Name: Préparer Modèle dépouille de épileptogenèse post-traumatique chez les rongeurs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-15T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 58 s
Description: Apprenez à préparer un modèle d'épileptogenèse post-traumatique chez le rat en utilisant un dispositif chirurgical personnalisé pour créer des lésions corticales précises. Cette méthode améliore la reproductibilité des études sur les mécanismes épileptiques.

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Ce travail a été soutenu par le NIH / NINDS NS octroi 4R00 057940, et accorder SCBI 200-12 de la moelle épinière et de financer des recherches sur le cerveau des blessures de l&#39;Indiana State Department de la Santé.

1. Faire un simple appareil pour la chirurgie de dégagement <ol><li> Le dispositif de dégagement nous avons créé est composé de trois parties (fig. 1): (1) une plaque de support en acier inoxydable ou en plastique qui permet la fixation d'un tube de guidage et d'une aiguille, et s'assoit en face de la fenêtre lors de la chirurgie crânienne, (2) un tube de guidage qui détient une aiguille dans la position et permet la rotation d'aiguilles, et (3) une aiguille qui est plié à 90 degrés à environ 3 mm de la pointe, et est mobile par rotation et d'insertion. </li><li> Coupez un morceau de 1-1,5 mm d'épaisseur, 7 ~ 10 x 30 mm en acier inoxydable ou rectangulaire en plastique transparent (1) pour faire la plaque de support. Préparer un pouce 1.5 de calibre 22 (BD société, # 305156) et un pouce 1.5 de calibre 25 (BD société, # 305127) aiguille de la seringue. Pour faire un tube de guidage, couper le bout de plastique et la pointe inférieure aiguille de l'aiguille de la seringue de calibre 22 de sorte que sa longueur totale est d'environ 31 à 32 mm (2). Sable fin en métal pour le rendre plat et lisse. La longueur finale de ce tube de guidage devrait être d'environ 5-6 mm plus courte que l'aiguille de la seringue de calibre 25. </li><li> Utilisez de la colle cyanoacrylate pour fixer le tube de guidage sur la plaque de support, en s'assurant que l'aiguille est perpendiculaire au bord du métal. </li><li> Insérez l'aiguille de calibre 25 dans le tube de guidage, et pliez les 90 degrés l'aiguille de 2,5-3 mm de la pointe (fig. 1). </li><li> Réglez la plage de déplacement vertical de l'aiguille en collant un petit tube en plastique sur l'extrémité de l'aiguille (fig. 1, arrêt de l'aiguille). La gamme de finale déplacement de l'aiguille qui détermine la profondeur de l'aiguille peut être insérée dans le cortex, et devrait être 1.6 à 1.8 mm pour P21 rats et 01.03 à 01.05 mm pour P21 souris. Cette longueur doit être ajusté pour les différentes espèces et l'âge des animaux. </li><li> Attachez un fil de cuivre de petites ou un petit morceau de ruban adhésif sur l'extrémité supérieure de l'aiguille dans la même direction que le bout plié (Fig.1 indicateur à aiguille). Le fils ou des bandes indique l'angle de braquage de l'aiguille lors de la chirurgie inférieurs (Fig. 1). </li></ol> 2. La préparation des animaux <ol><li> Tous les instruments chirurgicaux doivent être autoclavés, stérilisés avec un stérilisateur perles de verre, ou désinfectée avec de l'éthanol à 70%. </li><li> Nous utilisons des rats Sprague / Dawley à l'âge post-natal de 20 à 22 jours (P20-22) ou de souris CD1 au même âge. Différentes souches de souris ou de rats peut être utilisé pour des projets spécifiques. </li><li> Anesthésier la souris avec une injection ip de la kétamine 80 mg / kg et de xylazine 8 mg / kg. La procédure chirurgicale commence après que l'animal ne répond pas à pincer la queue. Pendant la chirurgie, si nécessaire, une dose de rappel d'un tiers de la dose initiale du cocktail anesthésiant peut être donnée pour restaurer l'état original anesthésique. </li><li> Couper les cheveux sur le cuir chevelu de l'animal avec une coupe de cheveux électriques. Appliquez une petite quantité de pommade ophtalmique sur les yeux de l'animal pour la protection de la sécheresse pendant l'anesthésie. Désinfecter le cuir chevelu avec un 10% de povidone iodée solution, suivi par 70% d'éthanol. </li><li> Mont de l'animal sur un appareil stéréotaxique de garder la tête dans une position stable. Tout au long de la chirurgie, nous gardons l'animal sur un coussin chauffant pour prévenir l'hypothermie. </li><li> Faites une ligne médiane antéro-postérieure incision sur le cuir chevelu à l'aide d'un scalpel, s'étendant de lambda pour entre les yeux. Utilisez hémostatiques de tirer la peau de côté et d'exposer le crâne laissé suffisamment. </li><li> Faites une entaille rectangulaire sur le crâne de gauche, et utilisez le scalpel pour gratter le périoste. Cette étape permettra de réduire les saignements et faciliter le forage sur le crâne. </li></ol> 3. Faire des contre-dépouilles <ol><li> Ajoutez une petite quantité de solution saline stérile sur la zone du crâne exposé, et ensuite utiliser plusieurs Q-tips pour nettoyer le sang et sécher la zone. </li><li> Sous un microscope