Name: Modélisation des membranes biologiques avec des cartes de circuits et la mesure des signaux électriques dans les axones: Exercices de laboratoire étudiant (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-01-18T18:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 56 s
Description: Découvrez la modélisation des membranes biologiques par circuits électriques et l'enregistrement des potentiels d'action sur le nerf ventral de l'écrevisse. Cette méthode pédagogique combine simulation électronique et préparation vivante.

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Ces expériences ont été modifiés à partir d&#39;un manuel de laboratoire qui a été utilisé dans un cours, orchestrée par le Dr HL Atwood, au Département de zoologie, Université de Toronto. Les exercices ont également été utilisés et modifiés à partir d&#39;un manuel qui a été produit pour &quot;6 ème IBRO atelier intensif sur neurosciences fondamentales&quot; et a eu lieu à l&#39;Université de Corée, Séoul, Corée du Sud en 1993 (Cooper et al., 1993). Les modifications actuelles ont été nécessaires pour utiliser l&#39;équipement commun à présenter aux étudiants des laboratoires dirigés jours dans diverses universités. Soutenue par l&#39;Université du Kentucky, Département de biologie, Bureau des études de premier cycle et le Collège des Arts et des Sciences.

<ol><li>Bennett, M. V. L., Barrio, L. C., Bargiello, T. A., Spray, D. C., Hertzberg, E., Sdez, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gap+junctions%3A+new+tools%2C+new+answers%2C+new+questions%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Gap junctions: new tools, new answers, new questions.</a> Neuron. 6, 305-320 (1991).</li>
<li>Bernardini, G., Peracchia, C., Peracchia, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+effects+of+heptanol+on+gap+junction+structure+and+cell-to-cell+electrical+coupling%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Reversible effects of heptanol on gap junction structure and cell-to-cell electrical coupling.</a> European Journal of Cell Biology. 34 (2), 307-312 (1984).</li>
<li>A report on the, "SIXTH INTENSIVE IBRO WORKSHOP ON BASIC NEUROSCIENCE". Cooper, R. L., Chang, J. J., Ito, M. July 1993, Seoul, South Korea, , Society for Neuroscience. 116-116 (1985).</li>
<li>Cragg, B. G., Thomas, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationship+between+conduction+velocity+and+the+diameter+and+internodal+length+of+peripheral+nerve+fibers.%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">The relationship between conduction velocity and the diameter and internodal length of peripheral nerve fibers.</a> Journal of Physiology. 136, 606-614 (1957).</li>
<li>Erlanger, J. G. asser, S, H., Bishop, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+compound+nature+of+the+action+current+of+nerves+as+disclosed+by+the+cathode+ray+oscillograph%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">The compound nature of the action current of nerves as disclosed by the cathode ray oscillograph.</a> American Journal of Physiology. 70, 624-666 (1924).</li>
<li>Furshpan, E. J., Potter, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transmission+at+the+giant+motor+synapses+of+the+crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Transmission at the giant motor synapses of the crayfish.</a> Journal of Physiology. 145 (2), 289-325 (1959).</li>
<li>Johnston, M. F., Simon, S. A., Ramrn, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+of+anesthetics+with+electrical+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Interaction of anesthetics with electrical synapses.</a> Nature (Lond). 286, 498-500 (1980).</li>
<li>Loewenstein, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permeability+of+membrane+junctions%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+NY+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Permeability of membrane junctions.</a> Annual NY Academy of Sciences. 137, 441-472 (1966).</li>
<li>Meda, P., Bruzzone, R., Knodel, S., Orci, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blockage+of+cell-to-cell+communication+within+pancreatic+acini+is+associated+with+increased+basal+release+of+amylase%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Blockage of cell-to-cell communication within pancreatic acini is associated with increased basal release of amylase.</a> Journal of Cell Biology. 103 (2), 475-483 (1986).</li>
<li>Peracchia, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increase+in+gap+junction+resistance+with+acidification+in+crayfish+septate+axons+is+closely+related+to+changes+in+intracellular+calcium+but+not+hydrogen+ion+concentration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Membrane+Biology%22%5BJournal%5D)">Increase in gap junction resistance with acidification in crayfish septate axons is closely related to changes in intracellular calcium but not hydrogen ion concentration.</a> Journal of Membrane Biology. 113 (1), 75-92 (1990).</li>
<li>Peracchia, C., Dulhunty, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+resistance+junctions+in+crayfish%3A+structural+changes+with+functional+uncoupling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Low resistance junctions in crayfish: structural changes with functional uncoupling.</a> Journal of Cell Biology. 70, 419-439 (1976).</li>
<li>Peracchia, C., Bernardini, G., Peracchia, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Is+calmodulin+involved+in+the+regulation+of+gap+junction+permeability%5BTitle%5D)+AND+%22Pf%C3%BCgers+Arch%22%5BJournal%5D)">Is calmodulin involved in the regulation of gap junction permeability.</a> Pfügers Arch. 399, 152-154 (1983).</li>
<li>Peracchia, C., Lazrak, A., Peracchia, L. L. Molecular models of channel interaction and gating in gap junctions. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPeracchia%2C+C+%22Handbook+of+Membrane+Channels.+Molecular+and+Cellular+Physiology%22">Handbook of Membrane Channels. Molecular and Cellular Physiology</a>. Peracchia, C. , Academic Press. San Diego. 361-377 (1994).</li>
<li>Spray, D. C., Harris, A. L., Bennett, M. V. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gap+junctional+conductance+is+a+simple+and+sensitive+function+of+intracellular+pH%5BTitle%5D)+AND+%22Sciences+NY%22%5BJournal%5D)">Gap junctional conductance is a simple and sensitive function of intracellular pH.</a> Sciences NY. 211, 712-715 (1981).</li>
<li>Spray, D. C., Harris, L. L., Bennett, M. V. L. Comparison of pH and Ca dependence of gap junctional conductance. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSpray%2C+DC+%22Intracellular+pH%3A+Its+Measurement%2C+Regulation%2C+and+Utilization+in+Cellular+Functions%22">Intracellular pH: Its Measurement, Regulation, and Utilization in Cellular Functions</a>. Nuccitelli, R., Deamer, D. , Alan R. Liss. New York. 445-461 (1982).</li>
<li>Spray, D. C., White, R., De Carvalho, C., Harris, A. L., Bennett, M. L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gating+of+gap+junction+channels%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biophysics%22%5BJournal%5D)">Gating of gap junction channels.</a> Journal of Biophysics. 45, 219-230 (1984).</li>
<li>Watanabe, A., Grundfest, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impulse+propagation+at+the+septal+and+commissural+junctions+of+crayfish+lateral+giant+axons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+General+Physiology%22%5BJournal%5D)">Impulse propagation at the septal and commissural junctions of crayfish lateral giant axons.</a> Journal of General Physiology. 45, 267-308 (1961).</li>
<li>Wiersma, C. A. G., Hughes, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+functional+anatomy+of+neuronal+units+in+the+abdominal+cord+of+the+crayfish%2C+Procambarus+clarkii%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">On the functional anatomy of neuronal units in the abdominal cord of the crayfish, Procambarus clarkii.</a> Journal of Comparative Neurology. 116, 209-228 (1961).</li>
</ol>

