Name: Injection de sang autologue au modèle spontané Hémorragie intracérébrale chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-08-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 2 s
Description: Découvrez la modélisation de l'hémorragie intracérébrale spontanée chez la souris par injection sanguine autologue stéréotaxique. Cette méthode permet d'étudier la pathologie cérébrale et les déficits neurologiques in vivo.

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Le travail a été financé par une bourse de l&#39;Institut pour la médecine translationnelle et de thérapeutique, et une bourse de formation de l&#39;Institut de médecine et d&#39;ingénierie (T32HL007954) à l&#39;Université de Pennsylvanie et de l&#39;Marlene L. Cohen et Jérôme H. Fleisch Scholar Subvention à la University of Connecticut Health Center (LHS) et NIH NS-029331 (FAW).

1. Préparation du matériel <ol><li> Essuyez le cadre stéréotaxique et de la pompe avec de l'éthanol à 75% afin de minimiser la contamination bactérienne. </li><li> Stériliser seringue Hamilton et l'aiguille de silice fondue. Remarque: Si la stérilisation chimique est utilisé, n'oubliez pas de rincer plusieurs fois dans de l'eau stérile avant utilisation. </li><li> Essuyez la surface du papier de paraffine avec de l'éthanol 75% et laisser sécher. </li></ol> 2. Préparation de la souris pour l'injection Note: Avez-souris livré à votre animalerie au moins 7 jours avant la chirurgie afin de leur permettre de s'acclimater à leur nouvel environnement et à réduire le stress. <ol><li> Peser la souris pour le pré-opératoire de base. </li><li> Induire une anesthésie avec 30% d'oxygène, 70% d'oxyde nitreux, et 4% d'isoflurane jusqu'au insensibles à pincement de la queue </li><li> Injecter de la souris avec la buprénorphine par voie intrapéritonéale pendant 0.1mg/kg analgésie postopératoire </li><li> Rasage du cuir chevelu </li><li> Manteau avec les yeux de la vaseline stérile </li><li> Préparer le cuir chevelu avec de la Bétadine x 3 lingettes, puis laisser sécher le cuir chevelu </li><li> Faire une incision médiane sagittale cm du cuir chevelu à l'aide stériles scalpel chirurgical Remarque: Une incision généreuse permettra une exposition complète de repères crâne. </li><li> Rasage de 1 cm de la surface ventrale de la queue commence à 1 cm de base et préparer avec la bétadine x 3 lingettes </li><li> Placez la souris sur le cadre de stéréotaxie Note: Il est important de s'assurer de la souris est en sécurité dans le cadre avec la surface du crâne parallèles avec la base du châssis, avec une excellente visibilité du bregma et au moins 3 mm à la droite du bregma. </li></ol> 3. Chirurgie de l'hémorragie intracérébrale Notes: Durant toute la chirurgie de la souris est anesthésié avec 30% d'oxygène, 70% d'oxyde nitreux, et 1-3% isoflurane, constamment maintenue à 37 ± 0,5 ° C à l'aide d'une thermistance contrôlée coussin chauffant et surveillé par un thermomètre rectal. <ol><li> Fixez stériles aiguille 27 G sur une seringue de cc sur le châssis. </li><li> Ajustez le bras stéréotaxique jusqu'au aiguille est exactement sur bregma. </li><li> Ajustez le bras de telle sorte que l'aiguille est à 2,5 mm latéralement à bregma et inférieure à la surface du crâne. </li><li> Faites tourner manuellement seringue pour faire trou de trépan sur la surface du crâne tout en appliquant douce mouvement de baisse de frame-en prenant soin de ne pas complètement perforer le crâne. </li><li> Retirer l'aiguille et remplir trou de trépan manuellement avec une seringue / aiguille Remarque: Remplir le trou de trépan à la main permet la reconnaissance immédiate lorsque vous avez perforé la table interne du crâne et minimise les risques d'inadvertance pousser l'aiguille dans le parenchyme cérébral. </li><li> Faire une incision transversale sur la surface ventrale de la queue à l'aide stériles lame chirurgicale et permettre 2-3 gouttes de sang artériel grandes pour