Name: Haut débit écran surexpression plasmide de levure (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 57 s
Description: Découvrez une méthode de criblage à haut débit pour transformer Saccharomyces cerevisiae avec une bibliothèque de plasmides à l'aide d'un robot pipeteur. Ce protocole permet d'identifier des modificateurs génétiques de phénotypes liés à des protéines humaines.

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Ce travail a été soutenu par une subvention du Centre pour la recherche sur la SLA Packard à la Johns Hopkins (ADG), Prix d&#39;un directeur des NIH Innovateur Nouveau 1DP2OD004417-01 (ADG), NIH R01 NS065317 (ADG), la Fondation Rita Allen Scholar Award. ADG est une bourse d&#39;études Pew dans les sciences biomédicales, soutenu par le Pew Charitable Trusts.

1. Les préparatifs pour la transformation de la levure Ce protocole est conçu pour les dix plaques de 96 puits, mais peut être agrandie ou réduite en conséquence. Nous avons trouvé que ce protocole ne fonctionne pas bien depuis plus de vingt plaques de 96 puits par tour de transformation. La procédure de transformation complète (de l'étape I.3) prendra environ huit heures. <ol><li> Aliquote de 5-10 ul d'ADN plasmidique (100 ng / uL) de la bibliothèque de levure FLEXGene ORF dans chaque puits d'un fond rond-plaque de 96 puits avec gestionnaire Biorobot RapidPlate liquide. Placez découverts plaques de 96 puits dans le capot banc propre fumées sécher une nuit. Nous avons trouvé des efficacités de transformation similaire avec le CEN et plasmides de levure 2μ. </li><li> Inoculer 200ml de levure, peptone et de dextrose (YPD) médias (extrait de levure 10g / L, 20g / L de peptone, 20 g / L de glucose) avec la souche de requête dans un erlenmeyer de 500 ml dérouté. Incuber une nuit à 30 ° C avec agitation (200 rpm). Si nécessaire, des milieux sélectifs peuvent également être utilisés pour ces ferments. </li><li> Le lendemain matin, diluer la souche de requête à DO600 = 0,1 en 2L de YPD. Agiter pendant 4-6 heures à 30 ° C (200 rpm) jusqu'à ce que la culture atteint DO600 = 0,8 à 1,0. Pour une croissance optimale, grandir entre deux cultures séparées de 1L 2,8 L flacons dérouté. Si nécessaire, des milieux sélectifs peuvent également être utilisés au lieu de YPD. </li></ol> 2. Transformation de la levure <ol><li> Récolte des cellules par centrifugation. Remplissez quatre jetables 225ml tubes coniques avec la culture de levures et de spin à 3000rpm (~ 1800 xg) pendant 5 minutes dans la centrifugeuse de table (Eppendorf 5810R). Décanter le surnageant et répéter jusqu'à ce que toutes les cellules sont récoltées. </li><li> Laver les cellules dans 200 ml d'autoclave distillée H 2 O. Resuspendre le culot cellulaire en secouant ou en vortex. Combinez les cellules dans un tube conique 225ml. Spin à 3000rpm pendant 5 minutes. Retirer le surnageant. </li><li> Préparer la solution 0.1MLiOAc/1XTE (0,1 M LiOAc, 10 mM Tris, 1mM EDTA, pH 8 dans l'eau distillée à l'autoclave). Laver les cellules dans 0.1MLiOAc/1XTE 100mL. Spin à 3000rpm pendant 5 minutes. Retirer le surnageant. </li><li> Resuspendre le culot cellulaire dans 70 mL 0,1 M LiOAc/1xTE. Agiter et / ou vortex pour assurer culot est resuspendu complètement. </li><li> Incuber sous agitation à 30 ° C pendant 30 minutes (200 rpm). </li><li> Ajouter β-mercaptoéthanol à 0,1 M. Incuber sous agitation à 30 ° C pendant 30 minutes (200 rpm). Remarque: Cette étape peut être omise si l'aide des souches de levure qui sont sensibles aux β-mercaptoéthanol. Nous avons constaté que cette étape n'est pas essentielle pour la transformation réussie, mais il ne améliorer l'efficacité de transformation. </li><li> Faites bouillir 2 mL de l'ADN de sperme de saumon soniqué (10mg/ml) pendant 15 minutes, puis réfrigérer sur la glace. </li><li> Ajouter 2 mL de l'ADN de sperme de saumon cuit au mélange de la cellule. Attention: Un précipité peut se former lors de l'addition de l'ADN de sperme de saumon dans le mélange de cellules. L'utilisation d'un Pipetman et 200 ul pointe, retirez soigneusement tout précipité qui se forme, car cela pourrait interférer avec le pipetage en aval. </li><li> 50 pl aliquote de mélange de cellules dans chaque puits de la plaque à 96 puits en utilisant la Rapidplate BioRobot (peut également utiliser une pipette multi-canaux). Ne pas mélanger. </li><li> Incuber à température ambiante pendant 30 minutes sans agitation. </li><li> Préparer 200ml de 40% PEG-3350/10% DMSO/0.1M LiOAc (160ml de 