Notre objectif dans la présentation vidéo en ligne et ce document est de démontrer que les propriétés biophysiques des cellules peuvent, en partie, être modélisée comme des circuits électriques. En outre, avec le tissu neural en direct qui est relativement facile à obtenir, les principes fondamentaux de la vitesse de conduction, les périodes réfractaires et les techniques d&#39;enregistrement électrophysiologiques sont possibles pour les laboratoires étudiant de premier cycle avec un investissement modeste de l&#39;équipement. Les thèmes et les paradigmes fondamentaux présentés peuvent être facilement modifiées pour les besoins de différents cours. Entretien des écrevisses et leur abondance rend les modèles attrayants pour les étudiants-conduit l&#39;expérimentation. Crustacés cordons nerveux ventraux sont généralement robustes et de conserver l&#39;intégrité physiologique dans une solution saline minimale pendant des heures, ce qui est suffisant pour un laboratoire étudiant trois heures. Étant donné que certains des axones grande dans le VNC de l&#39;écrevisse sont connectés via des jonctions, l&#39;expérimentation supplémentaire sur leur contribution peut être effectuée, et des propriétés différentes de celles trouvées dans la préparation du nerf sciatique de grenouille norme peut être démontrée. Le nerf sciatique est un modèle classique pour aborder les potentiels d&#39;action composés et des propriétés de conduction. Il pourrait même être une expérience intéressante comparée aux étudiants de comparer les propriétés de conduction, le recrutement axone, et les périodes réfractaires entre ces deux préparations.

