Name: Manuel de retenue et communes voies dadministration composés chez la souris et le rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-26T12:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 10 s
Description: Apprenez les techniques de contention manuelle et les voies d'administration de composés chez la souris et le rat. Cette méthode permet de manipuler les animaux en toute sécurité pour la recherche biomédicale.

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La recherche présentée ici a été soutenu par Charles River.

<ol><li>Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+routes+of+administration+and+factors+to+consider%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider.</a> JAALAS. 50, 600-613 (2011).</li>
<li>Diehl, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Toxicol%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J. Appl. Toxicol. 21, 15-23 (2001).</li>
<li>Hurst, J. L., West, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taming+anxiety+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Taming anxiety in laboratory mice.</a> Nat. Methods. 7, 825-826 (2010).</li>
<li>Maurer, B. M., Döring, D., Scheipl, F., Küchenhoff, H., Erhard, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+gentling+programme+on+the+behaviour+of+laboratory+rats+towards+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of a gentling programme on the behaviour of laboratory rats towards humans.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 111, 329-341 (2008).</li>
<li>Cloutier, S., Newberry, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+conditioning+technique+to+reduce+stress+associated+with+repeated+intra-peritoneal+injections+in+laboratory+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Anim.+Behav.+Sci%22%5BJournal%5D)">Use of a conditioning technique to reduce stress associated with repeated intra-peritoneal injections in laboratory rats.</a> Appl. Anim. Behav. Sci. 112, 158-173 (2008).</li>
<li>Romanovsky, A. A., Kulchitsky, V. A., Simons, C. T., Sugimoto, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methodology+of+fever+research%3A+why+are+polyphasic+fevers+often+thought+to+be+biphasic%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Methodology of fever research: why are polyphasic fevers often thought to be biphasic.</a> Am. J. Physiol. 275, 332-338 (1998).</li>
<li>Turner, P. V., Pekow, C., Vasbinder, M. A., Brabb, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Administration+of+substances+to+laboratory+animals%3A+equipment+considerations%2C+vehicle+selection%2C+and+solute+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Administration of substances to laboratory animals: equipment considerations, vehicle selection, and solute preparation.</a> JAALAS. 50, 614-627 (2011).</li>
<li>Lukas, G., Brindle, S. D., Greengard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+route+of+absorption+of+intraperitoneally+administered+compounds%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">The route of absorption of intraperitoneally administered compounds.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 178, 562-564 (1971).</li>
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<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LAT+Training+Manual%22">LAT Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>AALAS. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22LATg+Training+Manual%22">LATg Training Manual</a>. , AALAS. (2009).</li>
<li>Barnett, S. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarnett%2C+SW+%22Manual+of+Animal+Technology%22">Manual of Animal Technology</a>. , Wiley-Blackwell. 440(2007).</li>
<li>Baumans, V., Pekow, C. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaumans%2C+V+%22Handbook+of+Laboratory+Animal+Science%22">Handbook of Laboratory Animal Science</a>. Hau, J., Schapiro, S. J. 1, CRC Press. 401-446 (2010).</li>
<li>Bogdanske, J. J., Hubbard-Van Stelle, S., Riley, M. R., Schiffman, B. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBogdanske%2C+JJ+%22Laboratory+Mouse+Procedural+Techniques%22">Laboratory Mouse Procedural Techniques</a>. , CRC Press. (2011).</li>
<li>Danneman, P., Suckow, M. A., Brayton, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDanneman%2C+P+%22The+Laboratory+Mouse%22">The Laboratory Mouse</a>. , CRC Press. (2000).</li>
<li>Sharp, P. E., La Regina, M. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSharp%2C+PE+%22The+Laboratory+Rat%22">The Laboratory Rat</a>. , CRC Press. (1998).</li>
</ol>

Les auteurs sont des employés de Charles River.

