui sont largement utilisées dans les contextes précliniques.

La technique d’administration locale est un peu plus difficile, mais permet l’administration directe de l’agent au cerveau en contournant la barrière hémato-encéphalique. Ces méthodes peuvent aider à répondre à une question clé. Dans les nouvelles oncologies, telles que l’efficacité et la distribution des thérapies Nobel, bien que ces méthodes puissent fournir un aperçu du nouveau traitement des tumeurs cérébrales.

Ces méthodes peuvent également être appliquées à d’autres maladies du système nerveux central, telles que les troubles neurodégénératifs et psychiatriques. À l’aide d’une lampe chauffante pour dilater la souris chauffe-veine de la queue pendant cinq à 10 minutes, surveillez attentivement la souris en tout temps pour éviter l’hypothermie tout en réchauffant la souris. Chargez le médicament dans une seringue à insuline de calibre 28.

Pas plus de 1 % du poids corporel de la souris en volume doit être injecté en une seule fois. Après cinq à 10 minutes se sont écoulées. Pour transférer la souris vers un dispositif de maintien dans la queue de la souris, il y a quatre vaisseaux visibles.

Les vaisseaux dorsaux et latéraux sont des veines. Le vaisseau ventral est une artère permettant d’accéder à la veine latérale de la queue, de maintenir la queue de la souris au point le plus distal et de la faire pivoter de 90 degrés de sorte que la veine soit tournée vers le haut. Nettoyez les sites d’injection avec un tampon imbibé d’alcool.

Ensuite, insérez le site de biseau de la seringue préparé dans la veine. Si l’aiguille est correctement placée dans la veine, elle doit se déplacer librement et sans pression. Injectez lentement le médicament avec une pression uniforme pendant cinq à 10 secondes.

Si la queue devient enflée, arrêtez d’injecter car cela indique que l’aiguille n’est plus dans la veine. Après l’injection, appliquez une légère pression sur le site d’injection jusqu’à ce que le saignement cesse. Cela prend normalement de 30 à 60 secondes.

Surveillez la souris pendant cinq à 10 minutes pour vous assurer qu’il n’y a pas d’autre saignement. Préparez-vous à cette procédure en chargeant une seringue avec une aiguille de calibre 28 avec le médicament. Retirez la souris de sa cage par la queue et placez-la sur une surface texturée, comme un couvercle de cage, afin que la souris ait quelque chose à saisir.

Laissez la souris étirer son corps. Ensuite, saisissez la peau sur le dos de la souris en prenant soin de pincer légèrement le plus de peau possible entre le pouce et l’index et le majeur. Retournez la souris de manière à ce que l’abdomen de la souris soit tourné vers le haut.

Si la souris peut bouger librement la tête, relâchez la poignée et réessayez. Afin d’éviter d’être mordu lors de l’injection, tenez la souris légèrement inversée pour aider à éloigner les organes du site d’injection. Insérez l’aiguille de la seringue préparée à un angle de 30 degrés dans le quadrant inférieur gauche de la souris pour vous assurer que l’aiguille se trouve dans l’espace intrapéritonéal.

Tirez sur le piston de la seringue. Si aucun liquide n’est aspiré dans la seringue, injectez le contenu de la seringue avec une pression uniforme pendant une à cinq secondes. Relâchez la souris.

Surveillez la souris pendant cinq à 10 minutes après l’injection pour vous assurer qu’elle revient à des niveaux d’activité normaux. Commencez le gavage oral en déterminant jusqu’où l’aiguille peut être insérée dans la bouche de la souris. Tenez une aiguille à gavage incurvée à pointe sphérique de 18 G au niveau de la dernière côte.

Marquez la longueur à l’aide d’un marqueur permanent. Pesez la souris pour déterminer le volume d’injection. Le volume maximal qui peut être délivré par gavage oral est de 10 millilitres par kilogramme de poids corporel.

Chargez ensuite l’aiguille. Ensuite, retenez la souris en utilisant la même prise que celle indiquée pour l’injection intrapéritonéale. Insérez l’aiguille de gavage dans la bouche par-dessus la langue et avancez l’aiguille à travers le pharynx pour éviter de perforer l’œsophage.

N’insérez pas l’aiguille au-delà de la marque d’arrêt. L’aiguille doit se dérouler en douceur sans aucune pression. Avec l’aiguille en place, appuyez lentement sur le piston.

Retirez l’aiguille dans le même angle qu’elle a été insérée. N’essayez pas d’injecter des volumes supérieurs à ceux recommandés. Comme cela peut entraîner un reflux et une administration incomplète du médicament.

Remettez la souris dans sa cage et surveillez-la pendant cinq à 10 minutes. Porter une attention particulière à tout signe de respiration laborieuse, qui peut indiquer que du liquide a pénétré dans les poumons. Répétez cette procédure si nécessaire.

Jusqu’à trois doses peuvent être administrées sur une période de 24 heures, car il n’existe pas encore de canule de CED résistante au reflux pour les rongeurs. Construisez une canule composée de trois parties. Un morceau de tube de silice de 100 microns de diamètre à travers lequel s’écoule le huit infusé.

Une aiguille métallique rigide pour le support structurel et un tube en téflon flexible pour le chargement de l’infusé. Huit. Pour préparer la zone chirurgicale, vaporisez toutes les surfaces avec un désinfectant à la chlorhexidine à 2 %. Couvrez ensuite les surfaces avec des rideaux absorbants.

Les fournitures suivantes doivent être placées dans la zone chirurgicale. Choisissez d’autres boîtes pétro-plates, l’une contenant 3 % de peroxyde d’hydrogène et l’autre contenant 2 % de chlorhexidine, des GRE stériles et des cotons-tiges. Scalpels stériles jetables numéro 21 autoclave, agrafeuse pour peau de souris, agrafes et dissolvant d’agrafes.