Circuit imprimé <ol><li> Electronics énumérés ci-dessous pour les expériences breadboard peuvent être obtenus à un magasin d&#39;électronique comme Radio Shack. </li><li> Planche à pain, résistances, condensateurs, batteries et les fils qui peuvent servir de jonctions pour les breadboard décrites dans les expériences. </li><li> Un voltmètre commune (Wavetek Meterman voltmètre) </li><li> Un conseil / D pour l&#39;enregistrement en ligne sur un ordinateur. Les signaux électriques sont enregistrées sur la ligne à une interface PowerLab/4s (ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA). Nous utilisons un logiciel standard de ADInstruments nommé Chart ou la portée. </li></ol> Expériences sur la physiologie <ol><li> Ecrevisses (Procambarus clarkii). Atchafalaya biologique Supply Co., Raceland, LA., USA. </li><li> Standard écrevisses salin: modification de la solution Van Harreveld (1936). (En mm) 205 NaCl, 5,3 KCl; 13,5 CaCl 2, 2H 2 O; 2,45 MgCl 2 6H 2 O; HEPES 5 et ajusté à pH 7,4. Tous les produits chimiques salines ont été obtenus auprès de Sigma Chemical Company (St. Louis, MO). </li><li> Des outils de dissection: Beaux # 5 pinces, ciseaux fins, porte-lame de couteau, des broches # 26002-20 insectes (tous obtenus à partir des outils Fine Science (USA), Inc, 373-G Vintage Park Drive, Foster City, CA 94404-1139) </li><li> Un plat de chambre nerveuses (ADInstruments, Colorado Springs, CO, USA) pour tenir le nerf. Les fils qui viennent avec le plat de chambre nerf peut être utilisé pour stimuler le nerf. </li><li> Une électrode de succion est utilisé pour enregistrer les signaux. </li><li> Le manipulateur ou une pince sur un support universel servira également de support à l&#39;électrode d&#39;aspiration. </li><li> Cage de Faraday </li><li> Microscope à dissection </li><li> Illuminateur à haute intensité (source lumineuse) </li><li> Platform Microscope </li><li> Amplificateur différentiel AC / DC (AM Systems Inc Modèle 3000) </li><li> PowerLab 26T (Instruments AD) </li><li> Amplificateur extracellulaire (Instruments AD) </li><li> LabChart 7 (DJA Instruments) </li><li> Des outils de dissection </li><li> Un anneau de support et pince à servir de support pour l&#39;électrode d&#39;enregistrement d&#39;aspiration </li></ol>

modélisation des membranes biologiques avec des cartes de circuits et la mesure des signaux électriques dans les axones: exercices de laboratoire étudiant

Modeling Biological Membranes with Circuit Boards and Measuring Electrical Signals in Axons: Student Laboratory Exercises

Ceci est une démonstration de la façon dont les modèles électriques peuvent être utilisées pour caractériser les membranes biologiques. Cet exercice introduit également la terminologie utilisée dans biophysiques électrophysiologie. Le même équipement est utilisé dans le modèle de la membrane que sur les préparatifs en direct. Certaines propriétés d&#39;un cordon nerveux isolés sont étudiés: les potentiels d&#39;action nerveux, le recrutement des neurones, et la réactivité de la corde nerveuse à des facteurs environnementaux.

Ceci est une démonstration de la façon dont les membranes biologiques peuvent être compris en utilisant des modèles électriques. Nous démontrons également des procédures pour l&#39;enregistrement de potentiels d&#39;action de la chaîne nerveuse ventrale de l&#39;écrevisse pour les laboratoires des étudiants orientés.

Modélisation des membranes biologiques avec des cartes de circuits et la mesure des signaux électriques dans les axones: Exercices de laboratoire étudiant

Ceci est une démonstration de la manière dont les modèles électriques peuvent être utilisés pour caractériser les membranes biologiques. Cet exercice introduit également la terminologie biophysique...