chirurgical, commencer le forage d'une rainure rectangulaire (~ 5 x 7 mm chez le rat, 4 x 5 mm chez la souris) sur le centre du crâne à gauche (environ au-dessus du cortex sensorimoteur gauche). Appliquer une goutte de solution saline sur le crâne facilite le forage et la chaleur se dissipe. Après environ 2 / 3 la profondeur de l'os est percé, enlever l'excès salins et nettoyer la zone de forage avec un Q-tip. Lentement et sagement forer plus profond jusqu'à ce que la pièce centrale de l'os est mobile au toucher doux d'une pince. </li><li> Retirez délicatement la pièce centrale de l'os en insérant une pointe acérée d'une pince sur le bord de l'os et lentement la pince de levage pour exposer l'hémisphère gauche. </li><li> Sous le microscope chirurgical, tenez l'appareil contre-dépouilles, et d'orienter l'aiguille dans une direction parasagittale et la perpendiculaire à la plaque de support de la ligne médiane, inclinant l'appareil légèrement caudalement afin de maintenir la visualisation de la pointe de l'aiguille et la région cible corticale. Dirigez la pointe de l'aiguille d'une zone de 1-2 mm latéral à la suture sagittal supérieur, dans le milieu de la fenêtre crânienne, et d'éviter la pénétration directe des grands navires. </li><li> Insérez l'aiguille dans une direction horizontale à travers la dure-mère et sous la pie de manière à épargner les vaisseaux sanguins. Asseyez-vous en bas de l'appareil inférieurssur les deux bords de la fenêtre crânienne afin que l'aiguille est placée perpendiculairement à la surface corticale (Fig. 1). Reposant l'appareil sur les bords de la fenêtre à la fois crânienne à la main permettra de réduire considérablement ou d'éliminer la poignée de main pendant la procédure suivante. Soulevez l'aiguille au-dessous du PIA, puis abaissez lentement pour créer une coupe transcorticale ce que l'aiguille ne peut pas aller plus loin. Rotation ~ 135 ° loin de la ligne médiane afin de créer un sujet en demi-cercle blanc / couche profonde VI dépouille. Puis levez l'aiguille de nouveau sous le pia. Inclinez l'appareil vers l'arrière et retirer l'aiguille. </li><li> Optionnellement, on peut répéter la procédure ci-dessus (étape 2.5), mais sans tourner l'aiguille de manière à créer une coupure supplémentaire transcorticale sur les bords latéraux de la fenêtre. Cela va créer un isolement plus complet corticale. </li><li> Placer un morceau de film plastique (6 x 6 mm) sur la fenêtre crânienne pour la protection et de suture au cuir chevelu. Placez l'animal sur un tapis chauffé jusqu'à ce que complètement récupéré de l'anesthésie. </li></ol> 4. Les résultats représentatifs: Coronal tranches corticales peuvent être préparés pour confirmer le succès de la chirurgie dépouille. Dans les tranches préparées&gt; 2 semaines après la chirurgie, les coupures transcorticale et de saper sont perceptibles dans l'objectif de faible puissance d'un microscope (fig. 2). Le cortex partiellement isolé devient généralement un peu plus mince, et l'activité épileptiforme peut être détecté dans la majorité des tranches de cortex avec enregistrement sur le terrain de potentiel (Fig. 3). En revanche, la formation de grands trous dans la matière blanche ou dans les couches corticales profondes, dramatique amincissement du cortex lésé, ou une coupe errants dessus ou en dessous de la substance blanche du cerveau fera inutilisable pour d'autres expériences. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Structure et application d'un dispositif contre-dépouille. Un tube de guidage (2) est collé sur une plaque de support (1) qui est faite d'acier inoxydable ou en plastique transparent. Une aiguille de la seringue (3) est inséré à travers le tube de guidage et plié à environ 3 mm à la pointe. Une aiguille d'arrêt en tube de plastique est collée sur l'extrémité supérieure de l'aiguille de sorte que la gamme verticale mobile de l'aiguille est limité à ~ 1,2 mm et ~ 1,5 mm pour une utilisation dans P21 souris et des rats, respectivement. Un segment de fil de cuivre est fixé petits dessous de la poignée comme aiguille de l'indicateur pour l'orientation de l'aiguille tordue. Notez que l'appareil est incliné et en contact avec les deux bords de la fenêtre crânienne afin qu'une coupe peut être faite parallèlement à la surface piales. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Une image représentative de la tranche dépouille. A. image fluorescente d'une tranche qui a été préparé deux semaines après la lésion dépouille dans un rat P48. La blessure de coupe a été marqué par fluorescence DiI colorant. Les flèches blanches sur la droite indiquent coupé transcorticale, et les flèches en bas indiquent inférieurs qui sont passés si la frontière entre la couche IV et la matière blanche. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Enregistrement sur ​​le terrain le potentiel d'une tranche d'enregistrement inférieurs potentiels. Champ d'une tranche de cerveau présentaient une activité épileptiforme inférieurs, suggérant une hyperexcitabilité du tissu lésé corticale.

