Name: Infarctus aigu du myocarde chez le rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-16T17:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 45 s
Description: Apprenez à modéliser l'infarctus aigu du myocarde chez le rat par ligature de l'artère coronaire antérieure gauche. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes cardiaques de l'ischémie et de la reperfusion.

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BKM est soutenu par un Institut national de la santé (NIH) / National Heart Lung and Blood Institute (NHLBI) subvention (R01-HL085487). MH est soutenu par l&#39;American Heart Association nationale (AHA) Scientist Development Grant (SDG) et la Société de cardiologie gériatrique.

1. Préparation de la zone d'exploitation <ol><li> La surface d'exploitation est d'abord préparé en désinfectant la zone avec 70% d'éthanol. </li><li> Tous les instruments chirurgicaux doivent être stérilisés avec un stérilisateur à chaud perles avant la chirurgie (et entre cabinets individuels chez le rat). Ces instruments comprennent: ciseaux chirurgicaux (2), une pince (1), une pince incurvée (1), porte-aiguille (2), et un rectractor poitrine. </li><li> Gaze de coton et les applicateurs doivent être disponibles afin de maîtriser les saignements. </li><li> Réglez la température d'un système de couverture homéothermes (coussin chauffant), d'être utilisé pour maintenir la température du corps de l'animal à 37 ± 1 ° C, afin d'éviter une chute dramatique de la température corporelle, la taille d'un infarctus dépend la durée de l'occlusion que la température du corps ainsi (Tarnavski et al.). </li><li> Avant l'anesthésie, chaque animal reçoit une dose de buprénorphine (de 0,1 à 2,5 mg / kg SQ) et de comprimés oraux carprofène (Rimadyl, Bioserv comprimé; 1 comprimé) le jour avant la chirurgie. Au moment immédiatement avant la chirurgie, chaque animal recevra à nouveau un dosage de la buprénorphine (0.1 à 2.5 mg / kg SQ). </li><li> Note: Pour les études portant sur l'évaluation de la fonction cardiaque et le remodelage cardiaque au cours d'une période de temps (7 - 28 jours et au-delà), un dosage de la buprénorphine (0,1 à 2,5 mg / kg SQ) sera administré tous les 6 heures après la chirurgie pendant 24-48 heures après la chirurgie et le carprofène comprimés oraux seront fournis une fois par jour (voir «récupération post-opératoire"). </li></ol> 2. Préparation et l'intubation des Rats <ol><li> Avant l'induction de l'anesthésie, les animaux seront examinés afin d'identifier toutes les conditions pré-existantes qui peuvent compliquer résultats de la chirurgie; examen physique comprendra une inspection visuelle et la mesure de la fréquence cardiaque, fréquence respiratoire, et la température corporelle et le poids corporel. </li><li> Si les animaux sont déterminés à être en bonne santé, 250-300 grammes rats mâles (Sprague-Dawley, par exemple) seront pesés et caractéristiques d'identification sera enregistré. </li><li> Les rats sont ensuite anesthésiés avec 80 mg / kg de pentobarbital; le niveau correct de l'anesthésie est vérifiée par la réponse retrait de la patte en appliquant une pression de l'ongle du rat (tep-pincement réflexe) et périodiquement pendant toute la procédure. </li><li> La buprénorphine (de 0,1 à 2,5 mg / kg; SQ) sera administré au moment de la chirurgie. </li><li> Un rasoir électrique est ensuite utilisée pour raser sous la forme de fourrure du cou et la poitrine. Note: Pour les études portant sur l'évaluation de la fonction cardiaque et le remodelage cardiaque au cours d'une période de temps (7 - 28 jours et au-delà), la fourrure doit être complètement rasé loin de la zone chirurgicale pour maintenir la stérilité. </li><li> Les zones rasées doivent être nettoyée et désinfectée avec une solution Betadine suivie par essuyer la zone avec de l'alcool à 70%, ce qui bétadine et frotter l'alcool et la procédure de désinfection doit être répétée trois fois. </li><li> L'animal anesthésié est ensuite placé dans une position couchée sur un système de couverture homéothermes (coussin chauffant) en vue de maintenir la température du corps. </li><li> L'intubation endotrachéale est alors effectué par exposer d'abord soigneusement la trachée, pour améliorer la visualisation de l'intubation, en faisant une 5 mm mi-cou incision et la rétraction du tissu musculaire, juste au-dessus de la trachée. </li><li> Cela permet une meilleure visualisation pour l'insertion de la sonde endotrachéale (90 taille de polyéthylène, PE 90), où le tube est biseauté sur le bord pour la facilité d'entrée dans le larynx. </li><li> Le tube