L'objectif général de cette procédure est de montrer comment les membranes biologiques peuvent être comprises à l'aide de modèles électriques, et de démontrer les méthodes d'enregistrement des potentiels d'action provenant du cordon nerveux ventral de l'écrevisse. Cette démonstration utilise d'abord des composants d'un circuit sur une plaque d'essai afin de représenter les propriétés électriques des membranes. La deuxième étape de la procédure consiste à modifier la résistance et la capacité d'un circuit modèle pour observer les effets sur les tracés de tension.La troisième étape de la procédure consiste à appliquer les concepts appris à partir d'un circuit modèle à une préparation nerveuse vivante. La dernière étape de la procédure est d'enregistrer les potentiels d'action composés et de comprendre les propriétés des périodes réfractaires seuil et de la transmission synaptique. En définitive, les résultats montrent comment l'analyse de modèles de circuits électriques des membranes biologiques et des propriétés des nerfs vivants peut constituer un outil pédagogique utile, comme le démontre la modification des composants d'un circuit modèle et la variation de la stimulation du nerf vivant.Cette méthode peut fournir des éléments de compréhension sur la manière dont les membranes biologiques peuvent être interprétées à l’aide de modèles électriques. Elle peut également être appliquée à d'autres tissus, tels que le muscle Visual. La démonstration de cette méthode est essentielle, car la dissection du cordon nerveux ventral et la mise en place de l’enregistrement peuvent s’avérer difficiles au départ, et il est nécessaire de faire preuve de précaution afin d’éviter d’endommager les nerfs, et ainsi obtenir une préparation adéquate pour stimuler et enregistrer l’activité du cordon nerveux.Dans la première partie de l'expérience, des résistances et des condensateurs sont utilisés pour simuler l'activité électrique de la membrane de la cellule nerveuse. Le circuit initial ne comporte que des résistances. Des condensateurs sont ajoutés à une étape ultérieure.Les propriétés résistives passives de la membrane nerveuse sont représentées par le circuit illustré ici. La plaque d'essai est configurée avec des résistances en parallèle de 33 kilo ohms, représentant la résistance transversale de la membrane, et des résistances en série de 10 kilo ohms représentant la résistance intracellulaire. Ce circuit suppose que la résistance du fluide externe est négligeable par rapport aux résistances intracellulaire et transversale de la membrane.Lorsque votre cellule modèle est terminée, reliez les fils de sortie du laboratoire d'alimentation à la maquette sur plaque d'essai. Le laboratoire d'alimentation génère le stimulus et dispose d'une sonde de mesure pour enregistrer la tension. Ensuite, connectez le laboratoire d'alimentation à l'ordinateur.L'ordinateur sert à afficher les signaux électriques enregistrés à partir de la plaque d'essai. La prochaine étape consiste à configurer le logiciel de l'ordinateur qui contrôlera le stimulus envoyé par le power lab à la cellule nerveuse modélisée. Ouvrez le programme LabChart à partir du bureau.Sélectionnez un nouveau fichier, sélectionnez configuration, puis paramètres du canal. Sélectionnez un canal à afficher, puis sélectionnez le panneau du stimulateur. Des impulsions longues de 1,5 volt sont requises.Pour cette partie de l'expérience, réglez l'amplitude à un volt. Le laboratoire de puissance émettra une tension variant entre +0,5 et -0,5 volt, ce qui correspond à un stimulus maximal de un volt. Réglez la fréquence à 0,75 hertz et la durée de l'impulsion à une seconde.Pour les paramètres du canal, sélectionnez le canal un à surveiller, cliquez sur l'amplificateur d'entrée et, dans la boîte de dialogue, cliquez sur le bouton différentiel et réglez la plage à cinq volts, puis sélectionnez OK. L'étape suivante consiste à appliquer un signal électrique au modèle de cellule nerveuse et à examiner l'atténuation du signal le long de la longueur du modèle. Appliquez une tension à une extrémité du circuit entre A et B en cliquant sur Démarrer sur l'ordinateur.Mesurez la tension pour la première