Name: Injection dinsuline et dextraction hémolymphe pour mesurer la sensibilité dinsuline dans les adultes Drosophila melanogaster /em (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: Découvrez comment mesurer la sensibilité à l'insuline chez Drosophila melanogaster adultes par injection d'insuline et extraction d'hémolymphe. Cette méthode permet d'évaluer l'action systémique de l'insuline sur le métabolisme du glucose.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par des subventions de la NIA à YW.CF (AG21068, AG31086).

1. Préparation de la solution d'insuline <ol><li> Préparer une nouvelle solution insuline bovine en dissolvant l'insuline dans le PBS pour obtenir la concentration de 0,01 mg / ml. L'insuline / PBS et le contrôle des solutions PBS doit être conservé sur la glace pendant toute la procédure d'injection. Ces solutions doivent être préparées avec 0,5% (v / v) bleu FD &amp; C non. 1 colorant alimentaire. </li></ol> 2. Préparation d'aiguille et l'injection Set-up <ol><li> Préparer des aiguilles de verre capillaire en utilisant une micropipette puller.The réglages suivants extracteur produire des aiguilles d'une qualité suffisante pour l'injection: la chaleur, 345; Pull, 210; vitesse, 100; Temps, 200 (100ms). Aiguilles fraîchement tiré doit être émoussé en appuyant sur la pointe grâce à un tissu Kimwipe. Ce processus supprime émousser la pointe allongée de résistance élevée et produit une pointe plus robuste avec un diamètre plus grand pore. </li><li> Placez les aiguilles émoussées tip-up dans un microtube contenant de l'insuline / solution de PBS ou du PBS seul. Capillaire résultats de l'action en arrière-remplissage de chaque aiguille. Observez la pointe de l'aiguille sous un stéréomicroscope pour s'assurer qu'aucune bulle d'air des débris ou apparaître au bout. Jeter les aiguilles qui ne remplissent pas proprement. </li><li> Insérer des aiguilles remplies dans le porte-aiguille microinjecteur manuel et la position du porte-aiguille avec un micromanipulateur sorte que l'aiguille est visible à travers une loupe binoculaire. Appliquer une pression positive sur la colonne de liquide dans l'aiguille en tournant le bouton du micromètre manuel microinjecteur attaché au piston de la seringue microinjecteur. </li><li> Vérifiez que la pression suffisante pour le déplacement du liquide a été appliquée en touchant un Kimwipe à la pointe de l'aiguille et la confirmation de l'écoulement du fluide. </li><li> Une fois que l'aiguille a été préparé pour l'injection, apposer un tableau d'étalonnage de la tige de l'aiguille avec du ruban adhésif clair, et amener la pointe de l'aiguille en lumière à travers une loupe binoculaire sous un grossissement de 20x. </li></ol> 3. Préparation Fly <ol><li> Dix jours d'âge mouches femelles sont utilisées pour des expériences d'injection. Recueillir des mouches dans les 24 h de l'éclosion. Anesthetize mouches avec du CO 2 humidifié sur un coussin de gaz, trier les mâles et les mouches femelles lieu dans des fioles contenant un étalon ou d'un régime de traitement. Maintenir mouches femelles sur les régimes expérimentaux pendant 10 jours. </li><li> Sur le dixième jour suivant l'éclosion et la séparation sur les régimes alimentaires expérimentaux, le transfert des mouches de leurs produits alimentaires contenant des flacons dans des flacons contenant 5 ml d'une fiche d'agar 2% et les affamer pour les 12-16 h. </li><li> Transfert des mouches affamées dans des flacons contenant des filtres de glucose à 10% à tremper pendant 1 heure avant l'injection d'insuline. </li><li> Brièvement anesthésier les mouches avec du CO 2 humidifié après le repas du glucose puis d'immobiliser froide eux sur la glace. </li></ol> 4. Procédure d'injection <ol><li> Saisir délicatement la mouche à froid immobilisé avec une paire de pinces fines et maintenez-le à proximité de la pointe de l'aiguille pour que la pointe est adjacente à la région antérieure du côté gauche du thorax de la mouche. Réunir les deux bout de l'aiguille et le thorax de la mouche en lumière sous la loupe binoculaire. </li><li> Déplacez doucement la volée vers la pointe de l'aiguille de sorte que l'aiguille touche le centre de la protubérance de la région du thorax prescutum laissé la mouche (Fig. 1). Une fois que la mouche est correctement orientés et alignés avec la pointe de l'aiguille, continuer à faire avancer la volée sur l'aiguille pour que l'aiguille empale le centre de la prescutum. </li><li> Appliquer une pression positive, au besoin en faisant progresser le piston de la seringue avec le bouton micromanipulateur l'microinjecteur jusqu'au 0,1 l de liquide a été injecté dans la volée. L'écoulement de fluide dans les hemocoel la mouche va donner une couleur bleue sur le