Ce protocole doit être considéré comme une introduction à la manipulation des animaux et de l&#39;administration de substances destinées à compléter la formation pratique fournie à l&#39;installation du chercheur. Les moyens de retenue qui seront utilisés et les voies d&#39;administration de la substance doit être pris en compte dans la conception expérimentale et lorsque le protocole de recherche ou comité d&#39;éthique de protocole est écrit. Formation en liées aux animaux procédures est essentielle à la réussite de la recherche. Pour effectuer la plupart des expériences, les animaux doivent être manipulés par du personnel de recherche, et meilleure est la manipulation des animaux, moins souligné l&#39;animal 3. Habituer les animaux au contact humain douce peut réduire le stress et les animaux sujets de recherche plus traitables 4,5. Gérer le stress a été démontré qu&#39;elle affecte certains types de recherche 6 et il est possible qu&#39;elle peut affecter les autres aussi. De retenue des rongeurs doit être accompli avec soin, mais la manipulation cabinet (une tentativeprise en main est susceptible de causer des blessures à des rongeurs et gestionnaire) et doit être la plus courte durée possible. Méthodes de contention sont généralement choisis en fonction de la taille de l&#39;animal ou l&#39;accès demandé. Par exemple, la manipulation des rats adultes par la peau, bien que possible, est souvent rencontré une forte résistance par le rat, en particulier si le gestionnaire est inexpérimenté. La tenue d&#39;une souris ou rat à la main peuvent rendre l&#39;accès aux veines de la queue difficile et un dispositif de retenue est souvent choisi pour garder l&#39;animal le plus immobile possible. Lorsque les chercheurs de manipuler les animaux, ils cherchent souvent à administrer un composé ou biologique pour une étude plus approfondie. La voie d&#39;administration de substances peuvent affecter l&#39;absorption, la biodisponibilité et l&#39;aptitude à une expérience particulière. Familiarité avec les différentes voies devraient fournir aux chercheurs la possibilité d&#39;administrer leur substance de la meilleure façon possible pour leurs recherches. Par exemple, un itinéraire qui favorise l&#39;absorption rapide d&#39;une substance, Comme la voie intraveineuse ou intrapéritonéale, ne doit pas être utilisé si le chercheur veut administrer la substance d&#39;une manière plus lente à action prolongée. Commentaires récents de certaines de ces techniques et des considérations de volume, de l&#39;équipement, et de soluté peut être trouvée dans deux articles par Turner et al. 1,7 Chaque fois que les substances doivent être administrées aux rongeurs de laboratoire, il faut tenir compte de la taille de l&#39;équipement et du volume de la substance (présentées dans le tableau 1). Du matériel mal dimensionné ou de grandes quantités peuvent provoquer des malaises, des blessures ou la mort de l&#39;animal. En général, les substances administrées par voie parentérale sont stériles, sauf si les objectifs de recherche rendrait cela impossible (c&#39;est-à-études bactériennes). Composés et produits biologiques doivent être dans un soluté ou d&#39;un véhicule qui aura le moins d&#39;effet sur l&#39;animal. A pH physiologique (7,3 -7,4) est généralement bien accepté, surtout pour les sous-cutanée, intramusculaire et intraperitoneal routes. Niveaux de pH non physiologiques en substances administrées par ces voies peut entraîner des douleurs ou de la nécrose et de lésions tissulaires. Plus larges gammes de pH sont tolérés avec des routes intra-gastrique et intraveineuse 7. Chez les petits rongeurs, une autre considération importante est la possibilité de refroidir si de grandes quantités de liquides à température ambiante sont donnés. Si des liquides sont administrés par voie intraveineuse ou intrapéritonéale, en particulier à l&#39;appui d&#39;un animal malade, ils doivent être chauffés à la température du corps (37 ° C). Les voies d&#39;administration abordées dans ce protocole sont ceux couramment utilisés dans de nombreux programmes de recherche, sont simples à maîtriser, et ne nécessitent généralement pas d&#39;anesthésie. Une variété presque infinie de voies d&#39;administration sont possibles, cependant, y compris intracrânienne, intrathécale, épidurale, intra-trachéale, intra-osseuse, et intra-articulaire pour n&#39;en citer que quelques-uns. La formation à ces itinéraires spécialisés de l&#39;administration devraient être recherchés auprès des gens WHo ont une vaste expérience de la route et de bons résultats. Chez les rongeurs, la voie intranasale est généralement utilisée pour étudier les substances introduites dans les poumons par l&#39;intermédiaire d&#39;un plus «naturelle»; méthode que l&#39;instillation intratrachéale. Les souris et les rats sont obligatoires nez respirent, afin de les inciter à inhaler de très petites quantités de liquide n&#39;est pas difficile, même chez des animaux conscients. Depuis la muqueuse nasale est bien fourni avec des vaisseaux sanguins, l&#39;administration intranasale de certaines substances peut être similaire à l&#39;administration intraveineuse. Cette route