Name: Débit analyse par cytométrie de cellules immunitaires dans aortes murin (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-01T13:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 15 s
Description: Découvrez une méthode de cytométrie en flux pour analyser les leucocytes aortiques et adventitiels chez la souris. Cette technique permet de caractériser les sous-populations immunitaires dans l'athérosclérose.

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Ce travail a été soutenu par les Instituts nationaux de la santé de subvention: PO1 HL55798 (à KL) et l&#39;American Heart Association Scientifique de subvention au développement 0525532U (EG).

<ol><li>Lusis, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Atherosclerosis.</a> Nature. 407, 233-2341 (2000).</li>
<li>Galkina, E., Ley, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immune+and+inflammatory+mechanisms+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Immunol%22%5BJournal%5D)">Immune and inflammatory mechanisms of atherosclerosis.</a> Annu Rev Immunol. 27, 165-197 (2009).</li>
<li>Hansson, G. K., Libby, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+immune+response+in+atherosclerosis%3A+a+double-edged+sword%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Immunol%22%5BJournal%5D)">The immune response in atherosclerosis: a double-edged sword.</a> Nat Rev Immunol. 6, 508-519 (2006).</li>
<li>Galkina, E., Ley, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Leukocyte+influx+in+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Drug+Targets%22%5BJournal%5D)">Leukocyte influx in atherosclerosis.</a> Curr Drug Targets. 812, 1239-1248 (2007).</li>
<li>Bonanno, E., Mauriello, A., Partenzi, A., Anemona, L., Spagnoli, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry+analysis+of+atherosclerotic+plaque+cells+from+human+carotids%3A+a+validation+study%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry analysis of atherosclerotic plaque cells from human carotids: a validation study.</a> Cytometry. 39, 158-165 (2000).</li>
<li>Liu-Wu, Y., Svenningsson, A., Stemme, S., Holm, J., Wiklund, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+analysis+of+macrophage-derived+foam+cells+from+human+atherosclerotic+lesions+by+using+a+%22mock%22+FL3+channel+in+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry%22%5BJournal%5D)">Identification and analysis of macrophage-derived foam cells from human atherosclerotic lesions by using a "mock" FL3 channel in flow cytometry.</a> Cytometry. 29, 155-164 (1997).</li>
<li>Galkina, E., Kadl, A., Sanders, J., Varughese, D., Sarembock, I. J., Ley, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphocyte+recruitment+into+the+aortic+wall+before+and+during+development+of+atherosclerosis+is+partially+L-selectin+dependent%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Lymphocyte recruitment into the aortic wall before and during development of atherosclerosis is partially L-selectin dependent.</a> J Exp Med. 203, 1273-1282 (2006).</li>
<li>Tung, J. W., Parks, D. R., Moore, W. A., Herzenberg, L. A., Herzenberg, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+approaches+to+fluorescence+compensation+and+visualization+of+FACS+data%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Immunol%22%5BJournal%5D)">New approaches to fluorescence compensation and visualization of FACS data.</a> Clin Immunol. 110, 277-283 (2004).</li>
<li>Smith, E., Prasad, K. M., Butcher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blockade+of+interleukin-17A+results+in+reduced+atherosclerosis+in+apolipoprotein+E-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Blockade of interleukin-17A results in reduced atherosclerosis in apolipoprotein E-deficient mice.</a> Circulation. 121, 1746-1755 (2010).</li>
<li>Eid, R. E., Rao, D. A., Zhou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interleukin-17+and+interferon-gamma+are+produced+concomitantly+by+human+coronary+artery-infiltrating+T+cells+and+act+synergistically+on+vascular+smooth+muscle+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Interleukin-17 and interferon-gamma are produced concomitantly by human coronary artery-infiltrating T cells and act synergistically on vascular smooth muscle cells.</a> Circulation. 119, 1424-1432 (2009).</li>
</ol>

Ici, nous présentons une méthode cytométrie en flux à base de l&#39;enquête de la composition des cellules immunitaires des aortes murines. L&#39;avantage majeur de cette méthode est la capacité d&#39;analyser l&#39;aorte cellules immunitaires à un niveau simple cellule et de caractériser l&#39;état d&#39;activation des leucocytes aortique. Cette méthode n&#39;est pas limitée aux aortes murines et nous (données non publiées) et d&#39;autres 10 a utilisé cette approche pour analyser des spécimens humains tels ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Matériau </td><td> Nombre de catalogue </td><td> Société </td></tr><tr><td> Collagénase XI </td><td> C7657 </td><td> Sigma-Aldrich </td></tr><tr><td> Hyaluronidase </td><td> H3506 </td><td> Sigma-Aldrich </td></tr><tr><td> DNase I, de type 2 </td><td> D4527 </td><td> Sigma-Aldrich </td></tr><tr><td> Collagénase I </td><td> C0130 </td><td> Sigma-Aldrich </td></tr><tr><td> Collagénase II </td><td> LS004174 </td><td> Worthington Biochemical Corporation </td></tr><tr><td> Élastase </td><td> LS002292 </td><td> Worthington Biochemical Corporation </td></tr></tbody></table>

