Colon ascendens stent péritonite (CASP) - un modèle standardisé pour sepsis abdominal polymicrobienne

L'objectif général de cette procédure est de provoquer une septicémie abdominale en insérant un stent dans le côlon ascendant d'une souris. Cela est réalisé en préparant tout d'abord le côlon ascendant. Ensuite, une canule adaptée est insérée dans le côlon, puis fixée en place.

Enfin, le stent est retiré et le côlon est replacé dans la cavité péritonéale. En définitive, des résultats peuvent être obtenus en mesurant les cytokines et les charges bactériennes dans le plasma, ce qui permet de détecter un état de sepsie. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que la ligature et la perforation est que la sépsie et la mortalité peuvent être dosées selon la taille du stent inséré.

En général, les personnes novices dans cette méthode peuvent éprouver des difficultés, car les techniques microchirurgicales nécessitent un peu d'entraînement. Avant d'obtenir des performances parfaites, commencez par anesthésier la souris au moyen d'une injection intrapéritonéale de liquide narcotique, puis placez l'animal en position supine. Les pattes de la souris doivent être fixées avec du ruban adhésif sur la plaque afin d'assurer une position stable de l'animal pendant l'opération.

Pour cette procédure, adaptez un cathéter intraveineux, couramment utilisé pour les injections intraveineuses chez l'humain, et taillez ses tubes en plastique. Après une désinfection minutieuse de la peau abdominale de la souris, faites une incision circulaire à deux millimètres de son extrémité, puis incisez longitudinalement d’environ 15 millimètres le long de la ligne médiane. Ouvrez la cavité péritonéale en incisant les muscles abdominaux et le péritoine le long de l’alba linéaire.

Identifier le pôle séquellaire et utiliser des cotons-tiges pour extraire délicatement le caecum, l'iléon terminal et le côlon ascendant de l'abdomen. À 15 millimètres en aval de la valve iléocæcale, percer la paroi du côlon ascendant à l'aide d'un fil 7/0. Fixer le fil sur la paroi colique à l'aide de deux nœuds chirurgicaux.

Percez le colon ascendant avec une canule préparée. À un ou deux millimètres en amont de la suture sept heures. Insérez soigneusement la canule dans le colon jusqu'à ce que le sillon et le tube en plastique soient au niveau du cirr.

Placer les extrémités libres du fil 7-0 autour de la canule et faire un nœud double exactement dans la rainure préparée du tube en plastique. Prendre l'aiguille du fil 7-0 et la passer successivement à travers la paroi antimesentérique du côlon. Effectuer deux nœuds chirurgicaux pour fixer en outre le tube en plastique et la paroi colique.

Coupez les extrémités du fil de suture. Récupérez légèrement la partie en fer de la canule et coupez le tube en plastique près du point de fixation avec le fil 7.0. Ensuite, faites remonter doucement les selles du caecum vers le stent colique à l’aide de cotons-tiges, jusqu’à ce qu’une petite pointe de selles apparaisse au sommet du stent.

Remettre l'intestin dans la cavité péritonéale et réaliser une réhydratation par administration intrapéritonéale de 0,5 millilitre de solution saline. Fermer le péritoine par un point continu. Fermer la peau par des points séparés pour l'analgésie.

L'administration sous-cutanée d'une substance analgésique puissante comme la buprénorphine doit être effectuée si nécessaire ; remettez ensuite l'animal dans sa cage, qui doit contenir de la nourriture et de l'eau. Cinq heures après le casp, préparez et anesthésiez à nouveau la souris afin de réaliser l'intervention opératoire sur l'animal. Ouvrez les points de suture de la paroi abdominale.

Extraire délicatement le côlon ascendant avec le stent inséré, couper soigneusement les fils fixant le stent et retirer le stent. Fermer le défaut du côlon à l’aide de points simples inversés. Remettre l’intestin dans la cavité abdominale et rincer deux fois la cavité avec cinq millilitres de solution saline.

Fermer le péritoine par un point continu. Fermer la peau par des points séparés pour l’analgésie. Administrer régulièrement un analgésique puissant par voie sous-cutanée.

Remettez l'animal dans sa cage avec une nourriture et de l'eau en abondance durant les deux premiers jours suivant l'opération. Surveillez les animaux toutes les six heures pendant les premières heures suivant l'opération CASP ; les animaux présentent des signes cliniques de début de sepsie. Les taux de survie après la chirurgie CASP dépendent du diamètre du stent inséré. Une opération CASP avec un calibre 14 entraîne un taux de mortalité de 100 %, une opération CASP avec un calibre 16 entraîne une mortalité de 70 %, et une opération CASP avec un calibre 18 conduit à une mortalité de 50 %.

Le faux CASP est associé à un taux de survie de 100 %. Le résultat du CASP dépend de la durée. Après le CASP, lorsque le stent est retiré, une intervention effectuée trois heures après le CSP conduit à un taux de survie de 45 %. Si le stent est retiré cinq heures après le CSP, seulement 10 % des animaux survivent à la procédure. Le retrait du stent après neuf heures entraîne une mortalité de 100 %. Le faux CASP conduit à un taux de survie de 100 %.

L'inspection macroscopique de la cavité abdominale 24 heures après la CSP révèle des signes typiques de péritonite, tels que l'œdème, la vasodilatation, l'aréactance, la démarcation nette des parois intestinales au niveau des plaques de pus, la paralysie intestinale, la présence de liquide libre et de sécrétions septiques. L'infection systémique peut être mise en évidence par analyse bactériologique 12 heures après la CSP. De fortes charges bactériennes peuvent être détectées dans le lavage péritonéal, le sang, le foie, les poumons, la rate et les reins.

La septicémie induite par CSP se manifeste par une libération locale et également systémique de cytokines et chimiotactiques pro-inflammatoires et anti-inflammatoires. Douze heures après le CSP, des quantités importantes de TNF-α, d'IL-1β, d'IL-6, d'IL-10, de MCP-1 et d'autres peuvent être mesurées par ELISA dans le sang, mais aussi dans les surnageants de suspensions d'organes tels que le foie, les poumons, la rate et le rein. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 10 minutes si elle est effectuée correctement.

Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment induire une septicémie abdominale à l’aide des modèles de SSP et de SSP avec intervention. C’est tout. Merci d’avoir regardé et bonne chance dans vos expériences.