côté gauche du thorax antérieur. Parfois on doit se rétracter et l'avance à plusieurs reprises pour déloger toute obstruction pointe de l'aiguille et de permettre l'écoulement du fluide. </li><li> Autoriser mouches injecté à récupérer dans des flacons de gélose à 2% pour les points de temps désigné avant l'extraction hémolymphe. </li></ol> 5. Collection hémolymphe <ol><li> Brièvement anesthésier les mouches avec du CO 2 à humidifié désiré points de temps après l'injection et la position de chaque mouche dorso-latéral vers le bas sur un ruban double face apposée sur la surface d'un CO 2 pad. Organiser des mouches, même dans les lignes avec des capsules tête alignée. On peut utiliser un bâton applicateur garni de bois pour faire pression sur leurs ailes dans le ruban adhésif et assurer l'immobilisation. </li><li> Une fois que les mouches sont fixés à la bande, saisir proboscis chaque mouche avec une pince fine et tirez vers la région ventrale et postérieure de la mouche de telle sorte que l'avant de la capsule de la tête est visible à travers le microscope stéréo. </li><li> Avec votre autre main et tout en maintenant la trompe en position, percer le centre de la capsule de la tête juste au-dessus de la suture ptilinal aide d'une aiguille de tungstène pointu (Fig. 2). Il faut être prudent à ne pas insérer l'aiguille trop loin car il est facile de frapper la pointe de l'aiguille à travers l'autre côté de la capsule céphalique et perdre contrôle des flux de l'hémolymphe. Crevaison mouches le tout dans un groupe d'injection avant de recueillir l'hémolymphe. </li><li> Une fois la capsule céphalique a été perforé, utilisez un bâton applicateur garni de bois pour appliquer doucement la pression à l'abdomen de la mouche. Il peut être utile de rouler les survoler afin qu'il repose sur sa face ventrale que vous appliquez une pression. Cette procédure va produire une goutte d'hémolymphe du site de ponction tête de la capsule. </li><li> Toucher une extrémité d'un tube de 1 microlitre microcapillaire à la goutte d'hémolymphe émergents du site de ponction tête de la capsule. L'hémolymphe va entrer dans le tube par capillarité. Déterminer et noter la quantité d'hémolymphe recueillies en cochant la colonne de fluide dans le tube microcapillaire contre un tableau de volume graduée. </li></ol> 6. Détermination du glucose hémolymphe <ol><li> Ejecter échantillons hémolymphe en microplaque contenant 100 ul de réactif glucose Infinity. Gardez la plaque sur la glace pendant le chargement des échantillons d'hémolymphe. </li><li> Établir une courbe standard en chargeant séparément 1 pl chacune des solutions mères de glucose à 50 mM, 25mm, 12.5mm, 6.25mm et 3.125mM. </li><li> Incuber les échantillons à 37 ° C pendant 10 minutes. </li><li> Détecter l'absorbance à 340 nm. </li><li> Compte pour le volume de l'hémolymphe recueillies et déterminer la concentration en glucose de l'échantillon basée sur la courbe standard avec des concentrations de glucose connue. </li></ol> 7. Les résultats représentatifs Une réponse à l'insuline typiques de tolérance est détecté dans l'insuline injectée-mouches, où une baisse des taux circulants de glucose est détecté 15 minutes après l'injection. En revanche, une telle réponse n'est pas vu dans mouches PBS injecté (Fig. 3). Cette réponse de l'élimination du glucose périphériques continue de l'insuline injectée-mouches jusqu'à 30 minutes après l'injection. Nous faisons régulièrement l'extrait de 0,2 à 0,5 l de l'hémolymphe par 4-5 mouches dans chaque groupe d'injection. Trois groupes d'injection sont inclus dans chaque expérience. <img src="/files/ftp_upload/2722/2722fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Le côté gauche du thorax montrant la drosophile site d'insertion d'aiguille (modification du Demerec, 1950) 7. Insérez l'aiguille dans le centre de la prescutum sur la partie antérieure, région dorsale du côté gauche du thorax. <img src="/files/ftp_upload/2722/2722fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Vue frontale de la tête de la drosophile, montrant l'emplacement de ponction pour l'extraction de l'hémolymphe (modification du Demerec, 1950) 7. Piquer la capsule de la tête avec une sonde de tungstène finement aiguisé dans le centre de la capsule de la tête juste au-dessus de la suture ptilinal. <img src="/files/ftp_upload/2722/2722fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Une réponse à l'insuline typiques de tolérance détecté chez les adultes contre les mouches. Contrôle des mouches w 1118 ont été injectés avec de l'insuline bovine (1 ng dans PBS) ou PBS. Les mouches dans des groupes de reproduire ont ensuite été autorisés à récupérer pour les minutes 0, 15 ou 30 et les niveaux de glucose circulant ont été mesurés.