50% de PEG-3350, le DMSO 20mL, 20mL LiOAc 1M). Préparer la solution immédiatement avant utilisation. </li><li> Ajouter 125μL de PEG / LioAc / DMSO solution à chaque puits. Mélanger en aspirant et la distribution suspension cellulaire à huit reprises avec RapidPlate. </li><li> Incuber à température ambiante pendant 30 minutes sans agitation. </li><li> Choc thermique des cellules à 42 ° C pendant 15 minutes dans un incubateur sec. Ne pas empiler les assiettes. Note: Nous avons constaté que cette étape de choc thermique n'est pas essentielle pour la transformation réussie. Pour certaines souches de levures (par exemple, des mutants sensibles à la température), le choc thermique est délétère. Nous avons déjà réduit le temps de choc thermique à une minute et ont été capables de transformer avec succès une souche de levure présentant une mutation ypt1 sensibles à la température en utilisant ce protocole. </li><li> Spin plaques à 2500rpm (~ 1100 xg) pendant 5 minutes, en utilisant des adaptateurs centrifugeuse pour accueillir les plaques 96 puits. Retirer la solution de PEG par des plaques inversant avec godet déchets. Blot plaque retournée sur du papier absorbant pour enlever le liquide résiduel (cellules restera sur fond de puits). </li><li> Rincer les cellules en ajoutant 200 pl d'un milieu minimal (par exemple SD /-Ura) pour chaque puits avec RapidPlate. </li><li> Spin plaques à 2500rpm pendant 5 minutes et retirez surnageant par seau de déchets et plus inversant buvard sur du papier absorbant. </li><li> Ajouter 200 ul de milieu minimal (par exemple SD /-Ura) pour chaque puits avec RapidPlate. </li><li> Incuber à 30 ° C pendant 2 jours sans agitation. Après 2 jours, de petites colonies de cellules devrait commencer à se former au bas de chaque transformé avec succès bien. </li></ol> 3. Spotting test <ol><li> Distribuer 200 pl de raffinose médias basés sur un minimum (par exemple SRAF /-Ura) dans chaque puits deun nouveau fond plat plaque de 96 puits. </li><li> Mélanger chaque puits de la plaque de transformation par l'aspiration et la distribution de cellules en suspension à huit reprises avec Rapidplate. </li><li> Inoculer plaques SRAF avec 5uL de mélange de cellules de la plaque de transformation. </li><li> Incuber à 30 ° C pendant une journée. Les petites colonies doivent être présents au fond de chaque puits après une journée. </li><li> Colonies spot sur carte SD /-Ura et SGal / Ura-plaques dans le capot. Stériliser 96-boulons réplicateur (Frogger) par flambage. Mélanger les colonies avec Frogger, avant de taches sur les plaques des milieux sélectifs. Après avoir repéré, permet de sécher les plaques dans la hotte pendant 5-10 minutes. </li><li> Incuber à 30 ° C pendant 2-3 jours. </li></ol> Plaques photographie avec un appareil photo numérique, et de comparer visuellement la croissance des colonies sur SGal / Ura-plaques de trouver des colonies dans lesquelles la toxicité souche requête est renforcée (ralentissement de la croissance / colonies moins denses) ou supprimée (une croissance plus rapide / plus de colonies denses). 4. Les résultats représentatifs: <img src="/files/ftp_upload/2836/2836fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Surexpression d'écran plasmide de levure pour identifier des suppresseurs et exhausteurs de TDP-43 toxicité. TDP-43 est une protéine humaine a été impliquée dans la pathogenèse de la sclérose latérale amyotrophique (maladie de Lou Gehrig). Agrégats cytoplasmiques de TDP-43 s'accumulent dans le cerveau et les neurones de la moelle épinière des patients SLA 17. Exprimant TDP-43 dans les résultats des cellules de levure dans l'agrégation et la cytotoxicité 18. Nous avons utilisé ce modèle pour définir les mécanismes de la toxicité de TDP-43 19,20. Présents sont des exemples de plaques repesentative de nos levures TDP-43 modificateur de l'écran de toxicité. Ces plaques d'affichage des colonies avec un système intégré de galactose-inductible TDP-43 plasmide et transformées avec les plasmides d'expression de la bibliothèque FLEXGene ORF. La plaque sur la gauche contient du glucose, qui réprime l'expression de la protéine TDP-43 ou les plasmides FLEXGene. La plaque de droite contient du galactose, qui induit l'expression de TDP-43 et l'ORF dans les plasmides FLEXGene. La flèche verte indique une colonie transformée avec un plasmide qui supprime la toxicité de la protéine TDP-43. La flèche rouge indique une colonie transformée avec un plasmide qui augmente la toxicité de TDP-43.

