Name: Colonie de cellules de formage (CFC) Dosage pour les cellules hématopoïétiques humaines (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-18T17:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 30 s
Description: Découvrez le dosage CFC pour évaluer la prolifération et la différenciation des cellules souches hématopoïétiques humaines CD34+ dans un milieu semi-solide. Cette méthode permet d'étudier les effets des oncogènes sur l'hématopoïèse.

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Nous remercions le juge Alvin Siteman Cancer Center à Washington University School of Medicine et Barnes-Jewish Hospital à St Louis, MO, pour l&#39;utilisation de la base Trieuse vitesse élevée de cellules, qui a fourni l&#39;équipement et des services de cytométrie en flux de tri. Ce travail a été soutenu par les instituts nationaux de subventions et de santé R01 HL082549 K02 HL084179 (NRY). Le Siteman Cancer Center est soutenu en partie par un soutien du NCI Cancer Center Grant P30 CA91842.

<ol><li>Takeda, A., Goolsby, C., Yaseen, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NUP98-HOXA9+induces+long-term+proliferation+and+blocks+differentiation+of+primary+human+CD34%2B+hematopoietic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">NUP98-HOXA9 induces long-term proliferation and blocks differentiation of primary human CD34+ hematopoietic cells.</a> Cancer Res. , 66-6628 (2006).</li>
<li>Yassin, E. R., Abdul-Nabi, A. M., Takeda, A., Yaseen, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+the+NUP98-DDX10+oncogene+on+primary+human+CD34%2B+cells%3A+role+of+a+conserved+helicase+motif%5BTitle%5D)+AND+%22Leukemia%22%5BJournal%5D)">Effects of the NUP98-DDX10 oncogene on primary human CD34+ cells: role of a conserved helicase motif.</a> Leukemia. , Forthcoming (2010).</li>
<li>Yassin, E. R., Sarma, N. J., Abdul-Nabi, A. M., Dombrowski, J., Han, Y., Takeda, A., Yaseen, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+the+transformation+of+primary+human+hematopoietic+cells+by+the+oncogene+NUP98-HOXA9%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Dissection of the transformation of primary human hematopoietic cells by the oncogene NUP98-HOXA9.</a> PLoS One. 4, e6719-e6719 (2009).</li>
<li>Nissen-Druey, C., Tichelli, A., Meyer-Monard, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+hematopoietic+colonies+in+health+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Haematol%22%5BJournal%5D)">Human hematopoietic colonies in health and disease.</a> Acta Haematol. 113, 5-96 (2005).</li>
<li>Pereira, C., Clarke, E., Damen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematopoietic+colony-forming+cell+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Hematopoietic colony-forming cell assays.</a> Methods Mol Biol. 407, 177-208 (2007).</li>
<li>Coulombel, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+hematopoietic+stem%2Fprogenitor+cells%3A+strength+and+drawbacks+of+functional+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Oncogene%22%5BJournal%5D)">Identification of hematopoietic stem/progenitor cells: strength and drawbacks of functional assays.</a> Oncogene. 23, 7210-7222 (2004).</li>
<li>Hogge, D. E., Lansdorp, P. M., Reid, D., Gerhard, B., Eaves, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+detection%2C+maintenance%2C+and+differentiation+of+primitive+human+hematopoietic+cells+in+cultures+containing+murine+fibroblasts+engineered+to+produce+human+steel+factor%2C+interleukin-3%2C+and+granulocyte+colony-stimulating+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Enhanced detection, maintenance, and differentiation of primitive human hematopoietic cells in cultures containing murine fibroblasts engineered to produce human steel factor, interleukin-3, and granulocyte colony-stimulating factor.</a> Blood. 88, 3765-3773 (1996).</li>
</ol>

Le dosage de CFC a été largement utilisée pour déterminer la prolifération et la différenciation des modèles de progéniteurs hématopoïétiques et d&#39;étudier les effets des oncogènes (4, 5). Il a l&#39;avantage sur les cultures de liquide d&#39;être un test clonal, telles que les colonies constituent la descendance d&#39;un ancêtre unique et peut être retiré individuellement pour une analyse ultérieure. La limitation du dosage de CFC est qu&#39;elle n&#39;est pas adéquate pour la détection de progéniteurs plus immature...