<ol><li>Rulifson, E. J., Kim, S. K., Nusse, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ablation+of+insulin-producing+neurons+in+flies%3A+growth+and+diabetic+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Ablation of insulin-producing neurons in flies: growth and diabetic phenotypes.</a> Science. 296, 1118-1118 (2002).</li>
<li>Kim, S. K., Rulifson, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conserved+mechanisms+of+glucose+sensing+and+regulation+by+Drosophila+corpora+cardiaca+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Conserved mechanisms of glucose sensing and regulation by Drosophila corpora cardiaca cells.</a> Nature. 431, 316-316 (2004).</li>
<li>Broughton, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longer+lifespan%2C+altered+metabolism%2C+and+stress+resistance+in+Drosophila+from+ablation+of+cells+making+insulin-like+ligands%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Longer lifespan, altered metabolism, and stress resistance in Drosophila from ablation of cells making insulin-like ligands.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 102, 3105-3105 (2005).</li>
<li>Haselton, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+ablation+of+adult+Drosophila+insulin-producing+neurons+modulates+glucose+homeostasis+and+extends+life+span+without+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Cycle%22%5BJournal%5D)">Partial ablation of adult Drosophila insulin-producing neurons modulates glucose homeostasis and extends life span without insulin resistance.</a> Cell Cycle. 9, 3063-3063 (2010).</li>
<li>Haselton, A. T., Fridell, Y. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+Drosophila+melanogaster+as+a+model+for+the+study+of+glucose+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+%28Albany+NY%29%22%5BJournal%5D)">Adult Drosophila melanogaster as a model for the study of glucose homeostasis.</a> Aging (Albany NY). 2, 523-523 (2010).</li>
<li>Belgacem, Y. H., Martin, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disruption+of+insulin+pathways+alters+trehalose+level+and+abolishes+sexual+dimorphism+in+locomotor+activity+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Disruption of insulin pathways alters trehalose level and abolishes sexual dimorphism in locomotor activity in Drosophila.</a> J Neurobiol. 66, 19-19 (2006).</li>
<li>Demerec, M. Biology of Drosophila. , John Wiley & Sons. New York. (1950).</li>
</ol>