unité de longueur le long de l'axone modèle et surveillez-la sur l'ordinateur. Laissez la pointe rouge du sonde de mesure de tension fixe au point A sur la plaque d'essai, tout en déplaçant l'autre pointe à différents emplacements entre les résistances en série. Observez la chute de tension aux emplacements les plus éloignés.Arrêtez maintenant l'enregistrement en appuyant sur stop sur l'ordinateur. Mesurez les différences de tension enregistrées sur les tracés stockés sur l'ordinateur en utilisant le curseur pour déplacer le tracé vers chaque impulsion enregistrée. Utilisez le curseur du marqueur M situé en bas à gauche pour marquer le bas du tracé et placez le curseur libre au sommet du tracé afin de mesurer la différence de tension.Lisez la mesure de la différence de tension sur l'écran et notez-la dans votre cahier pour chaque emplacement de mesure le long du circuit. L'étape suivante consiste à calculer la constante de longueur pour la cellule modèle, utilisée pour décrire la décroissance exponentielle du signal en fonction de la distance. Reportez chaque valeur de différence de tension sur un graphique représentant la différence de potentiel en fonction de la distance par rapport à la source, où les résistances membranaires sont considérées comme une unité.Outre votre graphique, déterminez la constante de longueur de ce circuit. La constante de longueur d'une fibre nerveuse est définie comme la distance à laquelle une différence de potentiel à travers la membrane diminue jusqu'à 37 % de sa valeur initiale au point d'origine. Afin de simuler plus précisément les propriétés passives de câble des fibres nerveuses et musculaires, la cellule nerveuse modélisée sera agrandie pour inclure des composants à la fois résistifs et capacitifs.Non seulement existe-t-il une résistance membranaire transversale dans la membrane de la cellule nerveuse, mais il y a également une capacité membranaire superficielle, qui déforme le signal de la cellule nerveuse. Pour simuler cela, branchez en parallèle avec la membrane transversale des condensateurs de 10 microfarads. Les résistances se trouvent sur la platine breadboard de l'ordinateur.Réglez le stimulateur sur une seconde, un volt, ce qui correspond à un réglage d'amplitude de 0,5 volt et à des impulsions de 0,75 hertz. Également en haut à droite du panneau, réglez la fréquence d'acquisition à 20 K par seconde. Ensuite, cliquez sur le canal un situé à droite de l'écran.Cliquez sur l'amplificateur d'entrée dans la boîte. Cliquez sur le bouton différentiel et réglez la plage à cinq volts. Cliquez sur OK.Pour enregistrer ces modifications, cliquez sur Démarrer afin de commencer la collecte de données. Mesurez les données aux mêmes points le long de la platine d'essai. Après la collecte des données, utilisez la fenêtre de zoom pour agrandir le temps de montée sur l'une des impulsions carrées.Répétez le zoom au besoin pour étaler la courbe. Mesurez le temps nécessaire pour que le signal passe de la ligne de base au sommet de la courbe de tension, juste au moment où il s'aplatit.Observez l'évolution temporelle du changement de potentiel et la distorsion des impulsions carrées. Notez également si la tension mesurée est supérieure à 0,2 volt en utilisant le curseur M et le curseur libre comme précédemment ; relevez la variation de tension et enregistrez les données dans votre cahier de laboratoire, en considérant que la tension seuil est de 0,2 volt. Mesurez le temps nécessaire pour que le potentiel atteigne le seuil à chaque résistance membranaire.Tracez vos résultats en portant le temps en fonction de la distance et l'augmentation de l'épaisseur de la gaine de myéline provoque une diminution de la capacité membranaire. Simulez cela en remplaçant les condensateurs de 10 micro ferd sur la plaque d'essai par des condensateurs plus petits de 0,1 micro ferd. Répétez l'expérience précédente.Remarquez le changement du temps nécessaire pour atteindre le seuil avec une résistance sélectionnée. Superposez les données obtenues avec les condensateurs de plus grande capacité sur le graphique précédent du temps en fonction de la distance. L'augmentation de l'épaisseur de la gaine de myéline