débit analyse par cytométrie de cellules immunitaires dans aortes murin

Flow Cytometry Analysis of Immune Cells Within Murine Aortas

L&#39;athérosclérose est un processus inflammatoire chronique des navires de taille moyenne et grande taille qui se caractérise par la formation de plaques constituées de cellules de la mousse, les cellules immunitaires, les cellules vasculaires endothéliales et musculaires lisses, les plaquettes, la matrice extracellulaire, et un noyau riche en lipides avec une nécrose extensive et fibrose des tissus environnants. 1 Le bras innée et adaptative de la réponse immunitaire sont impliqués dans l&#39;initiation, le développement et la persistance de l&#39;athérosclérose. 2, 3 Il existe un important corpus de preuves que différents sous-ensembles des cellules immunitaires, telles que les macrophages, dendritiques cellules, les lymphocytes T et B, sont présents dans les aortes des souris saines et l&#39;athérosclérose sujettes 4. En outre, les cellules immunitaires se trouvent dans l&#39;adventice aortique entourant ce qui suggère un rôle important de ce tissu dans l&#39;athérogenèse. 2 Depuis quelque temps, la détection quantitative des différents types de cellules immunitaires, leur état d&#39;activation, et la composition cellulaire dans la paroi aortique a été limitée par RT-PCR et les méthodes immunohistochimiques pour l&#39;étude de l&#39;athérosclérose. Peu de tentatives ont été faites pour réaliser la cytométrie en flux utilisant aortes humaines, et un certain nombre de problèmes, comme une autofluorescence élevée, ont été rapportés 5,6. Homme plaques d&#39;athérosclérose ont été digérés par la collagénase 1, et les cellules libres ont été recueillies et colorées pour CD14 + / CD11c + pour mettre en évidence des cellules spumeuses macrophages dérivés. Dans cette étude, une &quot;maquette&quot; canal a été utilisé pour éviter les faux positifs coloration. 6 matériaux nécrotiques s&#39;accumulent au cours du processus de digestion donner lieu à une grande quantité de débris qui génère une autofluorescence élevées dans les échantillons de l&#39;aorte. Pour résoudre ce problème, un panneau de contrôles positifs et négatifs a été proposée, mais seulement double coloration pourrait être appliqué dans ces échantillons. Nous avons développé un nouveau flux cytométrie méthode basée sur 7 pour analyser la composition des cellules immunitaires et de caractériser l&#39;activation, la prolifération, la différenciation des cellules immunitaires dans l&#39;aorte saine et l&#39;athérosclérose sujettes. Cette méthode permet l&#39;étude de la composition des cellules immunitaires de la paroi aortique et ouvre des possibilités d&#39;utiliser un large éventail de méthodes immunologiques pour les enquêtes sur les aspects immunitaires de cette maladie.

Cet article présente une cytométrie en flux à base méthode pour étudier la composition immunitaire des aortes. Le document montre aussi une technique supplémentaire qui permet d&#39;examiner l&#39;adventice environnante et paroi de la cuve séparément. Cette méthode ouvre des possibilités d&#39;effectuer des analyses phénotypiques des leucocytes aortique et appliquer plusieurs tests immunologiques pour les études de l&#39;athérosclérose.

Débit analyse par cytométrie de cellules immunitaires dans aortes murin

L'athérosclérose est un processus inflammatoire chronique des vaisseaux de taille moyenne et grande, caractérisé par la formation de plaques composées de cellules écumeuses...