<ol><li>Nurse, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Nobel+Prize+and+beyond%3A+an+interview+with+Sir+Paul+Nurse.+Interview+by+Susan+R.+Owens%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+Rep%22%5BJournal%5D)">The Nobel Prize and beyond: an interview with Sir Paul Nurse. Interview by Susan R. Owens.</a> EMBO Rep. 3, 204-206 (2002).</li>
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<li>Novick, P., Field, C., Schekman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+23+complementation+groups+required+for+post-translational+events+in+the+yeast+secretory+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Identification of 23 complementation groups required for post-translational events in the yeast secretory pathway.</a> Cell. 21, 205-215 (1980).</li>
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<li>Neumann, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ubiquitinated+TDP-43+in+frontotemporal+lobar+degeneration+and+amyotrophic+lateral+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Ubiquitinated TDP-43 in frontotemporal lobar degeneration and amyotrophic lateral sclerosis.</a> Science. 314, 130-133 (2006).</li>
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<li>Elden, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ataxin-2+intermediate-length+polyglutamine+expansions+are+associated+with+increased+risk+for+ALS%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Ataxin-2 intermediate-length polyglutamine expansions are associated with increased risk for ALS.</a> Nature. 466, 1069-1075 (2010).</li>
<li>Johnson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TDP-43+is+intrinsically+aggregation-prone%2C+and+amyotrophic+lateral+sclerosis-linked+mutations+accelerate+aggregation+and+increase+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">TDP-43 is intrinsically aggregation-prone, and amyotrophic lateral sclerosis-linked mutations accelerate aggregation and increase toxicity.</a> J Biol Chem. 284, 20329-20339 (2009).</li>
<li>Cooper, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alpha-synuclein+blocks+ER-Golgi+traffic+and+Rab1+rescues+neuron+loss+in+Parkinson%27s+models%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Alpha-synuclein blocks ER-Golgi traffic and Rab1 rescues neuron loss in Parkinson's models.</a> Science. 313, 324-328 (2006).</li>
<li>Gitler, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beer+and+Bread+to+Brains+and+Beyond%3A+Can+Yeast+Cells+Teach+Us+about+Neurodegenerative+Disease%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosignals%22%5BJournal%5D)">Beer and Bread to Brains and Beyond: Can Yeast Cells Teach Us about Neurodegenerative Disease?</a> Neurosignals. 16, 52-62 (2008).</li>
<li>Gitler, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alpha-synuclein+is+part+of+a+diverse+and+highly+conserved+interaction+network+that+includes+PARK9+and+manganese+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Genet%22%5BJournal%5D)">Alpha-synuclein is part of a diverse and highly conserved interaction network that includes PARK9 and manganese toxicity.</a> Nat Genet. 41, 308-315 (2009).</li>
</ol>

