Name: Volume fixe ou pression fixe: un modèle murin de choc hémorragique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-06T12:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 31 s
Description: Découvrez une procédure chirurgicale pour induire un choc hémorragique chez la souris et étudier les réponses immunologiques post-traumatiques. Ce modèle permet de surveiller les changements physiologiques avec précision.

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Source de financement / Nombre de biologie moléculaire de choc hémorragique GM053789

<ol><li>Baker, C. C., Oppenheimer, L., Stephens, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+trauma+deaths%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of trauma deaths.</a> Am J Surg. 140, 44-50 (1980).</li>
<li>Hierholzer, C., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+mechanisms+in+the+early+phase+of+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Langenbeck%27s+Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">Molecular mechanisms in the early phase of hemorrhagic shock.</a> Langenbeck's Arch Surg. 386, 302-308 (2001).</li>
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<li>Kobbe, P., Stoffels, B., Schmidt, J., Tsukamoto, T., Gutkin, D., Bauer, A., Pape, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IL-10+deficiency+augments+acute+lung+but+not+liver+injury+in+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Cytokine%22%5BJournal%5D)">IL-10 deficiency augments acute lung but not liver injury in hemorrhagic shock.</a> Cytokine. 45, 26-31 (2009).</li>
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<li>Moochhala, S., Wu, J., Lu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemorrhagic+shock%3A+an+overview+of+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Biosci%22%5BJournal%5D)">Hemorrhagic shock: an overview of animal models.</a> Front Biosci. 14, 4631-469 (2009).</li>
<li>Chaudry, I. H., Ayala, A., Ertel, W., Stephan, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemorrhage+and+resuscitation%3A+immunological+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Regulatory+Integrative+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Hemorrhage and resuscitation: immunological aspects.</a> Am J Physiol Regulatory Integrative Comp Physiol. 259, 663-678 (1990).</li>
<li>Lagoa, C. E., Bartels, J., Baratt, A., Tseng, G., Clermont, G., Fink, M. P., Billiar, T. R., Vodovotz, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+initial+trauma+in+the+host%27s+response+to+injury+and+hemorrhage%3A+insights+from+a+correlation+of+mathematical+simulations+and+hepatic+transcriptomic+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">The role of initial trauma in the host's response to injury and hemorrhage: insights from a correlation of mathematical simulations and hepatic transcriptomic analysis.</a> Shock. 26, 592-600 (2006).</li>
<li>Prince, J. M., Levy, R. M., Yang, R., Mollen, K. P., Fink, M. P., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toll-like+receptor-4+signaling+mediates+hepatic+injury+and+systemic+inflammation+in+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Surg%22%5BJournal%5D)">Toll-like receptor-4 signaling mediates hepatic injury and systemic inflammation in hemorrhagic shock.</a> J Am Coll Surg. 202, 407-417 (2006).</li>
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<li>McCloskey, C. A., Kameneva, M. V., Uryash, A., Gallo, D. J., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+Hypoxia+activates+JNK+in+the+liver+during+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Tissue Hypoxia activates JNK in the liver during hemorrhagic shock.</a> Shock. 22, 380-386 (2004).</li>
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<li>Takashi, K., Hubbard, W. J., Choudhry, M. A., Schwacha, M. G., Bland, K. I., Chaudry, I. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trauam-+Hemorrhage+induces+depressed+splenic+dendritic+cell+function+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Trauam- Hemorrhage induces depressed splenic dendritic cell function in mice.</a> J of Immunology. 177, 4514-4520 (2006).</li>
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<li>Prince, J. M., Ming, M. J., Levy, R. M., Liu, S., Pinsky, D. J., Vodovotz, Y., Billiar, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+Growth+Response+1+mediates+the+systemic+and+hepatic+inflammatory+response+initiated+by+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Early Growth Response 1 mediates the systemic and hepatic inflammatory response initiated by hemorrhagic shock.</a> Shock. 27, 157-164 (2007).</li>