tomber sur du papier de paraffine. Puis rapidement arrêter le saignement avec la pression à l'aide de gaze stérile. </li><li> Retirer 17 uL de sang dans la seringue et la seringue Hamilton place sur la pompe. </li><li> Ajustez le bras stéréotaxique au point 5 ° médial par rapport à l'axe vertical. </li><li> Ajustez soigneusement le bras stéréotaxique de telle sorte que la pointe de l'aiguille est sur le trou de trépan dans le crâne, puis abaissez l'aiguille de 3,5 mm. </li><li> Attendre 2 minutes puis retirer l'aiguille de 0,5 mm (de sorte que la pointe est de 3 mm de profondeur) </li><li> Attendre 5 minutes pour permettre au cerveau de re-développer autour de l'aiguille et de minimiser les risques de reflux de sang jusqu'à la piste insertion de l'aiguille lors de l'injection. </li><li> Injecter du sang 1 ul / minute pour 7,5 uL. </li><li> Attendez 5 minutes pour permettre au sang de la coagulation et initiales pour les quarts de tissus de se produire pour minimiser les élévations de la pression intracrânienne. </li><li> Injecter le reste 7,5 pi à 1 ul / minute </li><li> Laisser l'aiguille de rester en place pendant 25 minutes pour permettre la coagulation du sang Remarque: Si vous n'attendez pas la coagulation du sang se traduira dans le sang reflux jusqu'à l'emplacement insertion de l'aiguille lors du retrait de l'aiguille </li><li> Lentement retirer l'aiguille et rincer immédiatement avec de l'eau chaude, pour éviter toute trace de sang résiduel dans l'aiguille de la coagulation et d'assurer la réutilisabilité de l'aiguille. </li><li> Retirez la souris du cadre et à proximité de la queue et les incisions du cuir chevelu avec de la colle chirurgicale vétérinaire. </li><li> Éteignez l'anesthésie. </li><li> Laisser la souris pour réveiller tout en étant constamment réchauffé avec libre accès à la nourriture humide. </li><li> Retour à la souris en cage avec la même portée une fois pleinement éveillé. Placer la nourriture humide granulés sur le fond de la cage pour aider les animaux dans l'accès à la nourriture. </li></ol> 4. Les résultats représentatifs: <img src="/files/ftp_upload/2618/2618fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Coupe coronale de cerveau de souris 15 minutes après la chirurgie ICH. Immédiatement après le sacrifice du cerveau a été inspecté pour la réussite CIH basée sur l'inspection brute d'une coupe coronale au site d'insertion de l'aiguille. Les hémorragies qui a suivi jusqu'à la base du cerveau, le trajet de l'aiguille passé le corps calleux, ou dans les ventricules ont été jugées infructueuses et que la souris a été éliminée de toutes les analyses. Globalement ICH succetaux de SS étaient à 75-85% dans les 50 souris avec une mortalité de 0%. <img src="/files/ftp_upload/2618/2618fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Test Figure 2. Cylindre démontre une hémiparésie gauche après l'ICH ganglions droit basale. (A) à l'arrière de la souris échantillon après la chirurgie ICH. Notez que le placement de la patte avant droite sur la paroi du cylindre, après l'ICH ganglions laissé basale. (B) Graphique des tests de cylindre 1 des résultats de la cohorte de souris après l'ICH chirurgie (n = 5) par rapport à fictive (n = 4). Souris Sham avait toutes les procédures d'injection, sauf le sang (aiguille a été insérée dans le cerveau). Chaque souris a été placée dans un cylindre de 12 cm de diamètre en verre clair et observés pendant 20 arrières. Le placement initial des membres antérieurs sur la paroi du cylindre a été marqué par l'arrière. Mouvements ultérieurs (tels que l'exploration latérale) ne sont pas marqué tant que la souris retournée dans le sol et l'arrière à côté marqué. L'indice a été calculé comme la latéralité (# droite stages forelimb sur le côté du cylindre - # laissé stages forelimb) / (# # droite + gauche + # fois), où 0 indique pas de préférence des membres antérieurs et une indication que la patte avant droite a été utilisé .