Nous présentons ici un protocole pour effectuer un écran haut débit surexpression plasmide dans la levure. Cette approche permet le criblage rapide et impartiale pour les modificateurs génétiques de beaucoup de différents phénotypes cellulaires. En utilisant cette approche, un chercheur peut filtrer une partie importante du génome de la levure dans une affaire de semaines. Cette approche impartiale permet également d&#39;identifier les modificateurs, qui peuvent ne pas avoir été prédit sur la base des conclusions précéd...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom de réactif </th><th> Société </th><th> Le numéro de catalogue </th></tr><tr><td> BioRobot RapidPlate </td><td> Qiagen </td><td> 9000490 </td></tr><tr><td> 96 boulons réplicateur (Frogger) </td><td> V &amp; P scientifique </td><td> VP404 </td></tr><tr><td> FLEXGene ORF Bibliothèque </td><td> Institut de la protéomique, la Harvard Medical School </td><td></td></tr><tr><td> Centrifugeuse de table </td><td> Eppendorf </td><td> 5810R </td></tr><tr><td> 500 ml flacon dérouté </td><td> Bellco </td><td> 2543-00500 </td></tr><tr><td> 2.8L triple dérouté flacon Fernbach </td><td> Bellco </td><td> 2551-02800 </td></tr><tr><td> 100 ul Rapidplate pipette </td><td> Axygen </td><td> ZT-100-RS </td></tr><tr><td> 200 pl Rapidplate pipette </td><td> Axygen </td><td> ZT-200-RS </td></tr></tbody></table>

haut débit écran surexpression plasmide de levure

High-throughput Yeast Plasmid Overexpression Screen

Le bourgeonnement de levure Saccharomyces cerevisiae, est un système puissant modèle pour définir les mécanismes fondamentaux de nombreux processus cellulaires importants, y compris ceux en rapport direct avec la maladie humaine. En raison de son temps de génération court et bien caractérisés génome, un avantage majeur d&#39;expérimentation du système modèle la levure est la capacité à effectuer des criblages génétiques pour identifier les gènes et les voies qui sont impliquées dans un processus donné. Au cours des trente dernières années tels cribles génétiques ont été utilisés pour élucider le cycle cellulaire, voie de sécrétion, et de nombreux autres aspects de la biologie hautement conservée cellule eucaryote 1-5. Au cours des dernières années, plusieurs bibliothèques genomewide des souches de levures et plasmides ont été générés 6-10. Ces collections permettent maintenant de l&#39;interrogation systématique de la fonction des gènes en utilisant gain et la perte de fonction des approches 11-16. Ici nous fournissons un protocole détaillé pour l&#39;utilisation d&#39;un protocole de haut débit de la levure de transformation avec un robot de manipulation de liquides pour effectuer un écran surexpression plasmidique, en utilisant une bibliothèque de 5.500 vêtu plasmides de levure. Nous avons utilisé ces écrans pour identifier modificateurs génétiques de la toxicité associée à l&#39;accumulation de l&#39;agrégation des protéines humaines exposées aux maladies neurodégénératives. Les méthodes présentées ici sont facilement adaptables à l&#39;étude d&#39;autres phénotypes cellulaires d&#39;intérêt.

Nous décrivons ici un écran surexpression plasmide dans<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em&gt;, En utilisant une bibliothèque vêtu plasmide et un protocole de haut débit de la levure de transformation avec un robot de manipulation de liquides.

Haut débit écran surexpression plasmide de levure

La levure bourgeonnante, Saccharomyces cerevisiae, est un système modèle puissant pour définir les mécanismes fondamentaux de nombreux processus cellulaires importants, ...