<li>Matsutani, T., Samy, A. nantha, Kang, T. S., Bland, S. -C., Chaudry, K. I., H, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+genetic+background+influences+severity+of+immune+responses+following+trauma-hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cytokine%22%5BJournal%5D)">Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage.</a> Cytokine. 30, 168-176 (2005).</li>
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<li>Makley, A. T., Goodman, M. D., Friend, L. W., Bailey, S. R., Lentsch, A. B., Pritts, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Damage+control+resuscitation+with+fresh+blood+products+attenuates+the+systemic+inflammatory+response+following+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Damage control resuscitation with fresh blood products attenuates the systemic inflammatory response following hemorrhagic shock.</a> J Surg Res. 158, 423-423 (2010).</li>
<li>Stansbury, L. G., Dutton, R. P., Stein, D. M., Bochicchio, G. V., Scalea, T. M., Hess, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controversy+in+trauma+resuscitation%3A+do+ratios+of+plasma+to+red+blood+cells+matter%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Transfus+Med+Rev%22%5BJournal%5D)">Controversy in trauma resuscitation: do ratios of plasma to red blood cells matter?</a> Transfus Med Rev. 23, 255-265 (2009).</li>
<li>Gao, J., Zhao, W. X., Xue, F. S., Zhou, L. J., Yu, Y. H., Zhou, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+different+resuscitation+fluids+on+acute+lung+injury+in+a+rat+model+of+uncontrolled+hemorrhagic+shock+and+infection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Trauma%22%5BJournal%5D)">Effects of different resuscitation fluids on acute lung injury in a rat model of uncontrolled hemorrhagic shock and infection.</a> J Trauma. 6, 1213-1219 (2009).</li>
<li>Maier, S., Holz-Holzl, C., Pajk, W., Ulmer, H., Hengl, C., Dunser, M., Haas, T., Velik-Salchner, C., Fries, D., Greiner, A., Hasibeder, W., Knotzer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcirculatory+parameters+after+isotonic+and+hypertonic+colloidal+fluid+resuscitation+in+acute+hemorrhagic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22J+Trauma%22%5BJournal%5D)">Microcirculatory parameters after isotonic and hypertonic colloidal fluid resuscitation in acute hemorrhagic shock.</a> J Trauma. 66, 33-45 (2009).</li>
<li>Stahel, P. F., Smith, W. R., Moore, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+trends+in+resuscitation+strategy+for+the+multiply+injured+patient%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Current trends in resuscitation strategy for the multiply injured patient.</a> Injury. 40, 27-35 (2009).</li>
<li>Dar, D. E., Soustiel, J. F., Zaaroor, M., Em, B., L, A., Shapira, Y., Semenikhina, L., Solopov, A., Krausz, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Moderate+lactated+ringer%27s+resuscitation+yields+best+neurological+outcome+in+controlled+hemorrhagic+shock+combined+with+brain+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Moderate lactated ringer's resuscitation yields best neurological outcome in controlled hemorrhagic shock combined with brain injury in rats.</a> Shock. , Forthcoming (2009).</li>
<li>Moon, P. F., Hollyfield-Gilbert, M. A., Myers, T. L., Uchida, T., Kramer, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluid+compartment+in+hemorrhaged+rats+after+hyperosmotic+crystalloid+and+hyperoncotic+crystalloid+resuscitation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Fluid compartment in hemorrhaged rats after hyperosmotic crystalloid and hyperoncotic crystalloid resuscitation.</a> Am J Physiol. 270, F1-F8 (1996).</li>
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</ol>

Expériences sur les animaux ont été supervisés et effectués en conformité avec les directives et les règlements énoncés par le soin des animaux et du Comité institutionnel utilisation et la conduite de la recherche et le Bureau de conformité de l&#39;Université de Pittsburgh, une AALAS entièrement accrédité / institution AALAC. Sources animales comprennent Jackson Laboratories et Charles Rivers Laboratories. Tous les animaux subissent l&#39;assurance santé complets grâce à chaque fournisseur ainsi que l&#39;Université de Pittsburgh programmes internes de surveillance des animaux de la santé. Cette recherche est menée en conformité avec les principes du gouvernement américain pour l&#39;utilisation des animaux vertébrés. Le programme est enregistré avec l&#39;USDA, et a une lettre d&#39;assurance avec le Bureau des services de santé publique du bien-être des animaux de laboratoire.