endotrachéal est insérée dans la trachée, avec visualisation assistée en utilisant un microscope stéréo chirurgicale, en prenant soin de manipuler la langue lors de la visualisation de la trachée et l'entrée de la sonde endotrachéale. </li><li> La ventilation mécanique est alors réalisée en connectant la sonde endotrachéale à Kent scientifique ventilateur (TOPO Dual Mode) le cyclisme à 80 respirations par minute et un volume courant de 1,2 ml par 100 gramme de poids corporel. </li><li> Un champ stérile est ensuite placé sur le rat, ne laissant que la zone chirurgicale exposée, minimisant ainsi les risques de contamination pendant l'opération. </li><li> Le chirurgien des animaux et des assistants sont à porter un masque, une blouse et des gants; avec des gants étant changé entre chirurgies rats individuels. </li></ol> 3. Transitoire antérieur gauche Ligature Décroissant artère (DAL) <ol><li> Une fois la respiration régulière est établie, la poitrine est ouverte à l'espace laissé intercostaux quatrième, en utilisant hémostatiques ou des ciseaux à bout rond d'ouvrir l'espace, mais sans couper le tissu de telle sorte que le risque de saignement peut être réduite. </li><li> Un écarteur thoracique est alors positionnée dans le quatrième espace intercostal; afin de répartir les côtes de sorte que le ventricule gauche (VG) est exposée, en prenant soin maximal à ne pas endommager les poumons. </li><li> Le péricarde est alors ouvert, mais laissé en place si possible. </li><li> La descendante antérieure gauche proximale (DAL) l'artère seront identifiés (figure 1), avec l'utilisation de tantstéréomicroscope urgical, et le DAL est alors transitoirement ligaturé (ou peut être attaché avec un nœud coulant) en utilisant une suture 6-0 prolène pour une période de 30 minutes ischémiques (Figure-1), mais sans extériorisation du cœur. </li><li> Afin de permettre la reperfusion cardiaques, des ciseaux de microchirurgie sont utilisés pour couper le nœud de la ligature (ou en libérant les slipknot), par la suture 6-0 prolène, 30 minutes après la ligature de la LAD. </li><li> Chez les rats de contrôle imposture, la procédure est identique, sauf le DAL n'est pas transitoirement ligaturé. </li><li> La sortie est ensuite brièvement (1-2 secondes) pincé sur le respirateur afin de permettre à nouveau l'inflation des poumons. </li><li> L'écarteur thoracique est alors enlevé et les côtes sont rapprochés à l'aide d'une suture 2-0 prolène avec un modèle de suture interrompue. </li><li> Une fois les côtes sont fermées, les sorties du ventilateur est à nouveau brièvement (1-2 secondes) pincé hors d'assurer la respiration. </li><li> La peau est fermée à l'aide de suture 6-0 prolène avec un motif de surjet. </li></ol> 4. Confirmation de la ligature de l'artère réussie LAD <ol><li> Ligature correcte de la DAL sera confirmée par l'observation de blanchiment des tissus du myocarde distal de la suture ainsi que le dysfonctionnement de la paroi antérieure, comme observé durant la ligature LAD transitoire. </li><li> Reperfusion sera vérifiée par le retour de la couleur rouge pour le tissu myocardique et la démonstration d'une certaine reprise du mouvement de la paroi antérieure; observée immédiatement après la ligature LAD transitoire. </li><li> Note: Pour les études portant sur l'évaluation de la fonction cardiaque et le remodelage cardiaque au cours d'une période de temps (7 - 28 jours et au-delà), un échocardiogramme sera effectuée 24 heures après la ligature des LAD, afin de déterminer l'étendue de l'induit infarctus du myocarde. Tous les animaux avec un raccourcissement du ventricule gauche fractionnaire (LV FS) &lt;20%, tel que déterminé à partir d'un échocardiogramme, ainsi que le dysfonctionnement mouvement de la paroi antérieure compatible avec l'infarctus, seront identifiés et utilisés pour le suivi de la fonction cardiaque et le remodelage des études. Sham rats témoins sont censés avoir une normale LV FS entre 40-45% (del Monte et al.) </li></ol> 5. Récupération post-opératoire <ol><li> Une fois l'opération terminée, le champ stérile sur l'animal sera enlevé. La température du corps (par un thermomètre rectal), la fréquence respiratoire (par inspection visuelle), le rythme cardiaque (palpitations par), et des signes anormaux de la douleur doivent être surveillés jusqu'à ce que l'animal devient ambulatoires. </li><li> Le rat sera retiré du respirateur et être ensuite placé dans une cage des animaux et a permis de récupérer de l'anesthésie. Dans cette cage, l'une des extrémités de la cage sera réchauffé par un coussin chauffant pour permettre le rat à rechercher