La technique décrite dans ce rapport est potentiellement utile dans toute étude qui examine les processus physiologiques entraînant des altérations décelables dans la composition de l&#39;hémolymphe de drosophile. En combinant l&#39;injection et la collecte de l&#39;hémolymphe de cette manière, il est possible de déterminer les effets immédiats physiologiquement pertinents d&#39;un traitement expérimental particulier ou de manipulation. Le principal avantage de cette «saignée» la technique dans la collecte de l...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom du réactif / équipements </th><th> Société </th><th> Numéro de catalogue </th></tr><tr><td> L&#39;insuline bovine </td><td> Sigma </td><td> I5500 </td></tr><tr><td> Réactif du glucose Infinity </td><td> Thermo Electron Corporation </td><td> TR1541 </td></tr><tr><td> Manuel microinjecteur </td><td> Instrument Sutter </td><td></td></tr><tr><td> P-87 Flamming / Brown micropipette extracteur </td><td> Instrument Sutter </td><td></td></tr><tr><td> Simple cylindre en verre de borosilicate capillaires </td><td> Systèmes AM </td><td> 626000 </td></tr><tr><td> FD &amp; C bleu n º 1 </td><td> McCormick &amp; Company </td><td></td></tr><tr><td> 1 pl tubes microcapillaires </td><td> Drummond </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipulateur manuelle à trois axes et de la base </td><td> Instruments de précision du monde </td><td></td></tr></tbody></table>

injection d&#39;insuline et d&#39;extraction hémolymphe pour mesurer la sensibilité d&#39;insuline dans les adultes drosophila melanogaster</em

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conservé en nutriments des mécanismes de détection existent entre les mammifères et la mouche des fruits, où les peptides ressemblant d&#39;insuline et de glucagon chez les mammifères, respectivement la fonction de maintenir l&#39;homéostasie du glucose au cours du développement 1,2 stades larvaires. Les études sur les mouches adultes largement post-mitotiques ont révélé une perturbation de l&#39;homéostasie du glucose comme le résultat d&#39;ablation génétique de l&#39;insuline-like peptide (PAI) de cellules productrices (IPC) 3. Ainsi, les mouches à fruits pour adultes sont très prometteurs en tant que système modèle génétique adapté à des troubles métaboliques, y compris le diabète de type II. Pour développer davantage le système de la mouche des fruits, des dosages physiologiques comparables utilisés pour mesurer la tolérance au glucose et la sensibilité à l&#39;insuline chez les mammifères doivent être établis. À cette fin, nous avons récemment décrit une nouvelle procédure pour la mesure de la réponse orale de tolérance au glucose chez la mouche adulte et démontré l&#39;importance d&#39;IPC pour adultes dans le maintien de l&#39;homéostasie du glucose 4,5. Ici, nous avons modifié la procédure décrite précédemment pour 6 injections d&#39;insuline et l&#39;a combiné avec une méthode d&#39;extraction hémolymphe roman pour mesurer la sensibilité périphérique à l&#39;insuline chez la mouche adulte. Unique, notre protocole permet des mesures physiologiques directs de la capacité de la mouche adulte est de disposer d&#39;une charge en glucose périphériques après injection d&#39;insuline, une méthodologie qui rend possible de caractériser les mutants signalisation de l&#39;insuline et les interventions possibles concernant la tolérance au glucose et la sensibilité à l&#39;insuline chez la mouche adulte.

Signalisation de l&#39;insuline conservées voies trouvés dans la mouche des fruits<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Faire de cet organisme un outil potentiel pour la modélisation des troubles métaboliques, notamment le diabète de type II. À cette fin, il est essentiel d&#39;établir des analyses physiologiques pour mesurer efficacement l&#39;insuline d&#39;action systémique dans l&#39;élimination du glucose périphérique dans la mouche adulte.