<ol><li>Hoffman, S. N., Salin, P. A., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+neocortical+epileptogenesis+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Chronic neocortical epileptogenesis in vitro.</a> J Neurophysiol. 71, 1762-1773 (1994).</li>
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<li>Li, H., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+activity+in+chronically+injured%2C+epileptogenic+sensory-motor+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Synaptic activity in chronically injured, epileptogenic sensory-motor neocortex.</a> J Neurophysiol. 88, 2-12 (2002).</li>
<li>Salin, P., Tseng, G. F., Hoffman, S., Parada, I., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+sprouting+in+layer+V+pyramidal+neurons+of+chronically+injured+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Axonal sprouting in layer V pyramidal neurons of chronically injured cerebral cortex.</a> J Neurosci. 15, 8234-8245 (1995).</li>
<li>Avramescu, S., Nita, D. A., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neocortical+post-traumatic+epileptogenesis+is+associated+with+loss+of+GABAergic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Neocortical post-traumatic epileptogenesis is associated with loss of GABAergic neurons.</a> J Neurotrauma. 26, 799-812 (2009).</li>
<li>Avramescu, S., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+strength+modulation+after+cortical+trauma%3A+a+role+in+epileptogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Synaptic strength modulation after cortical trauma: a role in epileptogenesis.</a> J Neurosci. 28, 6760-6772 (2008).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Le modèle dégagement est un système très efficace pour étudier épileptogenèse post-traumatique. Une chirurgie typique prend seulement environ 20-30 minutes pour finir, et évoquée ou activité épileptiforme spontanée peut être enregistré dans les tranches de la plupart des animaux deux semaines après la chirurgie 1-2. Plus important encore, ce modèle imite les aspects des changements suite à une blessure traumatique du cerveau telles que saignements, inflammation, œdème, axotomie et la mort neuronale 7.</s...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du produit </td><td> Tapez </td><td> Société </td><td> Numéro de catalogue </td></tr><tr><td> Foredom micromoteur kit </td><td> équipements </td><td> Foredom </td><td> K.1070 </td></tr><tr><td> 1,5 pouces aiguille de la seringue de calibre 22 </td><td> matériels </td><td> La société BD </td><td> 305156 </td></tr><tr><td> 1,5 pouces d&#39;aiguille de seringue de calibre 25 </td><td> matériels </td><td> La société BD </td><td> 305127 </td></tr><tr><td> Colle cyanoacrylate </td><td> matériels </td><td> Ted Pella </td><td> 14450 </td></tr></tbody></table>