n&#39;est pas recommandé chez les animaux atteints de rhinite, cependant, que cela puisse compromettre l&#39;absorption. Les tentatives pour administrer de grandes quantités par voie intranasale peut entraîner une dyspnée ou la noyade de l&#39;animal. Les injections intramusculaires assurer une absorption rapide des substances. Les injections intramusculaires peut être difficile chez les rats et les souris en raison de leur petite taille et de muscles en conséquence petites. Ils sont réalisés dans la patte arrières. En raison de la possibilité de dommages du nerf sciatique, le quadriceps femoris est le muscle de choix. Bien que les deux sous-cutanée et intradermique impliquer la peau, il existe des différences entre la biodisponibilité des substances placées dans la peau vs l&#39;hypoderme. Administration sous-cutanée est souvent considéré comme un &quot;dépôt&quot; de route, avec une absorption plus lente que d&#39;autres voies, comme par voie intraveineuse ou intrapéritonéale. L&#39;administration intradermique est utilisé pour de très petits volumes de substances, généralement des substances immunostimulantes comme adjuvant d&#39;antigène mélanges. Dans les deux cas, les substances administrées doivent avoir un pH physiologique et non irritant. Intradermique ou sous-cutanée ne doit pas être effectuée dans la nuque, car il s&#39;agit d&#39;un site souvent utilisé pour empêcher les rongeurs. L&#39;administration intraveineuse et intrapéritonéale sont souvent considérés comme équivalents chez les rongeurs. Intraveineuse de dosage fournir plus rAudioPID absorption de composés, cependant, alors que l&#39;administration intrapéritonéale doit être considéré comme à peu près équivalent à une administration orale 8. Des précautions doivent être prises par voie intrapéritonéale avec des composés administrés, car ils peuvent causer de la douleur si elle est mal tamponnée. La voie courante d&#39;administration en bolus intraveineux chez les rongeurs se fait par les veines de la queue. Si l&#39;administration chronique par voie intraveineuse d&#39;une substance est souhaitée, l&#39;implantation des canules veineuse ou artérielle doit être envisagée. Substances administrées par voie intraveineuse doit être livré de manière aseptique et doit être montré pour être sûr d&#39;administrer par voie intraveineuse. Par exemple, les substances qui peuvent induire une hémolyse, la thrombose, vasculite ou ne sont pas appropriées pour une administration intraveineuse. La route gavage intragastrique ou orale est souvent utilisé pour imiter une voie de dosage fréquente chez l&#39;homme. Il permet également le dosage précis de substances par rapport à une administration orale dans la nourriture ou l&#39;eau. Biodisponibilité des composésadministré par gavage varie en fonction de l&#39;état nourri / jeun de l&#39;animal, ainsi que le soluté ou d&#39;un véhicule du composé ou biologique. Aiguilles gavage ou alimentation doit être de la taille appropriée pour l&#39;animal qui est utilisé, et doit être nettoyé entre les animaux, si aiguilles jetables gavage ne sont pas pratiques. Les blessures causées par gavage ne sont pas rares et incluent le dépôt de la substance dans le poumon ou la rupture de l&#39;estomac ou de l&#39;œsophage. La formation devrait être supervisé par un parti expérimenté et engagé sur les animaux euthanasiés en premier, puis les animaux anesthésiés (qui seront euthanasiés) avant gavage sur des animaux éveillés est tentée. Premières tentatives de gavage sur des animaux éveillés devrait impliquer les animaux de taille moyenne et de petits volumes d&#39;une substance, telle qu&#39;une solution saline, qui ne sera pas causer des blessures si la procédure se passe mal. Les animaux doivent être soigneusement évaluée pour des signes de détresse, comme haletant, virant au bleu, des saignements ou une salivation excessive, après le gavage et euthanasiés si nécessaire. Si euthAnasia est nécessaire, l&#39;animal doit être soumis à une autopsie pour déterminer la cause de la procédure de gavage a échoué.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Aiguilles </td><td> Divers </td><td> Divers </td><td> Les aiguilles sont vendues par calibre et la longueur. Vérifiez à la fois avant de commander. </td></tr><tr><td> Seringues </td><td> Divers </td><td> Divers </td><td> Toujours choisir une taille appropriée pour le volume à administrer. </td></tr><tr><td> DecapiCones </td><td> Braintree scientifique </td><td> DC-200, DCL-120, MDC-200 </td><td> Disponible chez la souris et le rat tailles. </td></tr><tr><td> Restrainer rongeurs </td><td> Harvard Apparatus, Braintree scientifique, Plas-Labs, d&#39;autres </td><td></td><td> Disponible en plexiglas transparent, en plastique réglable, et de taille pour les souris et les rats. </td></tr><tr><td> 50 ml tube conique </td><td> Divers </td><td> &amp; Nbsp; </td><td></td></tr><tr><td> Aiguilles d&#39;alimentation </td><td> VWR, Popper and Sons </td><td> Divers </td><td> Monter le calibre de l&#39;aiguille et de la longueur des animaux tels que décrits ci-dessus. Les deux aiguilles jetables et réutilisables d&#39;alimentation sont disponibles. </td></tr></tbody></table>

