Infarctus aigu du myocarde chez le rat

L'objectif général de cette procédure est de modéliser l'infarctus aigu du myocarde chez le rat afin d'étudier les mécanismes de signalisation cardiaque associés à la réponse immédiate du myocarde à l'ischémie cardiaque, suivie de la lésion de reperfusion. Ces réponses incluent la taille de l'infarctus, la zone en danger et la mort cellulaire. La première étape consiste à exposer le ventricule gauche en pratiquant une petite incision au niveau de l'espace intercostal quatrième du côté gauche de la poitrine, puis en écartant les côtes une fois isolées.

L'artère descendante antérieure gauche, ou ADAG, est ligaturée de manière transitoire pendant 30 minutes après la période ischémique. La ligature de l'ADAG est ensuite relâchée, permettant la reperfusion cardiaque après une période de reperfusion de quatre heures. L'ADAG est à nouveau ligaturée avant que le cœur ne soit excisé et examiné afin de déterminer la taille de la zone myocardique infarcie, ainsi que les régions à risque et hors risque.

En fin de compte, les résultats de l'évaluation histologique du myocarde infarci peuvent être utilisés pour explorer des stratégies thérapeutiques destinées au traitement de l'insuffisance cardiaque. Cette technique peut fournir des informations sur les mécanismes de signalisation associés aux réponses immédiates à l'ischémie, suivies par des lésions importantes telles que la taille de l'infarctus, la zone en risque et la mort cellulaire.

Ce modèle peut être utilisé pour évaluer de nouvelles stratégies thérapeutiques dans le traitement des maladies coronariennes ischémiques. La démonstration de la procédure sera réalisée par un chercheur associé senior et X, un post-doctorant senior du laboratoire du Dr Bradley McConnell du Département des Sciences pharmacologiques et pharmaceutiques de l'Université de Houston, membre institutionnel du Texas Medical Center. Avant que la procédure chirurgicale ne puisse commencer, la surface opératoire doit être désinfectée avec de l'éthanol à 70 %.

Stérilisez tous les instruments chirurgicaux à l’aide d’un stérilisateur à billes chauffées avant chaque intervention chirurgicale individuelle. Les instruments nécessaires comprennent deux ciseaux chirurgicaux, une pince, une pince courbe, deux porte-aiguilles et un écarteur thoracique. Réglez la température du système de couverture homéothermique de manière à maintenir la température corporelle de l’animal à 37 ± 1 °C.

La taille d'un infarctus dépend de la durée de l'occlusion ainsi que de la température corporelle. Avoir à portée de main de la gaze de coton et des applicateurs pour gérer les saignements. Seuls les animaux qui réussissent un examen physique par inspection visuelle, mesure de la fréquence cardiaque, de la fréquence respiratoire, de la température corporelle et du poids corporel sont utilisés dans ces études.

Enregistrez le poids et les caractéristiques d'identification des animaux sains qui subiront une intervention chirurgicale le jour précédant l'opération. Administrez une dose de buprénorphine. Des masques, des blouses et des gants doivent être portés pendant toute la durée de la procédure, et les gants doivent être changés entre chaque intervention chirurgicale individuelle.

Pour commencer, anesthésiez un rat et préparez le site chirurgical en rasant soigneusement le pelage des régions du cou et du thorax. Désinfectez les zones rasées avec une solution de Bétadine, suivie d'éthanol à 70 %. Répétez cette procédure trois fois.

Placer l'animal sur un système de couverture homéothermique afin de maintenir correctement la température corporelle. Le placer sur son côté droit. L'arrondi des bords d'un tube en polyéthylène facilite son insertion dans la larynx.

Insérez le tube endotrachéal à l’aide d’un microscope stéréo chirurgical. Manipulez doucement la langue selon les besoins et maintenez la trachée en vue. Branchez le tube endotrachéal à un ventilateur fonctionnant à 80 cycles par minute et un volume courant de 1,2 millilitre par 100 grammes de poids corporel.