<table border="1"><tbody><tr><th> Instrument </th><th> Fabricant </th><th> Numéro de catalogue </th></tr><tr><td> Dumont (SS/45 ° d&#39;angle 0.2x0.12mm pointe, longueur 13.5cm) </td><td> Outils Fine Science </td><td> 11203-25 </td></tr><tr><td> Ciseaux chirurgicaux (droite-12cm) </td><td> Outils Fine Science </td><td> 14068-12 </td></tr><tr><td> Hémostatiques (courbes-12.5cm) </td><td> Outils Fine Science </td><td> 13009-12 </td></tr><tr><td> Microciseaux (printemps ciseaux droite 8cm) </td><td> Outils Fine Science </td><td> 15000-00 </td></tr><tr><td> Pince (0,8 mm à pointe, courbées-10cm) </td><td> Outils Fine Science </td><td> 11050-10 </td></tr><tr><td> enrouleur de suture 6-0 </td><td> Outils Fine Science </td><td> 18020-60 </td></tr><tr><td> sutures 4-0 PDSII </td><td> Vet Penn </td><td> ETHZ304H </td></tr><tr><td> gaze 4x4 </td><td> peuvent être achetés par n&#39;importe quel fournisseur mondial </td><td></td></tr><tr><td> coton-embout applicateur </td><td> peuvent être achetés par n&#39;importe quel fournisseur mondial </td><td></td></tr><tr><td> Aiguille 30G </td><td> peuvent être achetés par n&#39;importe quel fournisseur mondial </td><td></td></tr><tr><td> Aiguille 23G </td><td> peuvent être achetés par n&#39;importe quel fournisseur mondial </td><td></td></tr><tr><td> Seringue 3cc </td><td> peuvent être achetés par n&#39;importe quel fournisseur mondial </td><td></td></tr><tr><td> Seringue 5cc </td><td> peuvent être achetés par n&#39;importe quel fournisseur mondial </td><td></td></tr><tr><td> Seringue 10cc </td><td> peuvent être achetés par n&#39;importe quel fournisseur mondial </td><td></td></tr><tr><td> 50cc tube conique </td><td> peuvent être achetés par n&#39;importe quel fournisseur mondial </td><td></td></tr><tr><td> 1cc seringue w / 25G aiguille </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14-826-88 </td></tr><tr><td> Polyéthylène 10 tubes de 100 `(PE-10) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14 à 170-12P </td></tr><tr><td> Polyéthylène 50 tubes de 100 `(PE-50) </td><td> Fisher Scientific </td><td> 14 à 170-12B </td></tr><tr><td> Robinet 3 voies </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9779127 </td></tr><tr><td> chirurgicale tampon bleu </td><td> Fisher Scientific </td><td> 50-7105 </td></tr><tr><td> Pansements champ stérile </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9517505 </td></tr><tr><td> bande de rouleaux 1 &quot; </td><td> Corporate Express </td><td> MMM26001 </td></tr><tr><td> droites pots côté large bouche (utilisé comme plafond pour cône de nez) </td><td> VWR </td><td> 159000-058 </td></tr><tr><td> plateau en acier inoxydable 8 &quot;x 11&quot; </td><td> VWR </td><td> 62687-049 </td></tr><tr><td> mâle-mâle de verrouillage Leur 3-way </td><td> VWR </td><td> 20068-909 </td></tr><tr><td> poche de stérilisation 3 &quot;x8&quot; </td><td> VWR </td><td> 24008 </td></tr><tr><td> poche de stérilisation 5 &quot;x10&quot; </td><td> VWR </td><td> 24010 </td></tr><tr><td> Sauvage microscope M650 W / flèche se </td><td> Leica </td><td></td></tr><tr><td> Leica IC D appareil photo numérique / image en direct </td><td> Leica </td><td></td></tr><tr><td> Digi-Med BPA-400 &amp; analyseur intégrateur de systèmes </td><td> Micro-Med </td><td> SYS-400 </td></tr><tr><td> TXD-310 (Digi-Med transducteur) </td><td> Micro-Med </td><td> TXD-300 </td></tr><tr><td> Ordinateur </td><td> Dell </td><td></td></tr><tr><td> Stérilisateur à chaud instrument de perles </td><td> VWR </td><td> 18000-45 </td></tr><tr><td> Oster A5 tondeuse W. taille 40 lames </td><td> VWR </td><td> 10749-020 </td></tr><tr><td> circulant heating pad 18x26 </td><td> Harvard </td><td> py872-5272 </td></tr><tr><td> thermomètre rectal </td><td> Kent scientifique </td><td> RET-3 </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><th> Réactifs </th><th> Concentration </th><th> Fabricant </th><th> Numéro