manuel de retenue et communes voies d&#39;administration composés chez la souris et le rat

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

Etre capable de maîtriser en toute sécurité et efficacement souris et les rats est une partie importante de la recherche. Travailler en toute confiance et humainement, avec souris et les rats nécessite une compétence de base dans les méthodes de manipulation et de contention. Cet article présente les principes de base nécessaires pour manipuler de façon sécuritaire les animaux. D&#39;une seule main, deux mains, et la retenue des objets de retenue spécialement conçus seront illustrés. Souvent, une autre partie de la recherche ou de l&#39;utilisation de contrôle des animaux est l&#39;administration efficace de composés à des souris et des rats. Bien qu&#39;il existe un grand nombre de voies d&#39;administration possibles (limité seulement par la taille et les organes de l&#39;animal), la plupart ne sont pas utilisés régulièrement dans la recherche. Cette vidéo illustre plusieurs des routes les plus courants, y compris par voie intraveineuse, intramusculaire, sous-cutanée et gavage oral. Le but de cet article est d&#39;exposer un spectateur peu familier avec ces techniques à des restrictions de base et des voies d&#39;administration de substances. Cette vidéone remplace pas les mains sur la formation nécessaires à votre installation, mais est destiné à augmenter et compléter cette formation.

Travailler en toute sécurité et humainement avec les rongeurs de recherche nécessite une compétence de base dans les méthodes de manipulation et de contention. Cet article présente les principes de base nécessaires pour manipuler de façon sécuritaire et efficace administrer des composés à des souris et des rats.

Manuel de retenue et communes voies d&#39;administration composés chez la souris et le rat

L'aptitude à immobiliser les souris et les rats de manière sûre et efficace constitue un aspect important de la conduite de la recherche. Travailler avec assurance et humanité avec les souris et...