<table><tbody><tr><td>IMDM</td><td>Life Technologies</td><td>12440</td><td></td></tr><tr><td>Sérum bovin foetal (FBS)</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>06150</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Life Technologies</td><td>25030</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline/Streptomycine (PS)</td><td>Life Technologies</td><td>15140</td><td></td></tr><tr><td>Ligand FLT-3</td><td>PeproTech Inc</td><td>300-19</td><td></td></tr><tr><td>GM-CSF</td><td>PeproTech Inc</td><td>300-03</td><td></td></tr><tr><td>SCF</td><td>PeproTech Inc</td><td>300-07</td><td></td></tr><tr><td>TPO</td><td>PeproTech Inc</td><td>300-18</td><td></td></tr><tr><td>IL3</td><td>PeproTech Inc</td><td>200-03</td><td></td></tr><tr><td>IL6</td><td>PeproTech Inc</td><td>200-06</td><td></td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7030</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP118</td><td></td></tr><tr><td>Rétronectine</td><td>Takara Bio Inc</td><td>T100A</td><td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>Life Technologies</td><td>14175</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Life Technologies</td><td>14200</td><td></td></tr><tr><td>Solution de bleu de trypan (0,4 %)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8154</td><td></td></tr><tr><td>Methocult GF+ H4435</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>04445</td><td></td></tr><tr><td>Milieu enrichi en méthylcellulose humain</td><td>R&amp;amp;D Systems</td><td>HSC005</td><td></td></tr><tr><td>Coloration de Wright/Giemsa</td><td>Harleco</td><td>64571</td><td></td></tr><tr><td>Solution tampon phosphate, pH 6,4 - formule Giordano</td><td>Ricca Chemical Company</td><td>1450</td><td></td></tr><tr><td>Méthanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>A412-4</td><td></td></tr><tr><td>Cytoseal 60</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>8310</td><td></td></tr><tr><td>Sérum de souris normal</td><td>Rockland Immunochemicals</td><td>D208</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD11b humain conjugué à la phyc&amp;#8211;réthrine</td><td>BD Biosciences</td><td>555388</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD33 humain conjugué à l'allophtocyanine</td><td>BD Biosciences</td><td>551378</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD45 humain conjugué à la phyc&amp;#8211;réthrine-Cy7</td><td>BD Biosciences</td><td>557748</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD71 humain conjugué à la phyc&amp;#8211;réthrine</td><td>BD Biosciences</td><td>555537</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD235a humain conjugué à l'allophtocyanine</td><td>BD Biosciences</td><td>551336</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD45 humain conjugué à la phyc&amp;#8211;réthrine-Cy7</td><td>BD Biosciences</td><td>557748</td><td></td></tr><tr><td>Plaques de culture tissulaire de 24 puits, non traitées</td><td>BD Biosciences</td><td>35-1147</td><td></td></tr><tr><td>Boîte de 30 mm, non traitée</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>27150</td><td></td></tr><tr><td>Boîte de culture tissulaire de 100 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-757-12</td><td></td></tr><tr><td>Boîtes de comptage quadrillées</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>27500</td><td></td></tr><tr><td>Tubes coniques de 15 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>35-2097</td><td></td></tr><tr><td>Tubes coniques de 50 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>35-2070</td><td></td></tr><tr><td>Seringues de 3 ml</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>28240</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille émoussée de 16 gauge, 1&amp;frac12; pouce</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>28110</td><td></td></tr><tr><td>Filtre cellulaire CellTrics de 50 &amp;mu;m</td><td>Partec</td><td>04-004-2327</td><td></td></tr><tr><td>Hémocytomètre</td><td>Fisher Scientific</td><td>0267110</td><td></td></tr><tr><td>Chambres d'échantillonnage TPX</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>A78710018</td><td></td></tr><tr><td>Lames de microscope Fisherbrand Superfrost/Plus, prénettoyées</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>Cartes filtres Shandon</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>5991022</td><td></td></tr><tr><td>Support de lame Shandon pour cytospin</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>59920063</td><td></td></tr><tr><td>Ensemble complet de coloration Shandon 100</td><td>Thermo Fisher Scientific, Inc.</td><td>100</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Corporation</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>Papier filtre de 1 &amp;mu;m</td><td>VWR international</td><td>28307-134</td><td></td></tr><tr><td>Microscope inversé</td><td>Nikon Instruments</td><td>Diaphot</td><td></td></tr><tr><td>Caméra de microscope</td><td>Nikon Instruments</td><td>DS-F11</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Olympus Corporation</td><td>BX51</td><td></td></tr><tr><td>Caméra de microscope</td><td>Olympus Corporation</td><td>DP71</td><td></td></tr><tr><td>Scanner</td><td>Microtek</td><td>Scanmaker 4</td><td></td></tr><tr><td>Agitateur vortex</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-812</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur de culture tissulaire</td><td>Sanyo</td><td>MCO-18AIC</td><td></td></tr><tr><td>Cytospin</td><td>Shandon, Inc.</td><td>Cytospin 2</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse de table</td><td>Eppendorf</td><td>5810-R</td><td></td></tr><tr><td>Système de purification d'eau</td><td>Barnstead</td><td>Nanopure-Diamond</td><td></td></tr></tbody></table>