Coussin chauffant à aiguilles stériles de calibre 20 pour maintenir la température corporelle de la souris, un cadre stéréotaxique de souris et une pompe à seringue à débit contrôlé. Pour installer la canule, fixez une seringue d’un millilitre au tube en téflon. À l’aide d’un ensemble d’adaptateurs de seringue en plastique, fixez la canule au cadre stéréotaxique de manière à ce qu’elle soit perpendiculaire à la surface chirurgicale.

À l’aide d’une seringue d’un millilitre, désinfectez la canule en y faisant passer 70 % d’éthanol. Répétez ce processus en utilisant une solution saline stérile. Vérifiez ensuite qu’il n’y a pas de fuites autour des joints de la canule.

Tirez sur la seringue de manière à ce qu’une petite bulle d’air soit aspirée dans la canule. Cette bulle d’air séparera l’infuse huit de la solution saline. Ensuite, chargez le huit infusé.

Amorcez la pompe en faisant fonctionner brièvement la canule. Remplacez la peau d’une souris anesthésiée par du sang stérile trempé dans de la chlorhexidine à 2 %, appliquez une pommade ophtalmique pour maintenir une hydratation oculaire adéquate pendant la procédure. À l’aide d’un scalpel stérile, créez une incision sagittale le long du centre du crâne, d’environ 1,5 centimètre de long.

Nettoyez la surface du crâne à l’aide d’un coton-tige imbibé d’une solution de peroxyde d’hydrogène à 3 %. Les lignes de suture du crâne devraient être apparentes à ce stade. Si ce n’est pas le cas, frottez doucement le crâne avec un coton-tige frais imbibé d’une solution de peroxyde d’hydrogène à 3 %.

Identifiez le bgma, puis mesurez deux millimètres vers la droite et un millimètre vers l’arrière pour localiser le site de perfusion. À l’aide d’une aiguille stérile de calibre 20, créez doucement un trou dans le crâne à cet endroit en tordant l’aiguille contre le crâne. Évitez de forcer l’aiguille vers le bas contre le crâne.

À ce stade, transférez la souris dans le cadre stéréotaxique et commencez à administrer l’anesthésique inhalé. À un niveau bas. Surveillez attentivement la souris pour détecter les changements de fréquence respiratoire, en ajustant l’anesthésique en conséquence.

Cette prochaine étape est donc probablement l’aspect le plus difficile de toute la méthode. Lorsque vous placez la canule, assurez-vous de la centrer sur le trou. Pour ce faire, vérifiez le placement de la canule sous tous les angles.

Ensuite, positionnez la canule sur le trou du crâne, puis abaissez-la à trois millimètres sous la surface du crâne. Commencez la perfusion en allumant le pousse-seringue en utilisant les débits et les durées indiqués ici à la fin de la perfusion. Retirez lentement la canule et remplacez le crâne par du peroxyde d’hydrogène à 3 %.

Appliquez de la cire d’os stérile dans le trou à l’aide d’une pince. Rapprochez la peau et agrafez-la pour la fermer. Administrer la buprénorphine par voie sous-cutanée pour soulager la douleur postopératoire.

Placez la souris dans une cage sur un coussin chauffant pour éviter l’hypothermie. Ne logez pas la souris en convalescence avec d’autres souris actives. Surveillez la souris après l’opération jusqu’à ce qu’elle retrouve conscience et mobilité.

En raison de la durée de la procédure, il peut s’écouler jusqu’à une heure avant que la souris retrouve sa pleine activité. Si l’imagerie doit être effectuée, il est préférable d’attendre deux à trois heures avant d’effectuer l’imagerie de la perfusion marquée fluorescente. Huit. Après l’administration de la CED, positionner le site dorsal de la souris anesthésiée dans une station d’imagerie en utilisant un réglage de filtre approprié pour la fluorescence imagée.

Acquérir une image pour DEC. Une perfusion réussie devrait montrer la majeure partie du matériel dans le crâne près du site de perfusion. L’absence d’effet indésirable à l’administration du traitement est un indicateur important de la réussite de l’injection.

Ce qui suit sont des indicateurs d’injections inappropriées pour les injections de queue, un changement dans l’apparence de la taille ou la couleur de la queue, une bulle ou une cloque dans la queue, une indication d’une administration sous-cutanée plutôt que intraveineuse. Pour les injections intrapéritonéales. Une bosse sur la peau ou une décoloration de l’abdomen peut indiquer une injection sous-cutanée ou des dommages aux structures internes.

Dans le gavage buccal, une souris à la respiration laborieuse ou à la toux peut indiquer que du liquide a été injecté dans les poumons plutôt que dans l’estomac. Dans le cas de la DEC, la fonction neurologique est importante pour évaluer l’efficacité de l’administration du traitement. Une souris qui présente des convulsions ou une hémiparésie peut avoir reçu une perfusion inappropriée.

Ici, l’imagerie in vivo a été réalisée sur une souris avec une perfusion réussie de CED illustrée à gauche et une perfusion infructueuse illustrée à droite. Notez que dans la perfusion réussie, le signal d’imagerie est localisé au cerveau. Alors que dans la perfusion infructueuse, le signal s’est propagé le long de l’axe neurologique.

Comme vous l’avez vu, l’aspect le plus difficile de cette procédure concerne le bon choix de la voie d’administration. Lors de l’administration de médicaments dans le système nerveux central, il est important de tenir compte de la propriété pharmacologique des médicaments afin de sélectionner la meilleure charge d’administration. Donc c’est tout.

J’espère que vous avez trouvé cette présentation utile, et bonne chance dans vos expériences.