L'objectif général de la vidéo suivante est de familiariser le spectateur avec diverses techniques utilisées pour la contention manuelle et l'administration de composés chez les souris et les rats. Les souris et les rats peuvent être contenus à l'aide de plusieurs techniques à une ou deux mains ou à l'aide de dispositifs de contention en plastique. Les techniques d'administration de composés, telles que l'injection intrapéritonéale, sous-cutanée, intravasculaire et intradermique, sont présentées dans cette vidéo, ainsi que les méthodes d'injection, la gavage oral et l'administration intranasale.Apprendre à manipuler les animaux avec assurance, douceur et sécurité constitue une partie importante de la recherche in vivo. Les animaux doivent toujours être manipulés de manière à garantir la sécurité tant de l'animal que du chercheur. En général, les personnes novices dans ces méthodes peuvent éprouver des difficultés, car il faut du temps pour se familiariser avec le travail sur les rongeurs.Les rongeurs peuvent également intimider ou effrayer les personnes qui débutent dans leur manipulation. Une démonstration visuelle des techniques d'administration de la dose et de contention est essentielle à la fois pour une administration réussie du composé et pour éviter tout stress ou blessure à l'animal ainsi qu'au manipulateur. Les souris peuvent être contenues manuellement à l’aide d’une technique à une main ou à deux mains.La première étape de l'une ou l'autre méthode consiste à soulever délicatement la souris par la base de la queue pour la poser sur la grille métallique du couvercle de la cage, ou une surface rugueuse similaire. Pour la technique à une main, glissez la base de la queue entre le troisième et le quatrième doigt tout en tirant doucement en arrière sur la queue. Cela amènera la souris à s'agripper à la surface et à tirer vers l'avant.Ensuite, saisissez fermement le souriceau par la nuque avec la même main qui tient la queue. Saisissez avec l'index et le pouce près de la base de la tête et prolongez la prise le long du dos en incluant le majeur et l'annulaire.Veillez à exercer une pression suffisante sur la peau autour du cou pour empêcher la souris de tourner ou de se tordre, sans toutefois appuyer trop fort afin que l'animal puisse respirer. La technique à deux mains est similaire, sauf que, tandis qu'une main tire doucement la queue vers l'arrière, l'autre saisit rapidement et fermement la souris par la peau du cou, la queue étant tenue dans une main et la peau du cou dans l'autre. Soulevez la souris et glissez la base de la queue entre la paume et le troisième ou le quatrième doigt de la main qui tient la peau du cou.Comme précédemment, assurez-vous que la prise est ferme, tout en permettant à l'animal de respirer. La prise par la nuque chez le rat s'effectue généralement à deux mains. Tout d'abord, retirez le rat de sa cage et placez-le sur une surface rugueuse.Ensuite, saisissez le rat par la queue avec la main non dominante et tirez doucement vers l'arrière. Maintenez fermement la queue d'une main et approchez la nuque du rat par l'arrière avec l'autre main. Appliquez une pression douce sur le dos du rat tout en remontant vers les omoplates.Et enfin, saisissez la peau du cou entre les doigts et la paume de la main. Les rats peuvent émettre des vocalisations lorsqu’ils sont maintenus de cette manière. Lorsque vous utilisez une prise par-dessus l’épaule, saisissez le rat par la queue avec la main dominante et tirez doucement vers l’arrière.Ensuite, placez la main non dominante sur le dos du rat en vous approchant par l'arrière. Saisissez le rat autour du thorax avec l'annulaire, l'auriculaire et le pouce. La tête du rat doit se trouver entre l'index et le majeur.Une autre méthode de contention est la prise sous les épaules. Saisissez la queue avec la main dominante comme précédemment indiqué et placez la main non dominante sur le dos du rat en approchant par l'arrière. Ensuite, saisissez le rat autour du thorax juste sous les omoplates.Les avant-bras du rat doivent être doucement relevés à l'aide du pouce et de l'index. Les avant-bras doivent se croiser sous le menton du rat, l'empêchant ainsi de mordre. Le rat peut être maintenu de cette manière d'une seule main si son corps est stabilisé contre l'opérateur.Un cône souple en plastique fin, appelé cône de contention, peut