de catalogue </th></tr><tr><td> Pentobarbital sodique (solution de sodium Nembutol) </td><td> 70mg/kg </td><td> Ovation </td><td></td></tr><tr><td> Buprénorphine HCl </td><td> 0.1mg/kg </td><td> Bedford Laboratories </td><td></td></tr><tr><td> Ringer lactate injectable IV 250cc sac </td><td> Baxter </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Aerrane (isoflurane) </td><td> 99,9% </td><td> Santé Animale NLS </td><td> 105996 </td></tr><tr><td> Héparine sodique </td><td> 1000U </td><td> Abraxis </td><td></td></tr><tr><td> Chlorure de sodium bactériostatique </td><td> 0,9% </td><td> Hospira </td><td></td></tr><tr><td> Alcool éthylique </td><td> 70% </td><td> Pharmaco-AAPER </td><td></td></tr><tr><td> Triadine povidone iodée (Bétadine) </td><td></td><td> Jetables Triade </td><td></td></tr></tbody></table>

volume fixe ou pression fixe: un modèle murin de choc hémorragique

Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

Il est de notoriété publique que la perte de sang et de blessures traumatiques graves peuvent conduire à une cascade d&#39;événements de signalisation préjudiciables résultant souvent de la mortalité. 1, 2, 3, 4, 5 Ces événements de signalisation peuvent également conduire à une septicémie et / ou un dysfonctionnement de plusieurs organes (MOD .) 6, 7, 8, 9 Il est essentiel alors de rechercher les causes de la fonction immunitaire supprimée et préjudiciables cascades de signalisation afin de développer des moyens plus efficaces pour aider les patients qui souffrent de blessures traumatiques. 10 ce choc hémorragique fixes pression (SH) procédure, bien que techniquement difficile, est une excellente ressource pour les enquêtes sur ces conditions physiopathologiques. 11, 12, 13 Progrès dans l&#39;évaluation des systèmes biologiques, à savoir les systèmes de biologie ont permis à la communauté scientifique à mieux comprendre les réseaux complexes physiologiques et les modes de communication cellulaire. 14 choc hémorragique s&#39;est avérée être un outil vital pour le dévoilement de ces modes de communication cellulaire comme ils se rapportent à la fonction immunitaire. 15, 16, 17, 18 Cette procédure peut être maîtrisé! Cette procédure peut également être utilisé comme un volume fixe ou une approche de pression fixe. Nous avons adapté cette technique dans le modèle murin d&#39;améliorer la recherche dans la fonction immunitaire innée et adaptative. 19, 20, 21 En raison de leur petite taille HS chez la souris présente des défis uniques. Cependant en raison de nombreuses souches de souris disponibles, cette espèce constitue une ressource incomparable pour l&#39;étude des réponses biologiques. Le modèle SH est un modèle important pour étudier les habitudes de communication cellulaire et les réponses des systèmes tels que les systèmes de médiateur hormonal et inflammatoire, et les signaux de danger, soit humide et que la régulation positive PAMP qu&#39;il suscite des réponses distinctes qui diffèrent des autres formes de choc. 22, 23 , 24, 25 Le développement de souches transgéniques murines et l&#39;induction d&#39;agents biologiques pour inhiber la signalisation spécifiques ont présenté des occasions précieuses pour élucider davantage notre compréhension de la monter et descendre la régulation de la transduction du signal après une perte de sang grave, à savoir SH et les traumatismes 26, 27 , 28, 29, 30. Il ya de nombreuses méthodes de réanimation (R) en association avec le HS et les traumatismes. 31, 32, 33, 34 Une méthode de réanimation volume fixe de solution de Ringer lactate seul (LR), égal à trois fois le volume du sang versé, est utilisée dans ce modèle d&#39;étudier les mécanismes endogènes tels que les blessures d&#39;organes à distance et de l&#39;inflammation systémique. méthode de 35, 36, 38 Ce de la réanimation est avérée efficace pour évaluer les effets des traumatismes HS et 38, 39.