<ol><li>Hua, Y., Schallert, T., Keep, R. F., Wu, J., Hoff, J. T., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+Tests+After+Intracerebral+Hemorrhage+in+the+Rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Behavioral Tests After Intracerebral Hemorrhage in the Rat.</a> Stroke. 33, 2478-2484 (2002).</li>
<li>James, M., Warner, D., Laskowitz, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+Models+of+Intracerebral+Hemorrhage%3A+A+Translational+Perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Neurocritical+Care%22%5BJournal%5D)">Preclinical Models of Intracerebral Hemorrhage: A Translational Perspective.</a> Neurocritical Care. 9, 139-152 (2008).</li>
<li>Foerch, C., Arai, K., Jin, G., Park, K. -P., Pallast, S., van Leyen, K., Lo, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+Model+of+Warfarin-Associated+Intracerebral+Hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Experimental Model of Warfarin-Associated Intracerebral Hemorrhage.</a> Stroke. 39, 3397-3404 (2008).</li>
<li>Nakamura, T., Xi, G., Hua, Y., Schallert, T., Hoff, J. T., Keep, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracerebral+hemorrhage+in+mice%3A+model+characterization+and+application+for+genetically+modified+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Intracerebral hemorrhage in mice: model characterization and application for genetically modified mice.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 24, 487-494 (2004).</li>
<li>Rynkowski, M. A., Kim, G. H., Komotar, R. J., Otten, M. L., Ducruet, A. F., Zacharia, B. E., Kellner, C. P., Hahn, D. K., Merkow, M. B., Garrett, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+intracerebral+hemorrhage+using+autologous+blood+infusion%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protocols%22%5BJournal%5D)">A mouse model of intracerebral hemorrhage using autologous blood infusion.</a> Nat. Protocols. 3, 122-128 (2008).</li>
<li>Wang, J., Fields, J., Doré, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+an+improved+preclinical+mouse+model+of+intracerebral+hemorrhage+using+double+infusion+of+autologous+whole+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">The development of an improved preclinical mouse model of intracerebral hemorrhage using double infusion of autologous whole blood.</a> Brain Research. 1222, 214-221 (2008).</li>
<li>Zhao, X., Sun, G., Zhang, J., Strong, R., Song, W., Gonzales, N., Grotta, J. C., Aronowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematoma+resolution+as+a+target+for+intracerebral+hemorrhage+treatment%3A+Role+for+peroxisome+proliferator-activated+receptor+%CE%B3+in+microglia%2Fmacrophages%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Hematoma resolution as a target for intracerebral hemorrhage treatment: Role for peroxisome proliferator-activated receptor γ in microglia/macrophages.</a> Annals of Neurology. 61, 352-362 (2007).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Ce modèle chirurgical de l&#39;hémorragie intracérébrale chez des souris en utilisant les résultats autologues de sang dans l&#39;artère la queue un modèle reproductible d&#39;hémorragie spontanée ganglions basaux. Un modèle chez la souris CIH offre l&#39;avantage de la disponibilité des animaux transgéniques pour étudier la physiopathologie, mais leur petite taille les rend interventions neurochirurgicales techniquement plus difficile que dans les grands animaux. Le modèle de la collagénase...

Cadre stéréotaxique pour la neurochirurgie de la souris (Stoelting, 51925) Pompe microperfusion et le processeur (UMP-3 et Micro4, Instruments de précision mondiale, Sarasota, Floride) Plus chaudes de la souris (Stoelting, 50300) L&#39;anesthésie par inhalation de la souris (Braintree scientifique, EZ-AF9000) 25 uL étanche borosilicate Hamilton seringue avec piston enduits et aucune aiguille (Société de Hamilton, Reno, NV, une seringue 1702RN: 765401, ferrule: 30949, entretoise: 30946) l&#39;aiguille de silice fondue coupé à 2 cm de longueur (Hamilton, 17739) * Note Hamilton seringue et l&#39;aiguille de silice fondue peut être réutilisée pour des chirurgies multiples, si stérilisés avant chaque opération. Ces matériaux sont essentiels pour éviter la coagulation du sang. Gants chirurgicaux stériles Blouse chirurgicale, bonnet et un masque Betadine 75% d&#39;éthanol 27 g d&#39;aiguilles stériles (à usage unique) seringue stérile cc 1 (usage unique) stériles lame chirurgicale Cidex l&#39;eau stérile buprénorphine et l&#39;isoflurane gaze stérile carrés de papier de cire de paraffine Vétérinaire colle chirurgicale (Vetbond, 3M, St. Paul, MN)

injection de sang autologue au modèle spontané hémorragie intracérébrale chez la souris