la chaleur. En outre, l'eau sera disponible pour le rat au cours de cette période d'observation. </li><li> Si des signes de déshydratation sont observées après la chirurgie, 0,5 ml de solution saline stérile sera injecté par voie intrapéritonéale (IP). </li><li> La buprénorphine (de 0,1 à 2,5 mg / kg; SQ) sera alors administrée immédiatement après la chirurgie, et au cours de récupération post-opératoire. </li><li> Note: Pour les études portant sur l'évaluation de la fonction cardiaque et le remodelage cardiaque au cours d'une période de temps (7 - 28 jours et au-delà), un dosage de la buprénorphine (0,1 à 2,5 mg / kg SQ) sera administré tous les 6 heures après la chirurgie pendant 24-48 heures après la chirurgie. Comprimés oraux carprofène (Rimadyl, Bioserv comprimé) seront également fournis (1-comprimé par jour) pendant au moins 48 heures après la chirurgie. </li></ol> 6. Évaluation histologique de l'ischémie-reperfusion <ol><li> Après l'achèvement de la période de reperfusion de 4 heures, les rats sont anesthésiés à être à nouveau avec 80 mg / kg de pentobarbital et le DAL est ligaturé à nouveau (ou le nœud coulant peut être renoué) (Huang et al et Kaiser et al.) </li><li> 1 ml de 5% bleu d'Evan (en tampon phosphate salin) est ensuite injecté dans la chambre ventriculaire droite et a permis à perfuser pour 2 minutes. </li><li> Après 2 minutes, 1 ml de solution saturée de chlorure de potassium est ensuite injecté dans la chambre ventriculaire droite afin d'arrêter le coeur de battre. </li><li> Le coeur est alors rapidement excisée, incorporé dans agarose à 2% du tampon phosphate salin, puis sectionnée en 1-2 tranches mm. </li><li> Le myocarde viable est ensuite coloré avec du chlorure de tétrazolium 2% triphényle (TTC) pour 20 minutes et les images de chaque tranche est capturé. Les images sont ensuite quantifiées afin d'identifier la quantité de surface du myocarde: (1) qui n'est pas à risque (sections bleue), (2) Zone à risque (AAR; rouge et blanc, sections), et (3 ) zone qui est infarci (blanc "sans tache" sections) (Figure 2). </li></ol> 7. Les résultats représentatifs Pour les études impliquant l'évaluation de la taille de l'infarctus et la zone à risque (AAR), par un colorant bleu d'Evan et de chlorure de triphényl tétrazolium (TTC), après quatre heures de reperfusion, la ligature correcte de la DAL peut être confirméen observant le blanchiment des tissus du myocarde distal de la suture ainsi que le dysfonctionnement de la paroi antérieure, comme observé durant la ligature LAD transitoire. Reperfusion peut être vérifiée par le retour de la couleur rouge pour le tissu myocardique et la démonstration d'une certaine reprise du mouvement de la paroi antérieure; observées immédiatement après la ligature LAD transitoire. Pour les études impliquant l'évaluation de la fonction cardiaque et le remodelage cardiaque au cours d'une période de temps (7 - à 28 - jours et au delà), la ligature correcte de l'ischémie suivie de reperfusion peut aussi être confirmé par une décoloration des tissus, un dysfonctionnement de la paroi antérieure et le retour de la couleur rouge avec une certaine reprise du mouvement mur suivant la reperfusion. En outre, les troubles de la fonction cardiaque peut être déterminé par un échocardiogramme être effectué 24 heures de la ligature des LAD poste, afin de déterminer l'étendue de l'infarctus du myocarde induit. Tous les animaux avec un raccourcissement du ventricule gauche fractionnaire (LV FS) &lt;20%, tel que déterminé à partir d'un échocardiogramme, ainsi que le dysfonctionnement mouvement de la paroi antérieure compatible avec l'infarctus, seront identifiés et utilisés pour le suivi de la fonction cardiaque et le remodelage des études. Sham rats témoins sont censés avoir une normale LV FS entre 40-45% (Del Monte). <img src="/files/ftp_upload/2464/2464fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Schéma d'un infarctus du myocarde et de ligature LAD. Schéma de principe (1) infarctus du myocarde et (2) la ligature de la partie antérieure du ventricule gauche en descente (DAL) l'artère à l'aide d'une suture, utilisé pour imiter l'infarctus du myocarde provoqué par la formation peste. <img src="/files/ftp_upload/2464/2464fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Image représentative d'un coeur de rat après un IAM. Représentant de l'image le coeur de rat montrant la zone en bleu (non occlus zone perfusion coronaire), la zone en rouge (zone de perfusion coronaire occluse indiquant la zone à risque (AAR) pour un infarctus, et la zone en blanc / jaune (zone infarcie au sein de l'AAR).