colonie de cellules de formage (cfc) dosage pour les cellules hématopoïétiques humaines

Colony Forming Cell (CFC) Assay for Human Hematopoietic Cells

Humaines hématopoïétiques cellules souches / progénitrices sont généralement obtenus à partir de la moelle osseuse, sang du cordon ou du sang périphérique et sont utilisées pour étudier l&#39;hématopoïèse et la leucémogenèse. Ils ont la capacité de se différencier en lignées lymphoïdes et myéloïdes. Les cellules formant colonie (CFC) de dosage est utilisé pour étudier la prolifération et la différenciation des progéniteurs tendance hématopoïétique par leur capacité à former des colonies dans un milieu semi-solide. Le nombre et la morphologie des colonies formées par un nombre fixe de cellules d&#39;entrée fournir des informations préliminaires sur la capacité des progéniteurs de différencier et de proliférer. Les cellules peuvent être récoltées à partir des colonies individuelles ou de la plaque entière pour mieux évaluer leur nombre et les états de différenciation par cytométrie en flux et l&#39;évaluation morphologique de Giemsa lames colorées. Ce test est utile pour évaluer la différenciation myéloïde mais pas lymphoïdes. Le myéloïde terme dans ce contexte est utilisé dans son sens large pour englober lignées granulocytaire, monocytaire, érythroïdes et mégacaryocytaires. Nous avons utilisé ce test pour évaluer les effets des oncogènes sur la différenciation des primaires humaines dérivées de cellules CD34 + du sang périphérique. Pour cette fin sont les cellules transduites avec le contrôle de construire soit rétroviraux ou une construction exprimant l&#39;oncogène d&#39;intérêt, dans ce cas-NUP98 HOXA9. Nous employons un vecteur rétroviral couramment utilisés, MSCV-IRES-GFP, qui exprime un ARNm bicistronique qui produit le gène d&#39;intérêt et un marqueur de la GFP. Les cellules sont pré-activés par de plus en plus la présence de cytokines pendant deux jours avant transduction rétrovirale. Après deux jours, les cellules GFP + sont isolés par tri cellulaire par fluorescence (FACS) et mélangé avec un milieu semi-solide contenant méthylcellulose complétées par des cytokines et incubés jusqu&#39;au colonies apparaissent à la surface, généralement 14 jours. Le nombre et la morphologie des colonies sont documentés. Les cellules sont ensuite retirés des plaques, lavés, comptés, et soumis à la cytométrie en flux et l&#39;examen morphologique. La cytométrie en flux avec des anticorps spécifiques à la surface cellulaire des marqueurs exprimés au cours de l&#39;hématopoïèse fournit des informations sur la lignée et le stade de maturation. Des études morphologiques des cellules individuelles au microscope après coloration de Wright-Giemsa fournir des informations supplémentaires à l&#39;égard de la lignée et la maturation. Comparaison des cellules transduites avec le vecteur contrôle vide à ceux transduites avec un oncogène révèle les effets de l&#39;oncogène sur la différenciation hématopoïétique.