L'objectif général de cette procédure est de transformer des cellules de levure avec une bibliothèque matricielle d'ADN plasmidiques. Cette étape est réalisée en cultivant d'abord une quantité appropriée de cellules de levure. Les cellules de levure sont ensuite traitées avec de l'acétate de lithium afin de les rendre compétentes pour la transformation par de l'ADN.Ensuite, transformez les cellules compétentes e en les mélangeant avec de l'ADN. La dernière étape de la procédure consiste à sélectionner et analyser les transformants. En fin de compte, des résultats peuvent être obtenus qui montrent les effets de l'ADN plasmidique sur les phénotypes de levure grâce à des tests de dépôt sur boîte (yeast spotting assays) et/ou à la microscopie.L'avantage principal de cette technique par rapport aux protocoles existants, tels que les transformations standard de levures, est qu'elle permet la transformation d'un grand nombre de plasmides différents dans des cellules de levure de manière automatisée. Ce protocole de transformation de levure à haut débit est conçu pour 10 plaques de 96 puits, mais peut être adapté en fonction des besoins. Pour les expériences à plus grande échelle, la clé du succès consiste à maintenir une organisation rigoureuse de toutes les plaques et des réactifs.Une fois l'expérience commencée, afin d'éviter toute confusion, un distributeur automatique de plaques liquides Biobot sera utilisé dans ce protocole. Pour commencer, aliquoter de cinq à dix microlitres d'ADN plasmatique provenant d'une bibliothèque de plasmides de levure dans chaque puits de plaques rondes à fond plat de 96 puits. Placer les plaques de 96 puits, découvertes, à l'intérieur d'une hotte de sécurité propre pendant toute la nuit pour les faire sécher.Ensuite, ensemencer 200 millilitres de milieu YPD (extrait de levure, peptone, dextrose) avec une souche d'intérêt dans un flacon Lin Meyer baflé de 500 millilitres et incuber toute la nuit à 30 degrés Celsius sous agitation. Le lendemain matin, diluer la souche d'intérêt jusqu'à une DO 600 de 0,1 dans deux litres de milieu YPD pour une croissance optimale. Faire croître des cultures d'un litre maximum dans des flacons baflés séparés de 2,8 litres.Agiter les flacons pendant quatre à six heures à 30 degrés Celsius jusqu'à ce que les cultures atteignent une DO 600 de 0,8 à 1,0. Lorsque la culture de levure a atteint une DO 600 de 0,8 à 1,0, récolter les cellules par centrifugation. Remplir quatre tubes coniques jetables de 225 millilitres avec la culture, et centrifuger à 3000 tr/min pendant cinq minutes dans une centrifugeuse de table.Versez le surnageant S hors de chaque tube. Ajoutez davantage de milieu de culture dans les mêmes tubes et centrifugez à nouveau, en répétant selon les besoins jusqu’à ce que toutes les cellules soient récupérées. Lavez chaque culot cellulaire avec 50 millilitres d’eau distillée stérilisée par autoclavage et reprenez en vortexant.Combiner les cellules dans un tube conique de 225 millilitres et centrifuger à 3000 tr/min pendant cinq minutes. Après élimination du surnageant S, laver les cellules dans 100 millilitres de solution d'acétate de lithium. Centrifuger à nouveau à 3000 tr/min pendant cinq minutes.Retirez le SNA et resuspendez le culot cellulaire dans 70 millilitres de solution d'acétate de lithium. Vortexez à grande vitesse pendant environ 30 secondes jusqu'à ce que le culot soit complètement resuspendu. Incubez sous agitation à 30 degrés Celsius pendant 30 minutes.Ensuite, ajoutez du bêta-méthylcépéroxyéthanol à 0,1 molaire et incubez sous agitation à 30 degrés Celsius pendant encore 30 minutes. Après l'incubation de 30 minutes, ajoutez deux millilitres d'ADN de sperme de saumon bouilli et refroidi au mélange cellulaire. Versez le mélange cellulaire dans une plaque monocuvette stérilisable, puis éliminez tout précipité qui se forme, car cela pourrait interférer avec les pipetages ultérieurs.