<ol><li>Hunt, S. A., Baker, D. W., Chin, M. H., Cinquegrani, M. P., Feldmanmd, A. M., Francis, G. S., Ganiats, T. G., Goldstein, S., Gregoratos, G., Jessup, M. L., Noble, R. J., Packer, M., Silver, M. A., Stevenson, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SC.ACC%2FAHA+Guidelines+for+the+Evaluation+and+Management+of+Chronic+Heart+Failure+in+the+Adult%3A+Executive+Summary+A+Report+of+the+American+College+of+Cardiology%2FAmerican+Heart+Association+Task+Force+on+Practice+Guidelines+%28Committee+to+Revise+the+1995+Guidelines+for+the+Evaluation+and+Management+of+Heart+Failure%29%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">SC.ACC/AHA Guidelines for the Evaluation and Management of Chronic Heart Failure in the Adult: Executive Summary A Report of the American College of Cardiology/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines (Committee to Revise the 1995 Guidelines for the Evaluation and Management of Heart Failure).</a> Circulation. 104, 2996-3007 (2001).</li>
<li>Goldman, S., Raya, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+infarct+model+of+myocardial+infarction+and+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22J+Card+Fail%22%5BJournal%5D)">Rat infarct model of myocardial infarction and heart failure.</a> J Card Fail. 1, 169-177 (1995).</li>
<li>Tarnavski, O., McMullen, J. R., Schinke, M., Nie, Q., Kong, S., &amp, I. zumo, S, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+cardiac+surgery%3A+comprehensive+techniques+for+the+generation+of+mouse+models+of+human+diseases+and+their+application+for+genomic+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Genomics%22%5BJournal%5D)">Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies.</a> Physiol Genomics. 16, 349-360 (2004).</li>
<li>Thygesen, K., Alpert, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Universal+Definition+of+Myocardial+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Universal Definition of Myocardial Infarction.</a> Circulation. 116, 2634-2653 (2007).</li>
<li>Vasilyev, N., Williams, T., Brennan, M. L., Unzek, S., Zhou, X., Heinecke, J. W., Spitz, D. R., Topol, E. J., Hazen, S. L., Penn, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myeloperoxidase-generated+oxidants+modulate+left+ventricular+remodeling+but+not+infarct+size+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Myeloperoxidase-generated oxidants modulate left ventricular remodeling but not infarct size after myocardial infarction.</a> Circulation. 112, 2812-2820 (2005).</li>
<li>McConnell, B. K., Popovic, Z., Mal, N., Lee, K., Bautista, J., Forudi, F., Schwartzman, R., Jin, J. P., Penn, M., Bond, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disruption+of+protein+kinase+A+interaction+with+A-kinase-anchoring+proteins+in+the+heart+in+vivo%3A+effects+on+cardiac+contractility%2C+protein+kinase+A+phosphorylation%2C+and+troponin+I+proteolysis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Disruption of protein kinase A interaction with A-kinase-anchoring proteins in the heart in vivo: effects on cardiac contractility, protein kinase A phosphorylation, and troponin I proteolysis.</a> J Biol Chem. 284, 1583-1592 (2009).</li>
<li>Monte, D. el, Butler, F., Boecker, K., Gwathmey, W., K, J., Hajjar, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+technique+of+aortic+banding+followed+by+gene+transfer+during+hypertrophy+and+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Novel technique of aortic banding followed by gene transfer during hypertrophy and heart failure.</a> Physiol. Genomics. 9, 49-56 (2002).</li>
<li>Huang, M. H., Nguyen, V., Wu, Y., Rastogi, S., McConnell, B. K., Wijaya, C., Uretsky, B. F., Poh, K. K., Tan, H. C., Cheng, J., Perin, E., Fujise, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synergistic+Infarct+Size+Reduction+by+Combination+Therapy+with+Milrinone+and+Esmolol+at+Early+Reperfusion+during+Acute+Myocardial+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Synergistic Infarct Size Reduction by Combination Therapy with Milrinone and Esmolol at Early Reperfusion during Acute Myocardial Infarction.</a> American Journal of Physiology. , Forthcoming Forthcoming.</li>
<li>Kaiser, R. A., Bueno, O. F., Lips, D. J., Doevendans, P. A., Jones, F., Kimball, T. F., Molkentin, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+inhibition+of+p38+mitogen-activated+protein+kinase+antagonizes+cardiac+injury+and+cell+death+following+ischemia-reperfusion+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Targeted inhibition of p38 mitogen-activated protein kinase antagonizes cardiac injury and cell death following ischemia-reperfusion in vivo.</a> J Biol Chem. 279, 15524-15530 (2004).</li>
</ol>