Autologous Blood Injection to Model Spontaneous Intracerebral Hemorrhage in Mice

L'étude de la physiopathologie des lésions après une hémorragie cérébrale (ICH) nécessite un modèle animal reproductible. Bien que l'ICH représente 10 à 15 % de tous les accidents vasculaires cérébraux, aucun traitement spécifique et efficace n'existe encore. Le modèle d'injection de sang autologue chez la souris implique l'injection stéréotaxique de sang artériel dans les ganglions de la base, reproduisant ainsi une hémorragie hypertensive spontanée chez l'homme. La réponse à l'hémorragie peut ensuite être étudiée in vivo et les déficits neurocomportementaux quantifiés, permettant de décrire la pathologie consécutive et d'évaluer des agents thérapeutiques potentiels. La procédure décrite dans ce protocole utilise une technique d'injection double afin de minimiser le risque de reflux sanguin le long du trajet de l'aiguille, l'absence d'anticoagulants dans le système de pompage, et élimine tout espace mort et tout tube extensible dans le système.

Le modèle d&#39;injection de sang autologue d&#39;hémorragie intracérébrale chez la souris décrites dans ce protocole utilise la technique de double injection pour minimiser le risque de reflux du sang jusqu&#39;à la piste d&#39;aiguille, pas d&#39;anticoagulants dans le système de pompage, et élimine tous les espaces morts et tuyaux extensibles dans le système.

Injection de sang autologue au modèle spontané Hémorragie intracérébrale chez la souris

L'étude de la physiopathologie des lésions après une hémorragie intracérébrale (HIC) nécessite un modèle animal reproductible. Bien que l'HIC représente 10 à 15 %...

L'objectif général de cette procédure est de modéliser une hémorragie intracérébrale spontanée chez la souris afin d'étudier in vivo la pathologie persistante et les conséquences neurocomportementales. Cela est réalisé en préparant d'abord la souris pour la chirurgie. La queue ventrale et le cuir chevelu sont rasés et nettoyés.Ensuite, à l’aide des repères du crâne, un trou de trépanation précisément positionné est réalisé à travers le crâne. Troisièmement, du sang est prélevé de l’artère caudale et injecté stéréotaxiquement dans les ganglions de la base. L’aiguille d’injection est ensuite soigneusement retirée et l’incision est fermée.En fin de compte, des résultats peuvent être obtenus qui montrent une inflammation localisée, une mort cellulaire et un déficit neurologique grâce à l'immunohistochimie, la cytométrie en flux et des tests fonctionnels, entre autres méthodes. En général, les chercheurs novices dans cette procédure éprouveront des difficultés avec la coagulation sanguine, car la petite quantité de sang injectée coagulera dans le système pendant le temps nécessaire pour effectuer l'injection. Après avoir induit l'anesthésie avec de l'isoflurane, raser le cuir chevelu et

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Modèles animaux cliniquement pertinentes de l'hémorragie intracérébrale (HIC) sont nécessaires pour étendre notre connaissance des accidents vasculaires cérébraux hémorragiques et d'examiner de nouvelles stratégies thérapeutiques. Dans cette étude, nous décrivons et évaluons deux modèles ICH qui mettent en œuvre des injections unilatérales soit du sang total autologue ou la collagénase bactérienne dans les noyaux gris centraux (corpus striatum) de souris.