également être utilisé pour la contention. Poussez l'animal vers l'avant jusqu'à ce que son museau dépasse par l'ouverture située à l'extrémité du cône de contention, puis maintenez le sac fermé autour de la queue ou utilisez un élastique ou une pince en plastique pour fixer l'animal en place. Une fois l'animal immobilisé, les injections peuvent être administrées à travers le matériau plastique. Un récipient rigide en plastique est utile lorsque l'accès à la queue est nécessaire.Insérez le rat comme décrit par le fabricant de l'appareil. Avec ce type de dispositif de contention, on tire doucement le rat vers l'arrière dans la cage de contention par la queue. Placez le couvercle à l'avant de l'appareil et ajustez-le pour limiter les mouvements de l'animal.Si les animaux semblent agités, une contention avec une serviette peut être utilisée en la plaçant sur l'animal ; l'obscurité et la contention douce procurées par la serviette peuvent apaiser un rat nerveux. Placer délicatement la serviette sur le rat, puis saisir soigneusement le corps de l'animal. Envelopper le rat avec la serviette en veillant à ne pas couvrir son nez.Déplacez la serviette de manière à exposer la partie du corps destinée à l'injection. Avant d'appliquer l'une des techniques d'administration décrites ci-dessous, il est conseillé de s'exercer à manipuler la seringue. Idéalement, une main manipulera la seringue tandis que l'autre maintiendra l'animal. Les aiguilles doivent être insérées dans l'animal avec le biseau vers le haut, en particulier pour les injections intraveineuses.Les aiguilles de petit calibre s'endommagent facilement lors de leur insertion dans les bouchons de flacon. Utilisez un calibre plus grand pour prélever les produits, puis remplacez-le par un calibre plus petit pour l'injection. L'administration intranasale est utilisée pour certains types d'agents infectieux dans les travaux sur les allergies et l'asthme, ainsi que dans certaines études impliquant les poumons.L'administration intranasale ne nécessite pas d'anesthésie ni de chirurgie, contrairement à l'installation intratrachéale. Pour l'administration intranasale, immobilisez l'animal comme décrit précédemment et, à l'aide d'une seringue ou d'une pipette, déposez une petite quantité du matériau à inhaler sur les narines de l'animal. Observez la disparition du matériau dans les narines et répétez l'opération si nécessaire.Les composés sont administrés par voie intramusculaire s'ils nécessitent une absorption rapide et peuvent être injectés en très petits volumes. La contention pour les injections intramusculaires peut nécessiter deux personnes, car une patte arrière doit être libre et stabilisée pour l'injection. Insérez l'aiguille perpendiculairement à la peau au-dessus du muscle quadriceps ou du faisceau musculaire latéral de la cuisse de l'animal.Veillez à ne pas injecter dans la masse musculaire postérieure, car il est possible de lésionner le nerf sciatique. L'administration intrapéritonéale est choisie lorsqu'un grand volume de composé doit être administré, et lorsque le taux d'absorption est acceptable pour approcher celui de l'administration orale.Pour effectuer une injection intrapéritonéale, immobilisez l'animal et orientez la pointe de son museau vers le sol. Pour exposer l'abdomen, repérez la ligne médiane de l'animal et divisez mentalement l'abdomen en quadrants.Choisissez un site d'injection dans les quadrants inférieurs, en particulier dans le quadrant inférieur droit de l'animal. Utilisez une seringue et une aiguille de taille appropriée pour injecter la substance dans l'animal. L'administration sous-cutanée d'une substance est utilisée lorsque l'on souhaite une absorption lente.Les souris et les rats possèdent une grande quantité de peau lâche, ce qui permet d'administrer des volumes relativement plus importants par voie sous-cutanée par rapport aux humains. Pour les injections sous-cutanées, maintenez l'animal de manière lâche comme illustré précédemment. Saisissez la peau et tirez-la doucement vers le haut.En formant une tente à l’aide d’une seringue et d’une aiguille de taille appropriée, insérez l’aiguille sous la peau tendue selon un angle compris entre 30 et 45 degrés, puis injectez le produit. Un léger gonflement sous la peau indique une injection réussie. Si les animaux doivent être manipulés régulièrement