préparer modèle dépouille de épileptogenèse post-traumatique chez les rongeurs

Preparing Undercut Model of Posttraumatic Epileptogenesis in Rodents

Partiellement isolé du cortex («dégagement») est un modèle animal de l&#39;épileptogenèse post-traumatique. La procédure chirurgicale consiste à couper à travers le cortex sensori-moteur et le dessous de la substance blanche (dessous) afin qu&#39;une région spécifique du cortex cérébral est largement isolés du cortex voisins et régions sous-corticales 1-3. Après un temps de latence de deux semaines ou plus après la chirurgie, décharges épileptiformes peuvent être enregistrés dans des tranches de cerveau de rongeurs 1 et crises électriques ou de comportement peuvent être observés in vivo à partir d&#39;autres espèces comme chat et le singe 4-6. Ce modèle animal bien établi est efficace pour générer et imite plusieurs caractéristiques importantes de lésions cérébrales traumatiques. Cependant, il est techniquement difficile de tenter de faire précise des lésions corticales du cerveau petit rongeur avec une main libre. Basé sur la procédure établie initialement au laboratoire du Dr David Prince à l&#39;Université Stanford 1, ici nous présentons une technique améliorée pour effectuer une intervention chirurgicale pour la préparation de ce modèle chez la souris et les rats. Nous démontrons comment faire un simple dispositif chirurgical et l&#39;utiliser pour acquérir une meilleure maîtrise de la profondeur de coupe et l&#39;angle de générer des résultats plus précis et plus cohérents. L&#39;appareil est facile à faire, et la procédure est rapide à apprendre. La génération de ce modèle animal fournit un système efficace pour l&#39;étude sur les mécanismes de l&#39;épileptogenèse post-traumatique.

Partiellement isolé du cortex («dégagement») est un modèle animal l&#39;efficacité de l&#39;épileptogenèse post-traumatique. Ici, nous montrer comment faire un nouveau dispositif chirurgical et l&#39;utiliser pour faire des lésions plus précise et plus cohérente pour générer ce modèle.

Préparer Modèle dépouille de épileptogenèse post-traumatique chez les rongeurs

Le cortex partiellement isolé (« undercut ») est un modèle animal d'épileptogenèse post-traumatique. La procédure chirurgicale consiste à couper à travers le...