Injection d&#39;insuline et d&#39;extraction hémolymphe pour mesurer la sensibilité d&#39;insuline dans les adultes Drosophila melanogaster</em

Des mécanismes conservés de détection des nutriments existent entre les mammifères et la drosophile, où des peptides ressemblant respectivement à l'insuline et au glucagon mammaliens assurent la fonction...

L'objectif général de cette procédure est de mesurer les effets de l'insuline injectée sur les niveaux de glucose hémolymphatiques chez des drosophiles mélano gasters adultes. Ceci est réalisé en permettant d'abord à des mouches privées de nourriture d'ingérer une solution concentrée de glucose. La deuxième étape de la procédure consiste à injecter de l'insuline à des mouches préalablement nourries au glucose.La troisième étape de la procédure consiste à prélever un échantillon d'hémolymphe non contaminé. La dernière étape de la procédure est de déterminer la concentration de glucose dans l'hémolymphe. En définitive, des résultats peuvent être obtenus qui montrent que l'insuline exogène facilite l'élimination du glucose chez Esof la Melan gaster par spectrométrie.L'avantage principal de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme le prélèvement sanguin par décapitation des adultes, est qu'elle minimise la contamination par le contenu intestinal. Contamination de l'échantillon de lymphe hémale : collectez les mouches dans les 24 heures suivant l'occlusion en les anesthésiant à l'aide de dioxyde de carbone humidifié. Sélectionnez les mouches femelles et placez-les dans des vials contenant un milieu standard.Laisser les mouches vieillir pendant 10 jours. Après 10 jours, transférer les mouches dans des flacons contenant un bouchon de 5 millilitres de 2 %aros et les priver de nourriture pendant 12 à 16 heures. Transférer les mouches affamées dans des flacons contenant du papier filtre imprégné de 10 %glucose pendant une heure avant l'injection d'insuline ; pour préparer la solution d'insuline à injecter, dissoudre de l'insuline bovine dans du tampon salin phosphate à une concentration finale de 0,01 milligramme par millilitre.Préparez également une solution témoin contenant uniquement du PBS. Ajoutez un colorant alimentaire bleu aux solutions d'insuline et témoin jusqu'à une concentration finale de 0,5 %, et maintenez les deux solutions sur de la glace pendant toute la durée de la procédure. Rendre les extrémités des aiguilles en verre fraîchement tirées émoussées en les faisant passer à travers un essuie-tout Kim.Pour créer une pointe rigide avec un diamètre de pore plus grand, placez la pointe émoussée des aiguilles vers le haut dans un tube microfuge contenant soit la solution d'insuline, soit la solution témoin, et laissez l'action capillaire remplir les aiguilles par aspiration. Vérifiez chaque aiguille en recherche de bulles sous un microscope stéréo et écartez celles qui ne se sont pas remplies uniformément. Insérez les aiguilles remplies dans le porte-aiguille du micro-injecteur manuel et positionnez le porte-aiguille à l’aide d’un micromanipulateur afin que la pointe de l’aiguille soit visible à travers le microscope stéréo.Appliquez une pression positive sur la colonne de fluide dans l'aiguille en tournant le bouton micrométrique fixé au piston de la seringue du microinjecteur. Touchez la pointe de l'aiguille avec un chiffon chimique afin de vérifier que la pression est suffisante pour l'écoulement du fluide. Une fois l'aiguille préparée pour l'injection, fixez un tableau de calibration sur la tige de l'aiguille à l'aide d'un ruban adhésif transparent