après une injection sous-cutanée, n’utilisez pas la nuque.Utilisez plutôt la peau du dos du garrot. Si des animaux doivent recevoir plusieurs injections sous-cutanées, alternez les sites d'injection. La contention des animaux pendant l'administration intradermique peut s'avérer difficile et nécessiter l'utilisation d'une sédation chimique. Si un anesthésique est utilisé, assurez-vous qu'il n'interfère pas avec les objectifs de la recherche.Lors de l'administration d'une injection intradermique, commencez par raser les poils au niveau du site d'injection afin que la peau soit clairement visible à l'endroit de l'injection. Insérez une aiguille de taille appropriée sous la peau selon un angle de 15 à 30 degrés. N'insérez pas l'aiguille trop profondément.Si l'insertion est correcte, l'injection doit rencontrer une résistance. Une petite bulle, de couleur plus pâle que la peau environnante, sera visible si l'injection a réussi. Appliquez une pression douce pour éviter le reflux du produit.L'administration intravasculaire est utilisée pour une grande variété de composés et constitue la voie d'administration idéale lorsque le composé peut être formulé correctement et qu'un effet très rapide est souhaité. Pour une injection intravasculaire dans la veine caudale latérale, immobilisez l'animal dans un cône de découpage ou un dispositif d'immobilisation en plastique pour rongeur. Comme cela a été démontré précédemment, tenez la queue de l'animal par l'extrémité avec la main non dominante afin de la redresser et de la faire pivoter. Effectuez un quart de tour pour positionner les veines de la queue en position dorsale.Identifier l'une des deux veines latérales de la queue pour l'injection, en évitant l'artère ventrale de la queue. Approcher la portion distale de la queue avec l'aiguille selon un angle de 15 à 20 degrés et injecter le produit. Une injection réussie se traduira par une pénétration du produit dans la veine sans résistance et un blanchissement de la veine de la queue pendant toute la durée de l'injection.Placer l'injection plus en distal permet de préserver une portion intacte de la veine qui peut être utilisée si la première tentative échoue. L'administration intragastrique ou par gavage oral n'est effectuée que sur des animaux maintenus éveillés, car l'anesthésie ou la sédation augmente le risque d'aspiration. Les composés dont la sécurité est testée pour une administration orale chez l'humain sont souvent administrés de cette manière. Commencez par sélectionner une sonde d'alimentation orale de taille appropriée.La longueur est déterminée en tenant l'animal immobilisé en position verticale et en mesurant à partir de l'angle de la bouche. L'extrémité arrondie de l'aiguille d'alimentation doit atteindre la dernière côte de l'animal. Immobilisez l'animal de manière que sa tête et son corps forment une ligne droite et verticale.Cela redresse l'œsophage, permettant un passage plus facile de l'aiguille d'alimentation. Insérez l'extrémité arrondie de l'aiguille dans la bouche de l'animal, par-dessus la langue. Une fois l'aiguille en place, remontez-la avec la seringue en exerçant une pression douce contre le palais, de sorte que le nez de l'animal soit dirigé vers le plafond.Il peut être nécessaire de rediriger légèrement l'aiguille lorsqu'elle passe à l'arrière de la gorge. Toute tension exercée sur l'aiguille indique qu'il faut ajuster la position ; poursuivre l'introduction de l'aiguille jusqu'à ce que la distance prédéterminée soit atteinte. L'aiguille doit progresser facilement et l'animal ne doit pas haleter ni s'étrangler lors de l'administration de la substance.En cas de résistance ou si l'animal halète, s'étouffe ou devient bleu, arrêtez immédiatement et retirez l'aiguille. Une fois maîtrisées, ces techniques vous permettront d'administrer en toute sécurité des doses à des rats et des souris, tout en les immobilisant efficacement. Lors de la réalisation de ces procédures, il est important de se rappeler qu'un animal correctement immobilisé rend la procédure sûre tant pour l'animal que pour l'opérateur.N'oubliez pas que travailler avec des animaux en science est un privilège et une responsabilité. Le choix de la méthode de contention appropriée ainsi que des voies d'administration adéquates constitue à la fois une bonne pratique scientifique et un bon bien-être animal.