permet aux signaux électriques de monter et de descendre plus rapidement dans une cellule nerveuse, augmentant ainsi la vitesse de conduction.Dans la partie suivante de l'expérience, les propriétés électrochimiques des axones seront examinées dans le cordon nerveux ventral de l'écrevisse. Les propriétés de propagation passive du courant présentées dans les circuits modèles sont également observées dans les préparations vivantes. Toutefois, un potentiel d'action est nécessaire chaque fois qu'un signal doit être transmis sur une distance de quelques millimètres, car les propriétés électriques passives des cellules atténueraient les signaux sur cette distance.Lorsque des signaux se propagent le long de la corde nerveuse ventrale de l'écrevisse à des vitesses de conduction différentes, les plus rapides seront observés en premier et les plus lents seront détectés légèrement plus tard. Certains de ces signaux s'additionneront lors de l'enregistrement, selon la population d'axones possédant des vitesses de conduction similaires. Ce signal électrique résultant de l'addition des multiples axones est appelé potentiel d'action composé.La série suivante d'expériences porte sur l'enregistrement de potentiels d'action composés provenant des nerfs d'écrevisse afin d'obtenir le cordon nerveux ventral de l'écrevisse. Préparez d'abord les instruments de dissection pour la préparation nerveuse ainsi que les solutions salines. Placez l'écrevisse sur de la glace pendant environ cinq minutes pour l'anesthésier.Une fois anesthésié, envelopper l'écrevisse dans une serviette en papier humide et la tenir dans une main, les pinces placées entre le pouce et l'index. À l'aide de l'autre main, pratiquer une incision avec les ciseaux à travers le rostre, entre les orbites oculaires. Couper vers le bas à partir de l'incision jusqu'à ce que la tête soit complètement détachée.Retirez les pinces et les pattes marcheuses. Faites une incision à la base du thorex céphalique au-dessus de l'abdomen et détachez le thorex céphalique. Retirez la queue et les nageoires.Effectuez une incision le long des deux côtés de la face ventrale de l'abdomen. Veillez à ne pas endommager les tissus profonds. Relevez la section libérée de l'exosquelette jusqu'à la base du panache caudal afin d'exposer le cordon nerveux ventral.À l’aide du bord de la pince, retirer soigneusement la corde nerveuse ventrale par l’extrémité. Veiller à ne pas étirer ni écraser la corde nerveuse. Tous les nodules observés sur la corde nerveuse sont des ganglions d’écrevisse.Disposez le cordon nerveux en travers des barreaux métalliques dans la chambre à nerf. Il est impératif de maintenir le cordon nerveux ventral humide. Pour ce faire, ajoutez suffisamment de solution saline de crevette à la chambre à nerf pour atteindre un niveau égal à celui des barres transversales métalliques.Ensuite, pipetez suffisamment de solution saline de crevette pour que le niveau du liquide entre juste en contact avec le bas des barres. Une fois le cordon nerveux en place, fixez le câble du stimulateur avec les deux électrodes en forme de mini crochets à la chambre nerveuse. Reliez l'électrode rouge positive à l'une des boucles métalliques externes située près de l'extrémité du cordon nerveux et reliez l'électrode noire négative à la boucle métallique adjacente qui est également en contact avec le cordon nerveux.Utilisez le manipulateur pour positionner l'électrode de succion près de l'extrémité du nerf opposée aux broches négative et positive. Aspirez délicatement l'extrémité du cordon nerveux ventral dans l'électrode d'enregistrement. Fixez l'électrode à la sonde du préamplificateur en connectant un fil de l'électrode de succion à l'entrée positive de la sonde et l'autre fil à l'entrée négative.Peu importe quel fil est relié à quelle entrée. La sonde peut être mise à la terre de la cage de Faraday ou du bain salin à l’aide d’un fil de chlorure d’argent, ou bien être connectée à l’entrée de masse du dispositif d’amplification différentielle afin de réduire le bruit potentiel de 60 hertz. Fixez la sonde à l’amplificateur différentiel et reliez l’amplificateur au laboratoire d’alimentation.Vérifiez que les paramètres