et mettez la pointe de l'aiguille au point à travers un microscope stéréo avec un grossissement de 20 x.Anesthésiez brièvement les mouches nourries au glucose avec du dioxyde de carbone humidifié et placez-les sur un coussin de glace pour poursuivre l'anesthésie au microscope stéréo. Saisissez une mouche à l’aide d’une pince fine et maintenez-la près de l’aiguille de sorte que la pointe soit adjacente à la région antérieure du côté gauche de la mouche. Au niveau du thorax, mettez simultanément au point la pointe de l’aiguille et le thorax de la mouche.Déplacez délicatement la drosophile vers l'extrémité de l'aiguille afin que celle-ci touche le centre de la protubérance de la région présomptive gauche de la drosophile. Continuez d'avancer la drosophile sur l'aiguille pour que celle-ci transperce le centre de la présomption. Appliquez une pression positive en poussant le piston de la seringue à l'aide du bouton du micromanipulateur du micro-injecteur jusqu'à 0,1.Un microlitre de solution d'insuline ou de solution témoin a été injecté dans la drosophile. L'injection conférera une couleur bleue au côté gauche du thorax antérieur. Laisser les drosophiles injectées se rétablir dans des boîtes Aros à 2 % en groupes répliqués pendant 0, 15 et 30 minutes avant l'extraction de l'hémolymphe, puis fixer un morceau de ruban adhésif double face sur le tampon au dioxyde de carbone pendant le temps nécessaire.Anesthésiez les mouches du groupe zéro et disposez-les sur le ruban en rangées régulières, côté dorsal vers le bas, avec leurs capsules céphaliques alignées. Une fois les mouches fixées au ruban, saisissez le proboscis d'une mouche à l'aide de pinces fines et tirez doucement vers la région ventrale puis postérieure afin que la partie antérieure de la capsule céphalique devienne visible. Tout en maintenant le proboscis en place, percez la capsule céphalique au-dessus de la suture frontale à l'aide d'une aiguille fine en tungstène, en prenant soin de ne pas traverser entièrement la tête.Une fois que toutes les mouches ont été perforées, utilisez un bâtonnet en bois taillé pour appliquer une pression douce sur l'abdomen de la mouche. Cela produira une petite goutte d'hémolymphe au niveau du site de perforation de la capsule céphalique. Touchez l'extrémité d'un capillaire microscopique d'un microlitre avec la goutte d'hémolymphe.Déterminez et enregistrez la quantité de lymphe hémolymphatique recueillie en comparant la colonne de liquide dans le tube capillaire microscopique à un tableau de volumes gradué ; à l’aide d’un spectrophotomètre, détectez l’absorbance à 340 nanomètres et déterminez la concentration en glucose. Les mouches de type sauvage injectées avec la solution d’insuline bovine ont montré une diminution des taux de glucose dans la lymphe hémolymphatique aux points temporels de 15 et 30 minutes après l’injection, par rapport aux mouches injectées avec la solution contrôle. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la méthode d’injection de petits volumes de solution chez la drosophile adulte, de la technique d’extraction de l’hémolymphe chez la drosophile adulte, ainsi que de la détermination de la concentration en glucose dans l’hémolymphe de la drosophile adulte selon cette procédure.D'autres expériences, telles que la concentration en protéines, leur dosage, et le dosage de la concentration en triglycérides dans l'hémolymphe, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions comme : comment l'insuline affecte-t-elle des aspects connexes du métabolisme des nutriments chez la drosophile adulte ?