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Biology

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Ici, nous décrivons l’administration de médicaments guidée par micropipette (MDA) comme une méthode alternative au gavage oral qui incite l’animal de recherche à ingérer facilement les traitements avec un minimum de stress et d’inconfort.

Utilisation de l’administration de médicaments guidée par micropipette comme méthode alternative au gavage oral chez les rongeurs

Type de l'hypersensibilité retardée (DTH) est une réaction inflammatoire médiée par CCR7-effectrices T mémoire (TEM) des lymphocytes. Ici nous démontrons comment activer les cellules spécifiques de l'antigène TEM, induisent SRD adoptifs chez le rat Lewis et de surveiller la réponse inflammatoire.

L&#39;induction et la surveillance des parents adoptifs hypersensibilité de type retardé chez les rats

Notre protocole décrit comment disséquer le rat des glandes mammaires et abdominales comment préparer monte glande mammaire ensemble. Il décrit également la façon d'analyser la morphologie des glandes mammaires à partir de trois points d'extrémité (nombre de bourgeons extrémité terminale, l'élongation et la différenciation épithéliale) et d'utiliser ces résultats pour prédire le risque de cancer mammaire chez les rats qui ont été exposés à des modifications...

Changements dans la morphologie glande mammaire et le risque de cancer du sein chez les rats

Cet article décrit les procédures permettant d'effectuer un examen post-mortem de base d'une souris ou un rat, et la collecte des organes de base, ainsi que plusieurs types d'échantillons difficiles à partir de l'évaluation histologique, microbiologique et la PCR.

Autopsie de diagnostic et de certains tissus et de collecte des échantillons dans les rats et les souris

Ovariectomie et le remplacement ultérieur de la 17β-estradiol par voie de capsules en silastic et Nutella par voie orale sont mises en évidence chez des rats et des souris.

Remplacement ovariectomie et 17β-estradiol chez les rats et les souris: une démonstration visuelle

En 2001, des chercheurs de l'UCLA ont décrit l'isolement d'une population de cellules souches adultes, les cellules appelé ou CSA souches du tissu adipeux, du tissu adipeux. Cet article décrit l'isolement des CSA de lipoaspirates utilisant un protocole de digestion enzymatique manuel à l'aide de la collagénase.

Isolation Manuel des cellules souches du tissu adipeux de Lipoaspirates humaines

Une analyse qPCR est développé pour la détection de Escherichia coli O157: H7 de cibler un marqueur génétique unique, Z3276. La qPCR a été combiné avec propidium monoazide (PMA) de traitement pour la détection de cellules vivantes. Ce protocole a été modifié et adapté à un format de plaque à 96 puits pour une manipulation aisée et uniforme de nombreux échantillons...

Détection de Live<em&gt; Escherichia coli</em&gt; O157: H7 par les cellules PMA-qPCR

Une installation de poisson zèbre adaptée à la reproduction et à la recherche in vivo est construite de manière simple et abordable. L’entretien est minimal. Cette installation est idéale pour l’implication des étudiants et la recherche indépendante.

Construction d&#39;un Construire facile à l&#39;installation de poisson zèbre et abordable

Analyses d’expression promoteur sont essentielles pour améliorer la compréhension de la régulation des gènes et de l’expression spatio-temporelle des gènes cibles. Ici, nous présentons un protocole visant à identifier, isoler et cloner un promoteur de la plante. En outre, les auteurs décrivent la caractérisation du nodule spécifique promoteur dans les racines velues de haricot commun.

Analyse de végétaux de promoteur : Identification et caractérisation de racine Nodule promoteur spécifique chez le haricot commun

Cet article illustre les principes d’une injection rapide et mini-invasive de microparticules fluorescentes dans le circulatory system de petits poissons et de la visualisation en vivo des microparticules dans le sang du poisson.

Une Administration simple et efficace et la visualisation de microparticules dans l’appareil circulatoire des petits poissons à l’aide d’Injection de rein

Apprenez les techniques de contention manuelle et les voies d'administration de composés chez la souris et le rat. Cette méthode permet de manipuler les animaux en toute sécurité pour la recherche biomédicale.

Manuel de retenue et communes voies d'administration composés chez la souris et le rat

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