Un infarctus aigu du myocarde (IAM) chez les rats, aussi appelée ischémie-reperfusion (IR), est couramment utilisé pour imiter le remodelage ventriculaire humaine menant à l&#39;insuffisance cardiaque. La progression de la dysfonction VG et d&#39;insuffisance cardiaque dans des modèles animaux (rats et souris) est similaire à celle observée chez les humains qui subissent un infarctus du myocarde, de survivre puis se développe ensuite l&#39;insuffisance cardiaque (Goldman). Cette procédure décrit une version de cette tec...

<table><tbody><tr><td>Ventilateur</td><td>Kent Scientific</td><td>TOPO</td><td>TOPO Dual Mode</td></tr><tr><td>Circulateur thermostaté E103</td><td>Harvard Apparatus</td><td>732802</td><td></td></tr><tr><td>Système de couverture homéothermique</td><td>Harvard Apparatus</td><td>55-7222F</td><td></td></tr><tr><td>Microscope stéréo</td><td>Nikon Instruments</td><td>MMA36300</td><td>SMZ-645 Zoom Stereo Microscope</td></tr><tr><td>Stérilisateur à billes chaudes</td><td>Harvard Apparatus</td><td>610183</td><td></td></tr><tr><td>Tondeuse électrique</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lames et manches</td><td>Welch Allyn</td><td>690047-1</td><td>Lames de laryngoscope standard (à lampe)</td></tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux</td><td>Fine Science Tools</td><td>14014-17</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux</td><td>Fine Science Tools</td><td>14072-10</td><td></td></tr><tr><td>Pinces</td><td>Fine Science Tools</td><td>11028-15</td><td></td></tr><tr><td>Pinces courbes</td><td>Fine Science Tools</td><td>11001-12</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td>Fine Science Tools</td><td>12004-18</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td>Fine Science Tools</td><td>91201-13</td><td></td></tr><tr><td>Rétracteur thoracique</td><td>Fine Science Tools</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>Masques</td><td>VWR international</td><td>47730-640</td><td></td></tr><tr><td>Compresses de gaze</td><td>Dermacea</td><td>441205</td><td></td></tr><tr><td>Gants stériles</td><td>Cardinal Health</td><td>2D7203I</td><td></td></tr><tr><td>Tuyau PE 90</td><td>BD Biosciences</td><td>427420</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 20 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>301625</td><td></td></tr><tr><td>Fil de suture Prolene 6-0</td><td>Ethicon Inc.</td><td>8706H</td><td></td></tr><tr><td>Fil de suture en soie 2-0</td><td>Ethicon Inc.</td><td>K873H</td><td></td></tr><tr><td>Injection de pentobarbital sodique</td><td>OVATION Pharmaceuticals</td><td>NDC 67386-501-55</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-iode</td><td>NOVAPLUS</td><td>V10-8204</td><td></td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>Pharmaceuticals Inc.</td><td>NDC 12496-0757-1</td><td></td></tr></tbody></table>

infarctus aigu du myocarde chez le rat

Acute Myocardial Infarction in Rats

Avec l&#39;insuffisance cardiaque menant la cause du décès aux Etats-Unis (Hunt), la recherche biomédicale est fondamental pour faire progresser les traitements médicaux pour les maladies cardiovasculaires. Les modèles animaux qui imitent les maladies cardiaques humaines, telles que l&#39;infarctus du myocarde (IM) et l&#39;ischémie-reperfusion (IR) qui induit une insuffisance cardiaque ainsi que la pression de surcharge (constriction aortique transverse) qui induit l&#39;hypertrophie cardiaque et insuffisance cardiaque (Goldman et Tarnavski), sont des modèles utiles pour étudier les maladies cardiovasculaires. En particulier, l&#39;ischémie du myocarde (IM) est une cause majeure de morbidité et de mortalité cardiovasculaires en dépit contrôlant certains facteurs de risque tels que l&#39;artériosclérose et les traitements par intervention chirurgicale (Thygesen). Par ailleurs, une perte aiguë du myocarde après l&#39;ischémie myocardique (IM) entraîne une augmentation des conditions de chargement qui induit le remodelage ventriculaire de la zone frontalière infarcie et la télécommande non myocarde infarci. L&#39;apoptose des myocytes, la nécrose et la résultante de charge hémodynamique d&#39;activer plusieurs de signalisation biochimique intracellulaire qui déclenche une dilatation BT, l&#39;hypertrophie, la déformation du ventricule, et la formation de cicatrices collagène. Ce remodelage pathologique et l&#39;échec de normaliser la paroi accrue souligne les résultats de la dilatation progressive, le recrutement de la frontière une zone du myocarde dans la cicatrice, et éventuellement la détérioration de la fonction contractile du myocarde (insuffisance cardiaque par exemple). La progression de la dysfonction VG et d&#39;insuffisance cardiaque chez le rat est similaire à celle observée chez les patients qui subissent un infarctus du myocarde grande, survivre et se développe ensuite l&#39;insuffisance cardiaque (Goldman). L&#39;infarctus aigu du myocarde (IAM) de modèle chez le rat a été utilisé pour imiter humaine des maladies cardiovasculaires; spécifiquement utilisées pour étudier les mécanismes de signalisation cardiaques associés à une insuffisance cardiaque ainsi que d&#39;évaluer la contribution des stratégies thérapeutiques pour le traitement de l&#39;insuffisance cardiaque. La méthode décrite dans le présent rapport est le modèle de rat d&#39;infarctus aigu du myocarde (IAM). Ce modèle est aussi appelé une cardiomyopathie ischémique aiguë ou d&#39;une ischémie suivie de reperfusion (IR), ce qui est induite par une infection aiguë période de 30 minutes d&#39;ischémie par ligature de l&#39;artère interventriculaire antérieure (AIA) suivie d&#39;une reperfusion du tissu par libérant la ligature DAL (Vassiliev et McConnell). Ce protocole mettra l&#39;accent sur l&#39;évaluation de la taille de l&#39;infarctus et la zone à risque (AAR) par le colorant bleu Evans et le chlorure de triphényl tétrazolium (TTC) après 4 heures de reperfusion; des commentaires supplémentaires vers l&#39;évaluation de la fonction cardiaque et le remodelage en modifiant la durée de la reperfusion, est également présentée. Globalement, ce modèle AMI animaux rat est utile pour étudier la conséquence d&#39;un infarctus du myocarde sur la fonction physiopathologiques et physiologiques cardiaque.

