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Commencez par placer un morceau de cire osseuse dans deux plaques de culture cellulaire étiquetées comme test et contrôle. Pipetez une quantité appropriée de cellules cancéreuses du sein exprimant la bioluminescence au centre de chaque plaque et incubez les plaques pendant une durée spécifique pour faciliter la fixation des cellules. Placez un petit explant d’os sur la cire d’os dans la plaque d’essai et fixez-le en appliquant une pression.
Versez lentement un milieu de culture cellulaire avec du sérum de bovin fœtal, un supplément de croissance, de chaque côté de la plaque pour immerger l’explant et incuber à 37 degrés Celsius pendant une durée spécifique. Le tissu osseux de la plaque de test libère des facteurs solubles, tels que les cytokines et la kinase SRC, qui attirent les cellules cancéreuses du sein, entraînant leur migration. Ajoutez un substrat à chaque plaque et placez les plaques sur une chambre d’imagerie par bioluminescence.
La cellule cancéreuse exprimant la protéine bioluminescente oxyde le substrat et émet de la lumière. Quantifiez la prolifération en mesurant le total des photons émis par chaque cellule à l’aide du logiciel. Les cellules cancéreuses de la plaque d’essai devraient proliférer plus rapidement que les cellules de la plaque de contrôle. Dans le protocole suivant, nous co-cultiverons des cellules cancéreuses du sein adjacentes aux explants osseux du fémur pour mesurer la prolifération des cellules mammaires.
Pour cette expérience, préparez une suspension de cellules cancéreuses du sein avec 100 000 cellules par 50 microlitres de DMEM plus 10 % de FBS. De plus, préparez des bouchons de cire osseuse pour immobiliser les fragments d’os. À l’aide des extrémités coupées de l’embout d’une micropipette, rangez les bouchons dans une boîte de Pétri. Ensuite, à l'aide d'une pince, transférez les bouchons dans une plaque à six puits et, à l'aide d'un gant stérile, appuyez sur les bouchons à la position 12 heures.
Ensuite, pipetez 50 microlitres de suspension cellulaire au centre de chaque puits. Placez la plaque dans un incubateur de culture tissulaire pendant 45 minutes pour favoriser la fixation des cellules. Pendant l’incubation de la plaque, extrayez les fragments d’os. Avec les cellules attachées à la plaque, placez les fragments de tissu osseux sur la cire osseuse dans 3 puits et appuyez sur chacun d’eux à l’aide du rongeur. Trois puits sans fragment servent de contrôles.
Ensuite, ajoutez lentement cinq millilitres de DMEM plus 10 % de FBS sur la paroi de chaque puits. La cire d'os et les fragments d'os ne doivent pas être délogés. Ensuite, incubez la culture pendant 20 à 24 heures. Le lendemain, imagez les cellules. Ajoutez d’abord 300 microgrammes par millilitre de luciférine dans chaque puits, puis imagez immédiatement la plaque avec une plate-forme d’imagerie IVIS.
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