insulin-injection-hemolymph-extraction-to-measure-insulin-sensitivity

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Hémocytes drosophile se dispersent sur ​​l'ensemble de l'embryon en développement. Ce protocole démontre comment monter et à l'image de ces migrations à partir d'embryons avec les hémocytes marqués par fluorescence.

En direct de l&#39;imagerie Drosophila melanogaster Migrations hémocytaires embryonnaires

Cette vidéo décrit comment effectuer une injection de mouches adultes vivantes et comprend un exemple de protocole dans lequel des particules marquées et du bleu de trypan sont injectés dans l’abdomen des mouches pour doser la phagocytose.

Injection de mouches drosophiles adultes : méthode d’administration d’un composé ou d’une étiquette

L’hémolymphe de la drosophile sert à la fois de sang et de liquide interstitiel, circulant dans tout le corps pendant les stades larvaire et adulte. Cette vidéo décrit un protocole de collecte de l’hémolymphe larvaire afin de quantifier les cellules circulantes.

Rupture des cuticules : une méthode pour collecter l’hémolymphe des larves de drosophile

Cet article décrit une méthode de mesure de l’oxydation du carburant chez Drosophila melanogaster dans laquelle des traces de substrats métaboliques spécifiques radiomarqués sont administrées à des mouches. LeCO2 radiomarqué expiré qui est produit par l’oxydation du combustible est collecté et mesuré.

Mesure de dioxyde de carbone de production de radiomarqué Substrats en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Le dosage CApillary FEeder (CAFE) est une méthode simple, économique et très fiable pour étudier les mécanismes sous-jacents à l’apport alimentaire. Utilisé avec l’organisme modèle génétique très polyvalent Drosophila melanogaster, il fournit un moyen puissant d’obtenir de nouvelles connaissances sur les mécanismes de régulation de l’apport alimentaire.

Capillaire Feeder Assay mesures prise alimentaire dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Cette méthode montre comment visualiser invasion de pathogènes dans les cellules d’insectes avec des modèles tridimensionnels (3D). Hémocytes de larves de drosophile étaient infectées par des pathogènes virus ou bactériens, ex vivo ou in vivo. Hémocytes infectés ont été ensuite fixe et teintés d’imagerie avec un microscope confocal et la reconstruction cellulaire 3D ultérieure.

Extraction des hémocytes de larves de drosophile d’Infection microbienne et d’analyse

Cet article décrit un protocole pour ex vivo imagerie calcique du cerveau drosophile . Dans cette méthode, des composés naturels ou synthétiques peuvent être appliqués à la mémoire tampon pour tester leur capacité à activer les neurones particulières dans le cerveau.

Ex Vivo Imagerie calcique pour visualiser le cerveau réponses à signalisation endocrinienne chez la drosophile

Ce protocole décrit un essai de phagocytose in vivo chez l’adulte Drosophila melanogaster pour quantifier la reconnaissance phagocyte et apurement des infections microbiennes.

Évaluation de la réponse immunitaire cellulaire de la drosophile, Drosophila melanogaster, à l’aide d’un test In Vivo la phagocytose

L'intégrité de la barrière hémato-encéphalique est essentielle à la fonction du système nerveux. Dans Drosophila melanogaster, la barrière hémato-encéphalique est formée par les cellules gliales au cours de l'embryogenèse tardive. Ce protocole décrit les méthodes à essayer pour la formation et l'entretien de barrière hémato-encéphalique dans les embryons de D. melanogaster et les larves de troisième instar.

Analyse de l'intégrité de la barrière hémato-encéphalique dans le mélanogaster Drosophila

Ce protocole décrit un test in vivo de phagocytose utilisé pour évaluer et quantifier la capacité des jeunes et âgés Drosophila melanogaster hémocytes aux bactéries phagocytose.

Évaluation de la capacité phagocytique spécifique à l’âge des hémocytes adultes de Drosophila melanogaster à l’aide d’un test de phagocytose in vivo

Les mouches adultes Drosophila melanogaster ont été largement utilisées comme organismes modèles pour étudier les mécanismes moléculaires sous-jacents aux réponses immunitaires innées antimicrobiennes de l’hôte et les stratégies d’infection microbienne. Pour promouvoir le stade larvaire de D. melanogaster en tant que système modèle supplémentaire ou alternatif, une technique d’injection larvaire est décrite.

Drosophila melanogaster Protocole d’injection de larves

Découvrez comment mesurer la sensibilité à l'insuline chez Drosophila melanogaster adultes par injection d'insuline et extraction d'hémolymphe. Cette méthode permet d'évaluer l'action systémique de l'insuline sur le métabolisme du glucose.

Injection dinsuline et dextraction hémolymphe pour mesurer la sensibilité dinsuline dans les adultes Drosophila melanogaster /em (Vidéo) | JoVE Journal

Injection d'insuline et d'extraction hémolymphe pour mesurer la sensibilité d'insuline dans les adultes Drosophila melanogaster

Explorer plus de vidéos