Les cellules formant colonie (CFC) de dosage est un dosage in vitro dans les progéniteurs hématopoïétiques, qui forment des colonies dans un milieu semi-solide. Une combinaison de la morphologie des colonies, la morphologie cellulaire et la cytométrie de flux sont utilisés pour évaluer la capacité des progéniteurs à proliférer et se différencier ainsi les différentes lignées hématopoïétiques.

Colonie de cellules de formage (CFC) Dosage pour les cellules hématopoïétiques humaines

Les cellules souches et progénitrices hématopoïétiques humaines sont généralement obtenues à partir de la moelle osseuse, du sang de cordon ou du sang périphérique et sont utilisées pour étudier l'hématopoïèse et...

Cette procédure évalue, dans un milieu semi-solide, la capacité des progéniteurs hématopoïétiques à proliférer et à se différencier selon différentes lignées hématopoïétiques pour initier la culture. Dégèle fraîchement les cellules positives pour le CD 34 en présence de cytokines afin de favoriser l'activation après deux jours. Réalisez la transduction rétrovirale d'un vecteur témoin exprimant la GFP en ajoutant les cellules positives pour le CD 34 activées à une plaque préchargée avec le virus.48 heures plus tard, isoler les cellules positives pour la GFP par tri cellulaire (FACS), puis ensemencer ces cellules dans un milieu semi-solide à base de méthylcellulose enrichi en facteurs de croissance et incuber pendant environ deux semaines jusqu'à l'apparition de colonies en surface. Enfin, récolter les colonies, immobiliser les cellules sur des lames à l'aide de cytocentrifugation et les colorer par la coloration de May-Grünwald-Giemsa afin de déterminer au microscope la lignée hématopoïétique et le stade de maturation. Cette méthode peut fournir des éclairages mécanistiques dans les études sur la leucémogenèse, notamment les effets des oncogènes sur la différenciation hématopoïétique.Afin d'observer une culture, décongelez rapidement un flacon de cellules congelées positives pour le CD34 à 37 degrés Celsius en agitant doucement jusqu'à ce qu'il ne reste qu'un petit cristal de glace, puis transférez la suspension cellulaire dans un tube conique de 50 millilitres. Rincez délicatement les cellules restantes du flacon avec un millilitre de milieu FBS-IMDM à 2 % à température ambiante et ajoutez-le goutte à goutte dans le tube de 50 millilitres en remuant doucement. Attendez maintenant trois minutes.Continuez en ajoutant lentement deux millilitres de milieu tout en mélangeant délicatement, puis équilibrez à nouveau pendant trois minutes. Répétez cette procédure en ajoutant du milieu de volume égal à la suspension cellulaire diluée, à des intervalles de trois minutes, en agitant doucement entre chaque ajout, jusqu’à ce que le volume final atteigne 32 millilitres. Pour recueillir les cellules, centrifugez à 250 G pendant 10 minutes à température ambiante et retirez le surnageant, en laissant environ 0,5 millilitre de milieu au-dessus du culot. Procédez ensuite au lavage des cellules en resuspendant le culot dans 20 millilitres de milieu, puis centrifugez à 200 G pendant huit minutes à température ambiante. Retirez le surnageant et resuspendez les cellules dans du milieu IMDM complet à environ un demi-million de cellules par millilitre.Enfin, pour déterminer la concentration cellulaire, prélevez 10 microlitres de la suspension dans un tube microcentrifugé, mélangez avec un volume égal de solution de bleu de trypan à 0,4 % et effectuez un dénombrement. À l’aide d’un hématocytomètre, diluez les cellules à 10 puissance 5 cellules par millilitre en ajoutant du milieu IMDM complet supplémenté