Cette procédure démontrera comment préparer un modèle d'épileptogenèse post-traumatique avec lésion sous-corticale chez le rat. La première étape consiste à fabriquer un dispositif simple qui améliore la précision et la reproductibilité de la chirurgie de création de la lésion sous-corticale. Ensuite, l'animal est préparé pour l'intervention chirurgicale, et une fenêtre crânienne est découpée à la surface du crâne afin d'accéder au cerveau.Enfin, l'aiguille du dispositif de découpe est insérée dans la substance blanche du cortex cérébral et tournée pour produire une découpe en forme d'éventail dans la région cible. En définitive, des résultats peuvent être obtenus qui montrent une activité de forme épileptique dans des tranches de cerveau par l'enregistrement des potentiels de champ. Le principal avantage de cette technique est qu'une collision de corde plus précise et reproductible peut être réalisée à l'aide d'un dispositif chirurgical simple, fabriqué sur mesure.Et ce modèle animal peut être utilisé pour répondre à des questions essentielles liées à l'épileptogenèse après une lésion cérébrale traumatique. Bien que ce modèle soit souvent utilisé chez le rat, il peut également être appliqué chez la souris. En général, les personnes novices dans cette méthode éprouvent des difficultés, car réaliser une telle lésion précise du cortex de rongeur à la main est difficile.Le dispositif chirurgical se compose de trois parties : une plaque de support, un tube guide et une aiguille courbée à 90 degrés près de la pointe. Pour préparer un dispositif de sous-coupe pour une intervention chirurgicale chez des rats âgés de trois à quatre semaines, commencez par découper un morceau d'acier inoxydable ou de plastique transparent d'un millimètre à un millimètre et demi d'épaisseur, de forme rectangulaire de sept à dix millimètres sur trente millimètres. Pour fabriquer la plaque de support, prenez une aiguille de seringue de calibre 25 et une aiguille de calibre 22, puis mesurez la longueur de l'aiguille de calibre 25.Ensuite, coupez l'extrémité en plastique de l'aiguille de calibre 22 et mesurez la longueur totale du trait de l'aiguille, puis coupez l'aiguille de calibre 22 à un endroit tel que la longueur finale du tube guide soit d'environ cinq à six millimètres inférieure à celle de l'aiguille de seringue de calibre 25. Poncez l'extrémité pour la rendre plate et lisse. Utilisez de la colle cyanoacrylate pour fixer le tube guide sur la plaque de support, en veillant à ce que l'aiguille soit perpendiculaire et alignée avec le bord de la plaque de support.Insérez l'aiguille de seringue de calibre 25 dans le tube guide et courbez l'aiguille à 90 degrés, à 2,5 à trois millimètres de l'extrémité. Enfin, fixez un petit fil de cuivre ou un petit morceau de ruban adhésif à l'extrémité supérieure de l'aiguille, dans la même direction que l'extrémité courbée.Le fil ou le ruban indique l'angle de rotation de l'aiguille lors de la chirurgie sous-cutanée. Avant de commencer cette procédure, consultez le comité institutionnel de soins aux animaux afin d'obtenir l'approbation nécessaire pour les procédures suivantes. Tout d'abord, assurez-vous que tous les instruments chirurgicaux ont été stérilisés selon une méthode approuvée et qu'un champ stérile est disponible pour l'intervention chirurgicale.Anesthésiez l'animal selon le protocole approuvé et assurez-vous que l'animal est complètement anesthésié en effectuant une pincée de la queue. Utilisez un tondeur électrique pour raser le cuir chevelu de l'animal autour de la zone où l'incision sera pratiquée. Désinfectez ensuite le cuir chevelu à l'aide d'une solution de povidone iodée à 10 %, suivie d'éthanol à 70 %.Appliquer un onguent ophtalmique sur les yeux de l'animal afin d'éviter qu'ils ne s'assèchent. Pendant l'intervention chirurgicale, fixer l'animal sur un appareil stéréotaxique afin de maintenir la tête dans une position fixe et stable. Il est préférable de maintenir l'animal sur une plaque chauffante afin de prévenir l'hypothermie.À l’aide d’un scalpel, réalisez une incision médiane antéropostérieure sur le cuir chevelu, s’étendant de la région de Lambda jusqu’entre les yeux. Ensuite, utilisez des pinces hémostatiques pour écarter la peau et exposer suffisamment le côté gauche du crâne. Utilisez le scalpel pour effectuer une incision rectangulaire sur le côté gauche du crâne et pour gratter le périoste.Cette étape réduira les saignements et facilitera le perçage du crâne. Commencez par nettoyer le crâne à l’aide de sérum physiologique stérile et de plusieurs cotons-tiges afin d’éliminer le sang et de sécher la zone. Appliquez ensuite une goutte de sérum physiologique stérile au centre du côté gauche du crâne.Ensuite, commencez à percer afin de réaliser une rainure rectangulaire de quatre sur cinq millimètres au centre du côté gauche du crâne. Une fois qu’environ les deux tiers de l’épaisseur osseuse ont été percés, retirez l’excès de solution saline et nettoyez la zone percée à l’aide d’un coton-tige. Poursuivez lentement et soigneusement le perçage en profondeur jusqu’à ce que la pièce osseuse centrale puisse être déplacée par une légère pression avec une pince.Retirez soigneusement la pièce osseuse centrale en saisissant délicatement l'os avec une pince et en soulevant lentement la fenêtre osseuse pour exposer l'hémisphère gauche, tout en maintenant le dispositif de découpe sous-jacente. Orientez l'aiguille dans une direction para-sagittale et la plaque de support perpendiculairement à la ligne médiane. Dirigez la pointe de l'aiguille à un ou deux millimètres latéralement par rapport à la suture sagittale supérieure, au milieu de la fenêtre crânienne, en évitant les gros vaisseaux sanguins.Ensuite, insérez l'aiguille horizontalement à travers la dure-mère et sous le pilier. Afin d'éviter les vaisseaux sanguins, placez la partie inférieure du dispositif de sous-coupe sur les deux bords de la fenêtre crânienne de sorte que l'aiguille soit positionnée perpendiculairement à la surface corticale. Vérifiez que l'aiguille se trouve bien sous le pilier en la soulevant légèrement.Abaissez ensuite lentement l'aiguille pour réaliser une incision transcorticale jusqu'à ce que l'aiguille ne puisse plus pénétrer davantage. Ensuite, faites pivoter l'aiguille de 180 degrés en s'éloignant de la ligne médiane afin de créer un dégagement en demi-cercle dans la couche profonde VI de la substance blanche. Enfin, remontez à nouveau l'aiguille jusqu'à ce qu'elle se trouve sous le pilier.Ensuite, incliner l'appareil sous-coupé vers l'arrière et retirer l'aiguille. Placer un morceau de film plastique sur la fenêtre crânienne pour la protéger. Puis retirer les pinces hémostatiques, humidifier le cuir chevelu avec du sérum physiologique stérile si nécessaire, et le remettre en place.Fermer l'incision à l’aide de points de suture. Ensuite, libérer l’animal de l’appareil stéréotaxique et le placer sur un tapis chauffant jusqu’à ce qu’il se réveille de l’anesthésie. Après avoir replacé l’animal dans sa cage d’origine, veiller à administrer un analgésique conformément au protocole IA iacuc en vigueur.Ici, des tranches corticales coronales ont été préparées deux semaines après la procédure afin d'évaluer la réussite de la chirurgie de décollement. Les incisions transcorticales et de décollement sont discernables au grossissement faible de l'objectif d'un microscope. Cet enregistrement de potentiel de champ révèle une activité évoquée de type leptoforme dans un cortex partiellement isolé.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en environ 30 minutes si elle est correctement exécutée. Eh bien, lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler de s'exercer à l'utilisation du dispositif chirurgical avant l'intervention. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la préparation d'un modèle non sectionné d'épileptogenèse post-traumatique chez les rongeurs.