À l’aide du biobot, prélever rapidement 50 microlitres du mélange cellulaire dans chaque puits des quatre plaques de 96 puits préparées précédemment contenant l’ADN plasmatique. Ne pas mélanger. Incuber les plaques à température ambiante pendant 30 minutes sans agitation, pendant que les cellules sont en incubation.Préparez 200 millilitres de solution de PEG DMSO acétate de lithium. Mélangez 160 millilitres de PEG 33 à 50 %, 20 millilitres de DMSO et 20 millilitres d'acétate de lithium à une molaire. Il est important que cette solution soit préparée juste avant utilisation.Ajouter 125 microlitres de solution de PEG, acétate de lithium et DMSO à chacun. Bien mélanger en aspirant et en dispensant la suspension cellulaire huit fois. Incuber à température ambiante pendant 30 minutes sans agitation.Ensuite, soumettez les cellules à un choc thermique à 42 degrés Celsius pendant 15 minutes dans un incubateur sec. N’empilez pas les plaques après le choc thermique. Faites tourner les plaques à l’aide d’adaptateurs de centrifugeuse adaptés aux plaques de 96 puits. Après la centrifugation, retirez la solution de PEG en retournant les plaques au-dessus d’un récipient pour déchets. Essuyez ensuite les plaques retournées sur du papier absorbant.Pour éliminer le liquide résiduel, les cellules resteront au fond des puits. Rincer les cellules en ajoutant 200 microlitres de milieu minimal à chacun. Faire à nouveau tourner les plaques dans une centrifugeuse.Éliminer le surnageant en retournant la plaque au-dessus d’un récipient à déchets et en tamponnant avec du papier absorbant. Ajouter 200 microlitres de milieu minimal dans chaque puits avec une plaque rapide, puis incuber à 30 degrés Celsius pendant deux jours sans agitation. Après deux jours, de petites colonies de cellules devraient commencer à se former au fond de chaque puits ayant été correctement transformé.Pour préparer le test de Spatting, commencez par distribuer 200 microlitres de milieu minimal à base d'OSE dans chaque puits d'une nouvelle plaque 96 puits à fond plat. Ensuite, mélangez chaque puits de la plaque de transformation en aspirant et en redistribuant la suspension cellulaire huit fois à l’aide d’une plaque rapide.Inoculez chaque puits de la plaque contenant du raffinose avec cinq microlitres de mélange cellulaire provenant de la plaque de transformation, puis incubez à 30 degrés Celsius pendant un jour. Le jour suivant, de petites colonies doivent être présentes au fond de chaque puits.Nous réalisons le test de dépôt dans une hotte, en stérilisant un bloc de 96, un réplicateur ou un « frogger » par flamboiement. Mélangez les colonies à l’aide du frogger, puis déposez les colonies sur des boîtes de milieu sélectif. Après le dépôt, laissez les boîtes sécher dans la hotte pendant cinq à dix minutes.Incuber les plaques à 30 degrés Celsius pendant deux à trois jours. Des résultats représentatifs d'un écran d'hyperexpression de plasmide chez la levure visant à identifier des suppresseurs et des amplificateurs de la toxicité de TDP-43 sont présentés ici. TDP-43 est une protéine humaine impliquée dans la pathogenèse de la sclérose latérale amyotrophique, ou maladie de Lou Gehrig. L'expression de TDP-43 dans les cellules de levure entraîne une agrégation et une cytotoxicité.Ces plaques présentent des colonies contenant un plasmide TDP43 sous contrôle d’un promoteur inductible par le galactose, et qui ont également été transformées avec des plasmides provenant de la bibliothèque d’expression ORF de la collection flex gene. Les colonies apparaissent ici de couleur rouge car la souche possède une mutation conduisant à l’accumulation d’un pigment rouge. La plaque située à gauche contient du glucose, qui réprime l’expression du plasmide TDP43 ou des plasmides de la collection flex gene.La plaque de droite contient du galactose, qui induit l'expression de TDP 43 et des O Fs dans les plasmides du gène flex. La flèche verte indique une colonie transformée avec un plasmide qui supprime la toxicité de TDP 43, comme en témoignent une croissance plus rapide et des colonies plus denses. La flèche rouge indique une colonie transformée avec un plasmide qui augmente la toxicité de TDP 43, comme le montre une croissance plus lente et des colonies moins denses.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment transformer une bibliothèque d'ADN plasmatique évitant les cellules.

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