Le modèle de rat d&#39;infarctus aigu du myocarde (IAM) est utile d&#39;étudier la conséquence d&#39;un MI sur la fonction physiopathologiques et physiologiques cardiaque.

Infarctus aigu du myocarde chez le rat

L'insuffisance cardiaque étant la principale cause de décès aux États-Unis (Hunt), la recherche biomédicale est fondamentale pour faire progresser les traitements médicaux des pathologies cardiovasculaires...

L'objectif général de cette procédure est de modéliser l'infarctus aigu du myocarde chez le rat afin d'étudier les mécanismes de signalisation cardiaque associés à la réponse immédiate du myocarde à l'ischémie cardiaque, suivie de la lésion de reperfusion. Ces réponses incluent la taille de l'infarctus, la zone en danger et la mort cellulaire. La première étape consiste à exposer le ventricule gauche en pratiquant une petite incision au niveau de l'espace intercostal quatrième du côté gauche de la poitrine, puis en écartant les côtes une fois isolées.L'artère descendante antérieure gauche, ou ADAG, est ligaturée de manière transitoire pendant 30 minutes après la période ischémique. La ligature de l'ADAG est ensuite relâchée, permettant la reperfusion cardiaque après une période de reperfusion de quatre heures. L'ADAG est à nouveau ligaturée avant que le cœur ne soit excisé et examiné afin de déterminer la taille de la zone myocardique infarcie, ainsi que les régions à risque et hors risque.En fin de compte, les résultats de l'évaluation histologique du myocarde infarci peuvent être utilisés pour explorer des stratégies thérapeutiques destinées au traitement de l'insuffisance cardiaque. Cette technique peut fournir des informations sur les mécanismes de signalisation associés aux réponses immédiates à l'ischémie, suivies par des lésions importantes telles que la taille de l'infarctus, la zone en risque et la mort cellulaire.Ce modèle peut être utilisé pour évaluer de nouvelles stratégies thérapeutiques dans le traitement des maladies coronariennes ischémiques. La démonstration de la procédure sera réalisée par un chercheur associé senior et X, un post-doctorant senior du laboratoire du Dr Bradley McConnell du Département des Sciences pharmacologiques et pharmaceutiques de l'Université de Houston, membre institutionnel du Texas Medical Center. Avant que la procédure chirurgicale ne puisse commencer, la surface opératoire doit être désinfectée avec de l'éthanol à 70 %.Stérilisez tous les instruments chirurgicaux à l’aide d’un stérilisateur à billes chauffées avant chaque intervention chirurgicale individuelle. Les instruments nécessaires comprennent deux ciseaux chirurgicaux, une pince, une pince courbe, deux porte-aiguilles et un écarteur thoracique. Réglez la température du système de couverture homéothermique de manière à maintenir la température corporelle de l’animal à 37 ± 1 °C.La taille d'un infarctus dépend de la durée de l'occlusion ainsi que de la température corporelle. Avoir à portée de main de la gaze de coton et des applicateurs pour gérer les saignements. Seuls les animaux qui réussissent un examen physique par inspection visuelle, mesure de la fréquence cardiaque, de la fréquence respiratoire, de la température corporelle et du poids corporel sont utilisés dans ces études.Enregistrez le poids et les caractéristiques d'identification des animaux sains qui subiront une intervention chirurgicale le jour précédant l'opération. Administrez une dose de buprénorphine. Des masques, des blouses et des gants doivent être portés pendant toute la durée de la procédure, et les gants doivent être changés entre chaque intervention chirurgicale individuelle.Pour commencer, anesthésiez un rat et préparez le site chirurgical en rasant soigneusement le pelage des régions du cou et du thorax. Désinfectez les zones rasées avec une solution de Bétadine, suivie d'éthanol à 70 %. Répétez cette procédure trois fois.Placer l'animal sur un système de couverture homéothermique afin de maintenir correctement la température corporelle. Le placer sur son côté droit. L'arrondi des bords d'un tube en polyéthylène facilite son insertion dans la larynx.Insérez le tube endotrachéal à l’aide d’un microscope stéréo chirurgical. Manipulez doucement la langue selon les besoins et maintenez la trachée en vue. Branchez le tube endotrachéal à un ventilateur