Hémorragie intracérébrale chez la souris Modélisation: L&#39;injection de sang autologue ou collagénase bactérienne

Cette vidéo montre la procédure d’établissement d’un modèle de rat d’hémorragie sous-arachnoïdienne. Un rat anesthésié est implanté avec des sondes pour mesurer la pression intracrânienne et le débit sanguin cérébral. Le site cible est identifié et l’aiguille est insérée dans une position pré-chiasmatique. Le sang autologue est ensuite injecté dans l’espace sous-arachnoïdien, augmentant la pression intracrânienne et diminuant le flux sanguin cérébral, établissant ainsi le modèle.

Etablissement d’un modèle de rat d’hémorragie sous-arachnoïdienne induite par injection sanguine autologue

Source : Tang, X. et. al., Hémorragie pontique massive par double injection de sang autologues. J. Vis. Exp. (2021)Ce protocole décrit l’infusion contrôlée de sang autologue dans la région pontique du cerveau d’un rat pour modéliser une hémorragie pontique massive. Le but est de simuler une hémorragie cérébrale localisée en augmentant la pression localisée.

Induction d’une hémorragie pontique massive dans un modèle de rat par injection sanguine autologue

Un modèle de souris standardisée de l'hémorragie sous-arachnoïdienne par intraluminal cercle de Willis perforation est décrit. perforation du navire et méningée saignements sont contrôlés par la surveillance de la pression intracrânienne. En outre différents paramètres vitaux sont enregistrées et contrôlées pour maintenir des conditions physiologiques.

Un modèle murin d&#39;hémorragie sous-arachnoïdienne

Des modèles précliniques d’hémorragie intracérébrale sont utilisés pour imiter certains aspects de la maladie clinique. Ainsi, les mécanismes de lésion et les stratégies thérapeutiques potentielles peuvent être explorés. Dans ce protocole, deux modèles d’hémorragie intracérébrale sont décrits, les injections intrastriatales (ganglions de la base) de sang autologue ou de collagénase.

Injection intrastriatale de sang autologue ou Clostridium collagénase comme modèles murins de Hémorragie intracérébrale

Nous avons décrit dans ce protocole un modèle normalisé d’hémorragie sous-rachnoïde (SAH) de souris par une double injection de sang entier autologue dans la magna de cisterna. Le degré élevé de normalisation de la procédure de double injection représente un modèle moyen à aigu de SAH avec une sécurité relative en ce qui concerne la mortalité.

Double injection directe de sang dans la Cisterna Magna comme modèle d’hémorragie subarachnoïde

Nous présentons un protocole pour établir un modèle massif d’hémorragie de pontine chez un rat par l’intermédiaire de la double injection du sang autologous.

Hémorragie pontine massive par double injection de sang autologue

L’hémorragie sous-arachnoïdienne continue de porter un lourd fardeau de mortalité et de morbidité chez l’homme. Pour faciliter la poursuite des recherches sur la maladie et sa physiopathologie, un modèle pré-chiasmatique à injection unique est présenté.

Injection unique pré-chiasmatique de sang autologue pour induire une hémorragie sous-arachnoïdienne expérimentale chez un rat

La maladie de Parkinson est une maladie neurodégénérative qui résulte de la dégénérescence des neurones dopaminergiques dans le système nerveux central, ce qui provoque des défauts de locomotion. modèles de roténone la maladie de Parkinson chez la drosophile. Le présent document décrit deux essais qui caractérisent les lacunes à la fois spontanées et surprendre induites locomotion causés par la roténone.

Méthodes pour caractériser spontanée et induite par Locomotion sursaut dans un modèle de la maladie de Parkinson induite de la roténone-de<em&gt; Drosophila</em

Nous décrivons ici une méthode pour établir un modèle de Zika Viro-induite microcéphalie chez la souris. Ce protocole inclut des méthodes pour l’inoculation intracérébrale embryonnaire, néonatale et adulte-stade du virus Zika.

Établir des modèles de souris pour troubles neurologiques Zika Viro-induite à l’aide de stratégies d’Injection intracérébrale : embryonnaires, néonatals et adultes

Découvrez la modélisation de l'hémorragie intracérébrale spontanée chez la souris par injection sanguine autologue stéréotaxique. Cette méthode permet d'étudier la pathologie cérébrale et les déficits neurologiques in vivo.

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