Le modèle du choc hémorragique a été une ressource fiable et reproductible facilitant l&#39;identification et la compréhension des cascades de signalisation associées à l&#39;inflammation et des lésions des organes cibles après un traumatisme. Cet article fournit une description étape par étape des aspects chirurgicaux et mécaniques associées à la procédure expérimentale choc hémorragique chez la souris.

Volume fixe ou pression fixe: un modèle murin de choc hémorragique

Il est allgemeinement admis que les pertes sanguines massives et les traumatismes peuvent entraîner une cascade d'événements de signalisation délétères aboutissant souvent au décès. 1, ...

Pour caractériser les réponses immunologiques au choc hypovolémique, une intervention chirurgicale est réalisée au cours de laquelle les vaisseaux d'une souris sont disséqués et cathétérisés. Tout en surveillant la physiologie de l'animal par enregistrement numérique et observation physique, un choc hémorragique est induit afin de simuler une expérience traumatique suite à un choc provoqué. La souris est réanimée, le cathéter est retiré, puis l'animal est laissé en phase de récupération.La souris peut ensuite être étudiée afin d'évaluer les modifications de la fonction organique, des schémas de communication cellulaire et de l'expression génétique à l'aide d'une série de techniques telles que la cytométrie en flux, l'hématologie, les immunotransferts, l'immunohistochimie ou les puces à ADN. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes réside dans le fait que ce modèle de choc hémorragique à volume ou pression fixe permet au chercheur de contrôler le degré de choc tout en surveillant en continu et en enregistrant avec précision les fluctuations physiologiques. Cette méthode spécifique de choc hémorragique améliore la capacité du chercheur à étudier et à comprendre la fonction immunologique en prévision de la chirurgie.Veillez à disposer des équipements et fournitures stériles suivants. Six sutures zéro, des applicateurs en coton et en gaze mâle, des robinets trois voies mâles, des transducteurs, des morceaux de 18 pouces de tube PE 50, et des morceaux de 5 pouces de tube PE 10. Les outils chirurgicaux dont vous aurez besoin sont des robinets trois voies, une seringue de 1 cm³, une seringue de 10 cm³, une aiguille de calibre 23, une aiguille de calibre 30,5, des ciseaux microchirurgicaux, des pinces fines, un paquet chirurgical, des pinces, des pinces hémostatiques et des ciseaux chirurgicaux.Les fournitures supplémentaires comprennent la solution de Ringer lactaté et l'antiseptique à base d'alcool. Une planche en métal, un champ stérile, des gants stériles, du Bétadine, du sérum physiologique stérile, du sérum salin hépariné et de l'anesthésie. Le jour de l'intervention chirurgicale, installer le cathéter de mesure de la pression artérielle sur la patte arrière droite en portant des gants stériles.Saisissez le milieu d'un morceau de tube PE 10 stérile de cinq pouces de long avec les deux mains et étirez-le d'environ un pouce pour faciliter l'insertion du cathéter. À l'aide de ciseaux stériles, coupez le tube en deux, en biseautant l'extrémité étirée. Ensuite, insérez une aiguille de calibre 30 dans l'extrémité non étirée du tube PE 10.