fonctionnant à 80 cycles par minute et un volume courant de 1,2 millilitre par 100 grammes de poids corporel.Une fois la ventilation mécanique établie, placer un champ stérile sur le rat en ne laissant exposée que la zone chirurgicale. Une fois la respiration stabilisée, ouvrir la poitrine au niveau de l'espace intercostal gauche quatrième. Minimiser l'étendue de la coupe dans les tissus afin de réduire le risque de saignement.Positionner un écarteur thoracique dans l'espace intercostal quatrième et écarter les côtes pour exposer le ventricule gauche ou VG, en prenant soin de ne pas endommager le poumon. Ensuite, ouvrir le péricarde en le laissant en place. Si possible, identifier l'artère descendante antérieure gauche proximale ou ADA à l'aide d'un microscope stéréoscopique chirurgical.Ponctuellement, ligaturer ou nouer avec un nœud coulant l'artère interventriculaire antérieure (LAD) afin d'induire une ischémie. Veiller à ne pas extérioriser le cœur proprement dit. La ligature de la LAD est confirmée par l'observation d'un blanchissement du tissu myocardique situé en aval de la suture, ainsi que par une dysfonction de la paroi antérieure durant la période ischémique.Après une période ischémique de 30 minutes, commencez la reperfusion cardiaque en coupant ou en relâchant le ligature autour de l'artère interventriculaire antérieure (LAD) à l’aide de ciseaux microchirurgicaux. La reperfusion est confirmée par le retour de la couleur rouge au tissu myocardique et par l’observation d’une certaine récupération du mouvement de la paroi antérieure immédiatement après le relâchement de la ligature de la LAD. La procédure est identique pour les rats témoins « sham », sauf que la LAD n’est pas ligaturée de façon transitoire.Retirez le rétracteur thoracique et rapprochez les côtes à l’aide d’un point d’arrêt. Une fois les côtes fermées, créez une pression négative dans la cavité thoracique afin d’assurer une respiration adéquate en aspirant l’air de la cavité pleurale. Enfin, fermez la peau selon un schéma de points continus. Après la chirurgie, placez le rat dans une cage équipée d’un coussin chauffant et d’un dispositif d’hydratation, puis surveillez la température corporelle à l’aide d’un thermomètre rectal, la fréquence respiratoire par inspection visuelle, la fréquence cardiaque par palpation, ainsi que tout signe anormal de douleur, jusqu’à ce que l’animal recouvre la marche.Il faut administrer du sérum physiologique stérile. Si des signes de déshydratation sont observés, administrer immédiatement de la buprénorphine après la chirurgie. Après une période de reperfusion de quatre heures, placer de nouveau le rat anesthésié dans la zone chirurgicale.Visualiser le ventricule gauche comme démontré précédemment et ligaturer une deuxième fois la LADA ou refaire le nœud coulant. Injecter un millilitre de bleu d'Evans à 5 % dans la chambre ventriculaire droite et laisser perfuser pendant deux minutes. Après cette période, injecter un millilitre de solution saturée de chlorure de potassium dans la chambre ventriculaire droite pour arrêter les battements cardiaques, puis exciser rapidement le cœur et l'incorporer dans du milieu salin tamponné au phosphate contenant 2 % d'agar chauffé.Une fois que l'agarose s'est solidifiée à température ambiante, découpez le cœur en sections d'un à deux millimètres. Coloriez le myocarde viable avec du chlorure de triphényltétrazolium (TTC) à 2 % pendant 20 minutes et capturez une image de chaque tranche observée. Voici une image représentative du cœur de rat.Après quatre heures de reperfusion, la zone en bleu représente la zone perfusée non obstruée ou non exposée au risque. Les zones rouges indiquent la zone à risque d'infarctus, tandis que les zones blanches et jaunes désignent le myocarde infarctus situé dans la zone à risque. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment réaliser un infarctus aigu du myocarde chez le rat, un modèle animal utilisé pour imiter la maladie cardiaque ischémique humaine.Ce modèle peut être utilisé pour étudier les réponses immédiates à l'ischémie, suivies d'une lésion de reperfusion survenant dans les premières heures, telles que la taille de l'infarctus, la zone à risque et la mort cellulaire. Comme vous pouvez l'observer dans cette vidéo, bonne chance dans vos expériences.