avec le mélange de cytokines activateurs. Incubez les cellules dans un incubateur humidifié à 37 degrés Celsius avec 5 % de dioxyde de carbone pendant deux jours. Le jour de la transduction, dénombrez les cellules avant de commencer le préchargement viral afin de déterminer le nombre de puits à préparer pour préparer une plaque de culture tissulaire de 24 puits non traitée. Ajoutez 400 microlitres d’une solution de rétro-actine à 25 microgrammes par millilitre dans chaque puits et incubez pendant deux heures à température ambiante dans une hotte de sécurité biologique à flux laminaire.Éliminer la solution rétro-actine et recouvrir chaque puits de 2 % de BSA en incubant pendant 30 minutes à température ambiante. Pendant ce temps, décongeler les solutions de stock de virus et les conserver sur de la glace. Ensuite, aspirer la solution de BSA, charger le virus en ajoutant 0,5 millilitre de préparation virale dans chaque puits, puis centrifuger à 2 200 ×g à quatre degrés Celsius pendant 15 minutes.Retirez la solution virale des puits et répétez la charge virale trois fois supplémentaires. Rincez enfin chaque puits avec du milieu IMDM froid. Récupérez maintenant les cellules CD 34 positives pré-activées par centrifugation et resuspendez les cellules dans du milieu IMDM complet frais supplémenté avec des cytokines. Aliquotez 0,15 million de cellules CD 34 positives dans chacun des puits codés pour le virus et incubez pendant deux jours dans un incubateur humide à 37 degrés Celsius avec 5 % de dioxyde de carbone afin de récolter les cellules transduites doucement mais complètement.Suspendez les cellules provenant des plaques avec virus flottants et filtrez la suspension à travers un filtre cellulaire de 50 microns dans un tube conique. Prélevez 10 microlitres de la suspension cellulaire dans un microtube. Mélangez avec un volume égal de solution de bleu de trypan et comptez les cellules à l’aide d’un hématocytomètre.Rincer chaque puits avec 0,8 millilitre de HBSS froid contenant 0,02 % d'EDTA et transférer dans le même tube de collecte à travers un filtre cellulaire CEL Trix de 50 microns. Récupérer les cellules par centrifugation et les laver une fois avec du HBSS froid. Résuspendre le culot cellulaire final dans du HBSS contenant 1 % de BA et conserver les cellules sur de la glace, à l'abri de la lumière, en vue d'un tri cellulaire ultérieur, généralement effectué dans une plateforme spécialisée utilisant un cytomètre de tri cellulaire à haute vitesse, selon le plan expérimental.Dégeler le nombre requis d'aliqotes de milieu pour le test CFC et vortexer vigoureusement pour homogénéiser, puis laisser le tube reposer pendant au moins cinq minutes afin que les bulles remontent à la surface avant d'ajouter les cellules. Prélever ensuite 3 000 cellules triées transduites par le virus dans un microtube stérile contenant du milieu F-B-S-I-M-D-M froid à 2 % et ajuster le volume final de la suspension à 0,3 millilitre. Suspendre les cellules et transférer l'intégralité de la suspension cellulaire dans un aliquot de trois millilitres de milieu de croissance methyl cult.Créez une suspension cellulaire homogène en vortexant vigoureusement. Laissez le tube au repos pendant trois minutes. Pour ensemencer les cellules, fixez une aiguille sans biseau de calibre 16 à une seringue de trois millilitres et aspirez 2,2 millilitres.En prenant soin d'éviter l'aspiration de grosses bulles, expulser 1,1 millilitre dans chacune de deux boîtes de culture tissulaire non traitées de 30 millimètres et répartir uniformément une rotation du mélange ; placer les plaques en double dans une boîte de 100 