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Modèle de souris de bois d’allumage induite par le pentylènetétrazole

Modèles de crise aiguë sont importantes pour étudier les mécanismes qui sous-tendent les manifestations épileptiformes. En outre, la capacité de générer des événements épileptiforme sur demande fournit une méthode très efficace pour étudier le déroulement exact des événements qui sous-tendent leur initiation. Nous décrivons ici les modèles de saisie corticale aiguë 4-aminopyridine établies dans la souris et de tissus humains.

Génération et sur demande d’Initiation dactivité Ictal aiguë de rongeurs et de tissus humains

Ce protocole systématique décrit un nouveau modèle animal de l’épilepsie post-traumatique après des dommages légers répétitifs de cerveau. La première partie détaille les étapes de l’induction des lésions cérébrales traumatiques à l’aide d’un modèle modifié de baisse de poids. La deuxième partie fournit des instructions sur l’approche chirurgicale pour les systèmes d’acquisition de données électroencéphalographiques à un seul et à plusieurs canaux.

Induire l’épilepsie post-traumatique dans un modèle de souris de lésions cérébrales traumatiques diffuses répétitives

Ici, nous décrivons la préparation des tranches organotypiques rhinal de cortex-hippocampe. Sous une privation progressive et commandée de sérum, ces tranches dépeignent l’évolution épileptique-comme des événements et peuvent être considérées un modèle ex vivo d’épileptogenèse. Ce système représente un excellent outil pour surveiller la dynamique de l’activité spontanée, ainsi que pour évaluer la progression des caractéristiques neuro-inflammatoires tout au long de l’épileptogenèse.

Un modèle d’épileptogenèse dans les cultures de tranches organotypiques cortex rhinal-hippocampe

Ce rapport décrit les méthodes permettant de générer un modèle d’épilepsie du lobe temporal basé sur l’allumage électrique de souris transgéniques VGAT-Cre. Les souris VGAT-Cre allumées peuvent être utiles pour déterminer les causes de l’épilepsie et pour dépister de nouvelles thérapies.

Préparation et implantation d’électrodes pour allumer électriquement des souris VGAT-Cre afin de générer un modèle pour l’épilepsie du lobe temporal

L’infection intracérébrale par le virus de l’encéphalomyélite murine de Theiler (TMEV) chez les souris C57BL/6 reproduit bon nombre des symptômes cliniques précoces et chroniques de l’encéphalite virale et de l’épilepsie subséquente chez les patients humains. Cet article décrit l’infection virale, les symptômes et l’histopathologie du modèle TMEV.

Un modèle d’épilepsie d’étiologie infectieuse utilisant le virus de l’encéphalomyélite murine de Theiler

L’amygdale joue un rôle clé dans l’épilepsie du lobe temporal, qui provient et se propage à partir de cette structure. Cet article fournit une description détaillée de la fabrication d’électrodes cérébrales profondes avec des fonctions d’enregistrement et de stimulation. Il introduit un modèle d’épilepsie du lobe temporal médian provenant de l’amygdale.

Utilisation d’une électrode bipolaire pour créer un modèle murin d’épilepsie du lobe temporal par allumage électrique de l’amygdale

Apprenez à préparer un modèle d'épileptogenèse post-traumatique chez le rat en utilisant un dispositif chirurgical personnalisé pour créer des lésions corticales précises. Cette méthode améliore la reproductibilité des études sur les mécanismes épileptiques.

Préparer Modèle dépouille de épileptogenèse post-traumatique chez les rongeurs

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