À l’aide d’un tampon d’alcool, stérilisez le dessus d’un flacon stérile de 10 cc contenant la solution saline héparinée. Remplissez une seringue d’un cc avec 0,6 à 0,7 centimètre cube de la solution d’héparine. Fixez une aiguille de calibre 30 et un cathéter à l’extrémité d’un robinet en té qui se trouve directement en face de l’extrémité mâle.Remplissez l'aiguille de calibre 30 et le tube en PE du robinet avec la solution d'héparine, en veillant à ne laisser aucune bulle d'air. Éliminez les bulles d'air en tapotant légèrement, puis retirez l'aiguille de calibre 30 du trois voies et aspirez le liquide présent dans le trois voies vers la seringue d'un cm³ afin d'éliminer toute bulle piégée dans le trois voies, puis réattachez l'aiguille avec le tube fixé. Environ 0,1 centimètre cube du mélange doit rester dans la seringue.Pour installer le cathéter de la jambe gauche en miroir, suivez la procédure décrite précédemment, en omettant le robinet à trois voies. Commencez par désinfecter le sac de sérum de Ringer avec de l'alcool. Ensuite, reliez un transducteur stérile à un appareil de mesure de la pression artérielle et de la fréquence cardiaque conformément aux spécifications micro me.Ensuite, fixez un robinet trois voies aux deux extrémités du transducteur et posez-le à plat sur le plan de travail. Remplissez une seringue de 10 cc avec une solution de Ringer lactatée et fixez-la au robinet trois voies. Insérez une aiguille de calibre 23 dans chaque extrémité d'un morceau de tube stérile PE 50 de 18 pouces de long.Fixer une extrémité du tube en PE au raccord en T muni de la seringue de 10 cc. Ensuite, remplir le raccord en T et le dispositif PE 50 avec une solution de Ringer lactaté. Veiller à éliminer toutes les bulles d'air, comme précédemment.Ensuite, réattachez le raccord en té au transducteur et remplissez-le. Ajoutez un deuxième raccord en té contenant du sérum de Ringer lactaté. Enfin, fixez le robinet métallique mâle à verrouillage rapide au stylet métallique de calibre 23 du tube PE 50 afin de le raccorder au cathéter du membre inférieur droit, en miroir.Les instruments sont désormais prêts à être utilisés lors des interventions chirurgicales et des procédures expérimentales afin de disséquer et de canuler les vaisseaux de la souris en vue de l'induction d'un choc. Commencez par placer une souris anesthésiée au pentobarbital de sodium sur la plaque chirurgicale en métal. En position dorsale, immobilisez l'animal à l’aide d’une technique de bandes adhésives en boucle lâche, qui consiste à enrouler légèrement de fines bandes de ruban adhésif autour de chacun des membres, en dessous du pore, puis à les fixer sur la planche à l’aide d’un clippeur ostéo à lame de taille 40, rasez les régions abdominale et inguinale de l’animal.Ensuite, à l’aide d’un tampon de gaze, désinfecter la zone avec du Bétadine et de l’alcool. Placer un embout nasal contenant un centimètre cube de fluor sur le nez de la souris. Une fois que la respiration de l’animal commence à ralentir, évaluer la profondeur de l’anesthésie à l’aide du réflexe de retrait par extension des membres.Placer un pansement stérile sur l'animal tout au long de la procédure afin d'aider à maintenir l'asepsie. Ensuite, pratiquer une petite incision de quatre à cinq millimètres dans la peau, parallèlement au muscle oblique interne gauche de l'abdomen et au muscle transverse de l'abdomen gauche, en prenant soin de ne pas endommager les muscles environnants ni toucher les nerfs.Utilisez une pince de Dumont pour saisir le tissu au niveau de la connexion abdominale et séparer le tissu adipeux des muscles obliques et transverses de l'abdomen. À l’aide d’une autre paire de pinces d’Als, effectuez une dissection émoussée le long des muscles abdominaux afin de détacher la fascia et le tissu adipeux. Juste sous ce tissu adipeux, comme pour la veine fémorale et l’artère fémorale, ainsi que le nerf fémoral sans le toucher, isolez le nerf fémoral en saisissant le tissu adipeux adjacent.Tirer ce tissu latéralement à partir de la veine et de l'artère. Le nerf, qui est intégré à ce tissu, suivra lorsque le tissu est tiré latéralement. Placer l'autre pointe de Dumont vers le bas contre l'artère et l'ouvrir et le fermer.Dissez délicatement la fascia. Les vaisseaux sont très superficiels, veillez donc à ne pas pénétrer dans