millimètres contenant un récipient d'eau. Poursuivre trois litres d'eau stérile pendant deux semaines. Caractériser et compter les colonies selon leur morphologie à l'aide d'un microscope inversé avec un grossissement de 40 x, dans une boîte de culture marquée d'une grille de comptage.Afin de documenter les résultats de culture, numériser l'ensemble de la plaque de test CFC à l'aide d'un scanner ordinaire à 600 DPI et prendre des microphotographies à faible grossissement de colonies représentatives à l'aide d'un microscope inversé équipé d'une caméra couleur pour une analyse ultérieure. Les cellules de différenciation et de prolifération provenant de l'ensemble de la plaque de test CFC sont récupérées en les mettant en suspension dans plusieurs volumes de F-B-S-I-M-D-M à 2 % à température ambiante, lavées et comptées pour des analyses morphologiques. Transférer 30 000 cellules récupérées à partir des plaques de test CFC sur une lame. À l'aide d'une centrifugeuse STOs spin, faire sécher les lames à l'air pendant la nuit afin de colorer efficacement les lames.Préparez une chaîne de montage composée de neuf récipients de coloration contenant des solutions dans l'ordre suivant : méthanol absolu, solution mère de gémsa, tampon gémsa, méthanol à 50 % et eau, deux récipients d'eau, tampon phosphate à pH six, et enfin deux récipients d'eau. Placez les lames dans un porte-lame et immergez-les dans le méthanol absolu pendant deux minutes, puis retirez l'excès de méthanol.Immerger immédiatement le porte-lame dans la solution mère de gémsa pendant cinq minutes. Transférer le porte-lame dans le tampon gémsa correct à pH 6,4 et incuber pendant 10 minutes. Plonger le porte-lame deux fois dans du méthanol à 50 %, 10 fois dans l'eau, puis encore 10 fois dans un autre récipient d'eau, puis cinq fois dans le tampon phosphate.pH 6,0. Transférez le porte-objet dans l'eau et incubez pendant deux minutes. Répétez le lavage dans le dernier récipient contenant de l'eau.Laissez maintenant les lames sécher complètement à l'air dans le porte-lame. Retirez chaque lame et essuyez l'arrière de la lame avec des lingettes Kim imbibées de méthanol pour éliminer les taches. Déposez une goutte de Cyto Seal 60 et placez une lamelle pour sceller.Effectuez un décompte différentiel de 500 cellules pour chaque lame de culture GM en utilisant un microscope. Dans le cadre de cette expérience, les cellules sont divisées en cinq catégories : cellules primitives, cellules myéloïdes intermédiaires, cellules myéloïdes matures, cellules érythroïdes intermédiaires et cellules érythroïdes matures. Par exemple, par rapport à l'expression témoin des 98 nouveaux faucons, un oncogène neuf a augmenté la formation de colonies érythroïdes rouges.L'impact sur le marché de l'oncogène est clairement visible lorsqu'on observe les colonies en faible grossissement. Un examen morphologique supplémentaire par GEM sustaining fournit des informations sur la lignée et le degré de maturation de la population cellulaire. Dans cet exemple, l'introduction de nouveaux 98 Hawks, un neuf, a provoqué une augmentation globale du nombre de cellules présentant une hyperplasie érythroïde et une inhibition de la maturation érythroïde et myéloïde.Ce test permet d'évaluer la différenciation des cellules hématopoïétiques en mesurant la capacité d'une préparation cellulaire initiale à proliférer, à se différencier et à former des colonies dans un milieu semi-solide.

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Colonie de cellules de formage (CFC) Dosage pour les cellules hématopoïétiques humaines

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