de l'amplificateur RS figurent dans le tableau de l'article associé. Utilisez le câble USB pour connecter le PowerLab à l'ordinateur. Ouvrez le logiciel Scope sur le bureau de l'ordinateur, en haut à droite de l'écran.Sélectionnez le canal deux et éteignez-le. Ajustez l'écran de manière à ce que seul le canal un soit affiché en faisant glisser la barre située au milieu vers le bas de l'écran. Vérifiez l'amplificateur d'entrée avec les paramètres indiqués dans l'article accompagnant.Ensuite, dans le menu de configuration situé en haut de l'écran, sélectionnez le stimulateur et désactivez la stimulation isolée, puis réglez le délai à cinq millisecondes, la durée à une milliseconde, deux impulsions, un intervalle de 15 millisecondes, une plage de cinq volts et une amplitude de 0,5 volt. Pour commencer à stimuler le cordon nerveux ventral, cliquez sur le bouton Démarrer situé en bas à gauche de l'écran. Un potentiel d'action bien défini devrait apparaître dans la fenêtre de collecte des données de l'oscilloscope.Esquissez la forme générale du potentiel d'action dans votre cahier de laboratoire. Diminuez lentement la tension à l'aide de l'onglet en haut à gauche de l'écran. Le potentiel d'action doit diminuer en amplitude jusqu'à ce que son profil d'onde caractéristique disparaisse.La diminution de la tension réduit le nombre de neurones recrutés pour contribuer au potentiel d'action composé ; pour inverser progressivement cet effet, augmentez la tension. Lorsque davantage de neurones sont recrutés, l'amplitude de l'onde du potentiel d'action composé augmente. Cet exercice illustre le fait que les neurones individuels possèdent des seuils différents pour l'initiation de leurs potentiels d'action.Lorsqu'une augmentation supplémentaire de la tension de stimulation n'entraîne pas d'augmentation du potentiel d'action composé, tous les neurones ont été recrutés et deux pics distincts doivent être visibles sur l'onde du potentiel d'action à l'écran de l'ordinateur. La partie suivante de l'expérience examine la période réfractaire des axones. Modifiez le délai entre les impulsions à l'aide de l'onglet situé dans le coin supérieur gauche de l'écran.Raccourcissez progressivement le délai jusqu'à ce que le second potentiel d'action composé ne puisse plus être déclenché. La période réfractaire absolue est définie comme l'intervalle de temps entre les impulsions pour lequel un second potentiel d'action n'est plus obtenu. La période réfractaire relative est définie comme la durée comprise entre la fin de la période réfractaire absolue et le moment où l'application d'un second stimulus produit un second potentiel d'action d'amplitude maximale.Vous pouvez désormais étudier les propriétés d'un inhibiteur des jonctions communicantes tel que l'heptanol. Les différences dans le potentiel d'action composé peuvent être comparées pour des réglages de stimulation identiques afin de déterminer quels signaux sont transmis par les jonctions communicantes le long du cordon nerveux ventral. Vous pourriez également utiliser une solution saline froide ou une solution saline chaude et mesurer les différences de vitesses de conduction des différentes entités qui composent le potentiel d'action composé.Deux potentiels d'action composés enregistrés à partir du cordon nerveux ventral d'un écrevisse sont montrés ici. Cette figure illustre la période réfractaire relative, qui correspond à la période suivant un potentiel d'action composé complet, durant laquelle un second stimulus provoque un potentiel d'action composé plus faible. Cette figure montre les effets de l'utilisation de hept éthanol sur le potentiel d'action composé après cette procédure.Les composants du circuit membranaire biologique peuvent être modifiés afin de répondre à d'autres questions, comme l'effet d'une densité modifiée de canaux de fuite dans la membrane ou le rôle des canaux activés par le voltage après leur développement. Ces techniques et procédures ouvrent la voie aux chercheurs en physiologie pour explorer la manière dont les cellules fonctionnent comme des circuits électriques et comment les jonctions communicantes fonctionnent dans les tissus vivants des animaux.