les muscles sous-jacents. Une fois le nerf séparé, maintenez la pince de Dumont fermée et faites-la glisser en position dorsale par rapport aux vaisseaux.Lorsque la pointe du Dumont apparaît de l'autre côté de la veine, ouvrez-la pour disséquer par émoussage le fascia. Gardez le Dumont en position dorsale par rapport au vaisseau et saisissez la première suture. Ensuite, tirez la suture en arrière à travers l'ouverture créée entre les vaisseaux et les muscles sous-jacents.Placer un total de 3 6 0 sutures autour de la veine et de l'artère. L'une d'elles se situe le plus près du nœud de ligature du muscle abdominal, mais laissez-la lâche et serrez-la avec un hémostat. Le bord concave de l'hémostat doit reposer sur la cavité abdominale de l'animal.Le point deux est le plus éloigné en position. Lier immédiatement ce point pour ligaturer les vaisseaux et le pincer avec un hémostat côté concave vers le bas ; les points distal et proximal servent à tirer les vaisseaux afin d'éviter la perte de sang et à les soulever légèrement pour faciliter l'insertion du cathéter. Le point trois doit être placé entre les points distal et proximal.Pour le soutien du cathéter, faites un nœud lâche qui servira à fixer le cathéter à l'intérieur du vaisseau après l'insertion. Une fois les sutures bien en place, identifiez l'artère par la paroi épaisse du vaisseau et sa couleur blanche. À l’aide des ciseaux microchirurgicaux, pratiquez une petite incision sur le dessus de l’artère, près de la suture distale, de manière à disposer d’une longueur suffisante d’artère pour l’insertion initiale du cathéter.Placer une extrémité du forceps de Dumont dans la lumière du vaisseau artériel et les refermer sur la paroi du vaisseau afin d'élargir l'orifice tout en maintenant la paroi artérielle. Introduire le cathéter dans la lumière tout en tirant doucement le vaisseau par-dessus le cathéter. Faire un léger nœud avec le point de suture de soutien médian pour maintenir le cathéter en place.Ensuite, relâchez l'hémostat proximal pour desserrer la suture proximale et rouvrir la suture autour des vaisseaux. À ce stade, la pression artérielle devrait repousser le sang dans le cathéter. Du sang pulsatile doit être visible dans le cathéter.Tenez les vaisseaux autour du cathéter avec une main et utilisez l'autre pour insérer le cathéter dans le vaisseau, sur une distance de quatre à cinq millimètres. L'extrémité du cathéter doit se positionner juste sous les muscles oblique interne et transverse de l'abdomen.Connectez l'animal à un analyseur BPA 400 et rincez les lignes artérielles. Ajoutez une ou deux gouttes de solution saline stérile dans l'ouverture chirurgicale pour maintenir les tissus environnants humides pendant les procédures de choc hémorragique et de réanimation destinées à induire un choc hémorragique. Commencez par placer la souris anesthésiée sous une lampe et sur un tapis chauffant à circulation d'eau afin de maintenir sa température entre 36 et 37 degrés Celsius.Ensuite, utilisez une seringue pour prélever environ la moitié du volume sanguin de la souris sur une période de 15 minutes afin d'obtenir une pression artérielle moyenne comprise entre 28 et 32 millimètres de mercure. Après 1,5 à trois heures, réanimez l'animal à l'aide d'une pompe à seringue en administrant une solution de Ringer lactaté à trois fois le volume perdu, à débit constant sur 15 minutes. Une fois la réanimation terminée, retirez le cathéter et ligaturez les vaisseaux.