Une fois la ventilation mécanique établie, placer un champ stérile sur le rat en ne laissant exposée que la zone chirurgicale. Une fois la respiration stabilisée, ouvrir la poitrine au niveau de l'espace intercostal gauche quatrième. Minimiser l'étendue de la coupe dans les tissus afin de réduire le risque de saignement.

Positionner un écarteur thoracique dans l'espace intercostal quatrième et écarter les côtes pour exposer le ventricule gauche ou VG, en prenant soin de ne pas endommager le poumon. Ensuite, ouvrir le péricarde en le laissant en place. Si possible, identifier l'artère descendante antérieure gauche proximale ou ADA à l'aide d'un microscope stéréoscopique chirurgical.

Ponctuellement, ligaturer ou nouer avec un nœud coulant l'artère interventriculaire antérieure (LAD) afin d'induire une ischémie. Veiller à ne pas extérioriser le cœur proprement dit. La ligature de la LAD est confirmée par l'observation d'un blanchissement du tissu myocardique situé en aval de la suture, ainsi que par une dysfonction de la paroi antérieure durant la période ischémique.

Après une période ischémique de 30 minutes, commencez la reperfusion cardiaque en coupant ou en relâchant le ligature autour de l'artère interventriculaire antérieure (LAD) à l’aide de ciseaux microchirurgicaux. La reperfusion est confirmée par le retour de la couleur rouge au tissu myocardique et par l’observation d’une certaine récupération du mouvement de la paroi antérieure immédiatement après le relâchement de la ligature de la LAD. La procédure est identique pour les rats témoins « sham », sauf que la LAD n’est pas ligaturée de façon transitoire.

Retirez le rétracteur thoracique et rapprochez les côtes à l’aide d’un point d’arrêt. Une fois les côtes fermées, créez une pression négative dans la cavité thoracique afin d’assurer une respiration adéquate en aspirant l’air de la cavité pleurale. Enfin, fermez la peau selon un schéma de points continus. Après la chirurgie, placez le rat dans une cage équipée d’un coussin chauffant et d’un dispositif d’hydratation, puis surveillez la température corporelle à l’aide d’un thermomètre rectal, la fréquence respiratoire par inspection visuelle, la fréquence cardiaque par palpation, ainsi que tout signe anormal de douleur, jusqu’à ce que l’animal recouvre la marche.

Il faut administrer du sérum physiologique stérile. Si des signes de déshydratation sont observés, administrer immédiatement de la buprénorphine après la chirurgie. Après une période de reperfusion de quatre heures, placer de nouveau le rat anesthésié dans la zone chirurgicale.

Visualiser le ventricule gauche comme démontré précédemment et ligaturer une deuxième fois la LADA ou refaire le nœud coulant. Injecter un millilitre de bleu d'Evans à 5 % dans la chambre ventriculaire droite et laisser perfuser pendant deux minutes. Après cette période, injecter un millilitre de solution saturée de chlorure de potassium dans la chambre ventriculaire droite pour arrêter les battements cardiaques, puis exciser rapidement le cœur et l'incorporer dans du milieu salin tamponné au phosphate contenant 2 % d'agar chauffé.

Une fois que l'agarose s'est solidifiée à température ambiante, découpez le cœur en sections d'un à deux millimètres. Coloriez le myocarde viable avec du chlorure de triphényltétrazolium (TTC) à 2 % pendant 20 minutes et capturez une image de chaque tranche observée. Voici une image représentative du cœur de rat.

Après quatre heures de reperfusion, la zone en bleu représente la zone perfusée non obstruée ou non exposée au risque. Les zones rouges indiquent la zone à risque d'infarctus, tandis que les zones blanches et jaunes désignent le myocarde infarctus situé dans la zone à risque. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment réaliser un infarctus aigu du myocarde chez le rat, un modèle animal utilisé pour imiter la maladie cardiaque ischémique humaine.

Ce modèle peut être utilisé pour étudier les réponses immédiates à l'ischémie, suivies d'une lésion de reperfusion survenant dans les premières heures, telles que la taille de l'infarctus, la zone à risque et la mort cellulaire. Comme vous pouvez l'observer dans cette vidéo, bonne chance dans vos expériences.