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Fonction de la protéine membranaire est réglementé par la composition lipidique des cellules à membrane. Cette vidéo détaille-article comment la forme d'un patch correctif en utilisant des électrodes bicouche, ainsi que la façon d'utiliser les canaux de gramicidine en tant que reporters des propriétés des membranes modifiées.

Méthodes Single Molecule pour surveiller les changements dans les propriétés élastique bicouche

Bicouches lipidiques planes, aussi appelé bicouches lipidiques artificielles, vous permettent d'étudier les canaux ioniques mener dans un environnement bien défini. Ici, nous démontrons les différentes étapes nécessaires pour préparer la chambre de bicouche, les électrodes et comment tester que le bicouche est adapté à un seul canal de mesure.

Préparation de bicouches artificielle pour des expériences d&#39;électrophysiologie

Nous allons démontrer comment étudier l'effet d'une mutation ponctuelle unique sur la fonction d'un canal ionique.

Mutagenèse et analyse fonctionnelle des canaux ioniques hétérologue exprimée dans les cellules de mammifères

Les expériences démontrent une approche facile pour les étudiants d'acquérir une expérience dans l'examen de la structure musculaire, les réponses synaptiques, les effets des gradients d'ions et de la perméabilité sur les potentiels de membrane. En outre, un sensori-SNC-moteur du muscle circuit est présenté pour montrer un moyen de tester les effets de composés sur un circuit neuronal.

Potentiels de membrane, les réponses synaptiques, circuits neuronaux, neuromodulation et histologie muscle en utilisant l&#39;écrevisse: des exercices de laboratoire étudiant

Nous présentons ici une méthode électrophysiologique basé sur membranes supportées solides en mettant l'accent sur ses applications pour la caractérisation des transporteurs membranaires électrogènes.

Introduction à la membrane solide étayée par électrophysiologie

Les protocoles en boucle fermée sont de plus en plus répandus dans l’électrophysiologie moderne. Nous présentons une manière simple, polyvalente et peu coûteuse d’effectuer des protocoles électrophysiologiques complexes dans les neurones pyramidaux corticaux in vitro, à l’aide d’un ordinateur de bureau et d’une carte d’acquisition numérique.

Électrophysiologie en temps réel: en utilisant des protocoles en boucle fermée à la sonde neuronaux Dynamics et au-delà

Dans cet article, un cadre expérimental pour réaliser des expériences en boucle fermée est présenté, dans lequel le traitement de l’information (c’est-à-dire le codage et le décodage) et l’apprentissage des assemblages neuronaux sont étudiés pendant l’interaction continue avec un corps robotique.

En boucle fermée expériences neuro-robotique l&#39;analyse des propriétés de calcul de réseaux neuronaux

Les techniques de microscopie optique couplées à des dosages biochimiques élucident l’implication de l’exocytose médiée par SNARE dans la ramification axonale dépendante de la nétrine. Cette combinaison de techniques permet d’identifier les mécanismes moléculaires contrôlant la ramification des axones et le changement de forme des cellules.

Utilisant Méthodologies combinés pour définir le rôle du Plasma Membrane Livraison Pendant Axon Branching et Neuronal morphogénèse

Ce protocole vise à démontrer comment combiner in vitro les baies de la microélectrode avec dispositifs microfluidiques pour étudier la transmission du potentiel d’action dans les cultures de neurones. Analyse des données, à savoir la détection et la caractérisation des potentiels d’action, de la multiplication est effectuée en utilisant une nouvelle avancée, pourtant facile à utiliser et disponible gratuitement, outil de calcul.

Interfaçage Microfluidics microélectrode tableaux pour étudier la Communication neuronale et la Propagation des signaux axonale

Doux, faible puissance, biomoléculaire memristors tirer parti même composition, structure et mécanismes de bio-synapses de commutation. Présenté ici un protocole d’assembler et de caractérisation biomoléculaire memristors provient des bicouches lipidiques formés entre les gouttelettes d’eau dans l’huile d’isolation. L’incorporation des résultats de peptides activés par tension alaméthicin memristive conductance ionique à travers la membrane.

Assembly and Characterization of Biomolecular Memristors consistant en des Membranes lipidiques dopé au canal ionique

Un protocole expérimental est présenté pour assembler, stimuler électriquement et analyser les bicouches d’interface de gouttelettes dopées à la gramicidine A. Les relations structure-fonction lipide-protéine sont quantifiées en mesurant les variations de la surface membranaire, du flux ionique et de la conductance à canal unique, et en reliant ces réponses à des changements de conduction ionique similaires à la plasticité dans un modèle membranaire inspiré par des synapses électriques.

Caractérisation de la structure et de la fonction membranaire lipide-protéine à l’aide de bicouches d’interface de gouttelettes

Découvrez la modélisation des membranes biologiques par circuits électriques et l'enregistrement des potentiels d'action sur le nerf ventral de l'écrevisse. Cette méthode pédagogique combine simulation électronique et préparation vivante.

Modélisation des membranes biologiques avec des cartes de circuits et la mesure des signaux électriques dans les axones: Exercices de laboratoire étudiant (Vidéo) | JoVE Journal

Modélisation des membranes biologiques avec des cartes de circuits et la mesure des signaux électriques dans les axones: Exercices de laboratoire étudiant

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