À l’aide de trois sutures, tirer le cathéter juste au-delà de la suture proximale, puis nouer complètement cette suture afin d’éviter toute perte de sang. Le flux collatéral empêche les membres postérieurs de devenir ischémiques. Enfin, fermer chirurgicalement les deux orifices des membres postérieurs à l’aide d’un PDSI stérile de calibre quatre zéro.Je suture. Retirer le ruban adhésif en boucle lâche et placer l'animal dans une cage propre, placée sur un tapis chauffant à circulation pendant plusieurs heures. Après la récupération.Ce diagramme représente un aperçu de la procédure de choc hémorragique. Après la canulation bilatérale et la connexion initiale au moniteur de pression artérielle, une période de cinq minutes de pression artérielle de base est enregistrée. Une fois qu'une pression artérielle fiable est obtenue, l'induction du choc commence : le sang est alors prélevé par le cathéter fémoral afin d'atteindre une pression artérielle de 28 plus ou moins deux millimètres de mercure, ce prélèvement s'effectuant sur une durée de 15 minutes.Après l'induction du choc, une période de choc de deux heures et demie a lieu, durant laquelle la pression artérielle est constamment surveillée. À l'issue de la période de choc, une réanimation contrôlée est réalisée à l'aide d'une pompe à seringue qui réinjecte un volume de sang égal à trois fois le volume sanguin perdu dans l'animal. Enfin, l'animal est reconnecté aux moniteurs de pression artérielle afin d'obtenir une nouvelle évaluation de la ligne de base.Cela se produit pendant environ cinq à dix minutes. Cette figure illustre les réponses pro-inflammatoires et anti-inflammatoires associées au choc hémorragique. Une tempête de cytokines se produit, au cours de laquelle des cytokines pro-inflammatoires et anti-inflammatoires, ainsi que des macrophages, des cellules T et de nombreuses autres réponses physiologiques interagissent selon une boucle de rétroaction dans une tentative de ramener l'organisme à des conditions d'homéostasie et de réparer les organes privés d'oxygène.Cette représentation graphique indique la fonction hépatique chez des souris de type sauvage soumises à deux moments différents de choc hémorragique par rapport à des souris témoins, le taux d'alanine aminotransférase ou de LT est indiqué dans le graphique A et le taux d'aspartate aminotransférase ou de ST est indiqué dans le graphique B. Les enzymes hépatiques ont été mesurées à l'aide d'un analyseur de chimie sanguine à partir de plasma sanguin. Ces images de microscopie à fluorescence montrent le tissu pulmonaire chez des souris de type sauvage ayant subi un choc hémorragique et des souris témoins.La coloration de l'actine apparaît en vert et en pointillés. La coloration du noyau apparaît en bleu. L'expression de l'iNOS apparaît en rouge, comme on peut le voir ici.Les souris en état de choc hémorragique présentent une infiltration distincte de iNOS, colorée en rouge, au niveau de l'épithélium bronchique et de l'endothélium vasculaire du tissu pulmonaire. Cette coloration est absente chez les souris contrôles ayant subi une intervention factice. Ces microphotographies montrent des sections de tissu hépatique provenant de souris soumises à un choc hémorragique ou de souris contrôles, fixées dans du paraformaldéhyde et colorées à l'hématine ou à l'éosine.La section de tissu prélevée chez les souris soumises à un choc hémorragique a révélé un tissu nécrosé en raison d'une circulation et d'une oxygénation insuffisantes, ce qui n'a pas été observé chez les souris ayant subi une intervention factice. Lors de la mise en œuvre de cette technique, il est très important de garder à l'esprit qu'il faut faire preuve de beaucoup de patience et de rigueur dans la technique chirurgicale et lors de l'induction de l'hémorragie. Gardez également à l'esprit que ce modèle peut être combiné à d'autres modèles traumatiques tels que la fracture bilatérale du fémur, la pseudo-fracture et les traumatismes des tissus mous afin de répondre à des questions liées à l'immunologie des traumatismes multiples.

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