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Un modèle hautement reproductible pour l’infarctus du myocarde chez la souris avec des manipulations minimes invasives est décrit. Le modèle peut être facilement réalisé, ce qui permet d’obtenir une reproductibilité et un taux de survie élevés. Ainsi, le modèle décrit réduira le nombre d’animaux requis comme l’exige le principe des 3R (Remplacement, Raffinement et Réduction).

Minimal intervention chirurgicale invasive d&#39;induire un infarctus du myocarde chez des souris

L’infarctus du myocarde (IM) est non seulement suivi d’une altération de la fonction cardiaque, mais aussi d’une apoptose de l’amygdale, une région du cerveau impliquée dans les conséquences comportementales de l’IM. Ce protocole décrit comment induire l’IM, collecter le tissu amygdale et mesurer l’activité de la caspase-3, un marqueur de l’apoptose.

Activité caspase-3 dans l&#39;amygdale Rat mesurée par spectrofluorimétrie après infarctus du myocarde

L’évaluation post-mortem de l’infarctus du myocarde (IM) chez les rongeurs est basée sur la quantification de l’infarctus sur des coupes cardiaques colorées. Nous décrivons une méthode précise pour quantifier la taille de l’infarctus en utilisant un échantillonnage systématique de cœurs de rats récoltés de la base à l’apex et des analyses d’images de coupes histologiques colorées en trichrome.

Quantification histologique chronique Infarctus du myocarde chez le rat

Nous fournissons une méthode fiable pour la ligature de l’artère descendante antérieure gauche (LAD) dans un modèle murin. Cette méthode est comparativement moins invasive que les autres méthodes, impliquant l’intubation endotrachéale, une approche de thoracotomie gauche et la thoracentèse. Cette méthode peut être utilisée comme modèle pour l’infarctus du myocarde (IM) aigu et chronique.

Murine gauche interventriculaire antérieure (LAD) Coronary Artery Ligature: un modèle amélioré et simplifié pour Myocardial Infarction

Ici nous décrivons une procédure chirurgicale montrant comment réaliser la ligature permanente de l'artère coronaire descendante gauche-antérieure chez les souris. Ce modèle est d'une grande pertinence pour étudier la pathophysiologie de l'infarctus du myocarde et les processus biologiques concomitants.

Modèle d'infarctus myocarde de Murine utilisant la ligation permanente de l'artère coronaire descendante antérieure gauche

Cet article présente une méthode efficace pour effectuer l’ischémie myocardique et la reperfusion chronique suivante chez les rats utilisant une approche mini-invasive. En outre, la fonction hémodynamique ventriculaire gauche des rats est évaluée par échocardiographie et méthodes cardiaques de travail isolées.

Méthode invasive semi-minimale pour induire l’infarctus du myocarde chez les rats et l’évaluation de la fonction cardiaque par un système cardiaque de travail isolé

Sous anesthésie adéquate, le cœur de la souris a été extériorisé par l’espace intercostal, et l’infarctus du myocarde a été induit avec succès en ligaturant l’artère descendante antérieure gauche (LAD) à l’aide de matériaux facilement disponibles dans la plupart des laboratoires.

Méthode simple modifiée pour l’induction d’un infarctus du myocarde chez la souris

Le modèle d’ischémie-reperfusion myocardique du cœur de rat est amélioré en utilisant un rétracteur auto-fabriqué, un tube de polychlorure de vinyle et une méthode de nouage unique. L’électrocardiogramme, le chlorure de triphényltétrazolium et la coloration histologique, ainsi que les résultats de l’analyse de la survie en pourcentage ont montré que le groupe modèle amélioré a des taux de réussite et de survie plus élevés que le groupe modèle déjà existant.

Modèle de rongeur amélioré de l’ischémie myocardique et de la lésion de reperfusion

Le poisson zèbre représente un précieux modèle pour étudier les mécanismes de la régénération cardiaque chez les vertébrés. Ici, nous présentons un protocole pour l'induction d'un infarctus cardiaque chez le poisson zèbre adulte en utilisant cryoinjury. Cette méthode aboutit à une mort cellulaire massive au sein de 20% de la paroi ventriculaire, similaire à celle observée dans les infarctus de mammifères.

L&#39;induction de l&#39;infarctus du myocarde chez le poisson zèbre Adulte utilisant Cryoinjury

Nous décrivons comment effectuer une imagerie IRM et TEP du cœur de souris. Le protocole est conçu pour évaluer l’efficacité du traitement dans des modèles d’infarctus du myocarde et d’insuffisance cardiaque.

IRM et la TEP dans les modèles de souris de l&#39;infarctus du myocarde

Apprenez à modéliser l'infarctus aigu du myocarde chez le rat par ligature de l'artère coronaire antérieure gauche. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes cardiaques de l'ischémie et de la reperfusion.

Infarctus aigu du myocarde chez le rat

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