L'objectif principal de l'expérience suivante est de caractériser la composition et le phénotype des leucocytes infiltrant l'aorte et l'adventice par cytométrie en flux. Cela est réalisé en isolant d'abord une aorte athéroscléreuse, puis, dans une deuxième étape, en séparant l'adventice environnante de l'aorte et en préparant des suspensions cellulaires uniques à partir des deux tissus.Ensuite, des suspensions uniques de cellules marquées par fluorescence permettent d'obtenir des résultats différenciant des sous-populations spécifiques de leucocytes provenant du tissu adventitiel et de la paroi aortique, révélant ainsi la diversité des leucocytes infiltrant l'aorte durant l'athérogenèse, ainsi que la faisabilité de l'isolement des leucocytes du tissu adventitiel aortique par analyse cytométrique en flux de suspensions uniques de cellules. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que l'immunohistochimie, réside dans la possibilité d'examiner et de phénotyper les leucocytes à l'aide de plusieurs marqueurs provenant d'une seule aorte. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés concernant les médiateurs cellulaires de l'inflammation dans la pathogenèse de l'athérosclérose et d'autres troubles inflammatoires vasculaires.L'identification des leucocytes aortiques et la caractérisation phénotypique des médiateurs existants et nouveaux de l'inflammation contribueront à élucider les mécanismes de l'athérosclérose. Placez un tube de collecte vide pour le sang et un tube de prélèvement contenant du PBS sur de la glace. Pour chaque aorte à prélever, imbibez brièvement un souris euthanasiée avec de l'éthanol à 70 % et fixez la souris sur un support de dissection à l'aide de ruban adhésif de laboratoire.Ensuite, à l’aide d’une seringue héparinée, prélevez du sang chez la souris par ponction cardiaque. Ouvrez les cavités abdominale et thoracique à l’aide de ciseaux de dissection, puis perfusez complètement le système vasculaire avec du PBS contenant 2 % d’héparine à l’aide d’une seringue de 10 millilitres équipée d’une aiguille de 25 gauge. Ensuite, disséquez et retirez les organes viscéraux, les organes génito-urinaires, le diaphragme et la rate, en laissant les reins, le cœur et l’aorte intacts.Veiller à ce qu'il n'y ait pas de sang dans les tissus aortiques. Dissecter soigneusement les tissus adipeux et les ganglions lymphatiques para-aortiques de l'aorte, en laissant l'aorte et l'adventice intacts. Puis prélever toute l'aorte, y compris l'arc aortique ainsi que les portions descendante, thoracique descendante et abdominale.Placer l'aorte isolée dans un tube de collecte contenant du PBS. Éliminer le PBS du tube de collecte contenant l'aorte. Ajouter 2,5 millilitres de solution d'enzyme de digestion de l'adventice aortique à une fois à l'aorte.Incubez ensuite l'aorte avec la solution enzymatique pendant 10 à 20 minutes, à 37 degrés Celsius. Ajoutez du PBS dans une boîte de Pétri pendant l'incubation.Après l'incubation, transférez très soigneusement l'aorte partiellement digérée de la solution enzymatique vers la boîte de Pétri contenant le PBS. À l'aide de deux paires de pinces courbes, détachez la couche tissulaire adventicielle de l'aorte en un seul tenant.Lorsque l'aventice a été complètement retirée, transférez l'aventice et l'aorte dans des tubes Eppendorf séparés. Ajoutez ensuite 2,5 millilitres d'une solution d'enzyme de dissociation d'aorte à 1 fois aux échantillons d'aorte et d'aventice. L'aorte peut être coupée en morceaux plus petits.Pour faciliter la digestion enzymatique, incuber l'aorte et l'adventice pendant encore 30 minutes à 37 degrés Celsius. Après cette incubation, placer les tubes de tissu aortique et adventice sur de la glace. Préparer des suspensions de cellules individuelles à partir de l'aorte et de l'adventice en utilisant des filtres à cellules de 70 microns et les pistons de seringues pour dissocier mécaniquement les tissus résiduels.Transférez les suspensions cellulaires dans des tubes Fax en polypropylène de cinq millilitres. Faites tomber les cellules en culot par centrifugation pendant cinq minutes à 400 ×g et à quatre degrés Celsius. Resuspendez les cellules dans un millilitre de tampon Fax et utilisez du bleu de trypan et un hémocytomètre pour dénombrer les cellules.Étant donné que le traitement enzymatique peut affecter l'expression des antigènes de surface, incubez de petits morceaux de rate avec ou sans le cocktail d'enzymes pendant une heure à 37 degrés Celsius. Après une heure, confirmez l'absence d'effet sur l'expression de l'antigène de surface expérimental par cytométrie en flux.Étiquetez un nombre approprié de nouveaux tubes à centrifuger expérimentaux et témoins. Ajoutez les mélanges d'anticorps expérimentaux et témoins pour les antigènes extracellulaires souhaités dans un ensemble distinct de tubes étiquetés. Placez les tubes contenant les mélanges sur de la glace et protégez-les de la lumière afin de préserver les fluorochromes.Ensuite, transférez un aliquot de cinq à huit fois 10 à la puissance 5 cellules aortiques et de l’aventice dans les tubes fax préalablement étiquetés correspondants. Ajoutez un millilitre de tampon fax à chaque tube et mettez les cellules en pellet par centrifugation. Éliminez le surnageant des cellules en pellet par décantation afin de discriminer les cellules vivantes des cellules mortes.Un kit de coloration des cellules mortes vivantes, fixable, peut être utilisé en premier : préparez une solution vive-mort à 1× en ajoutant un microlitre de colorant vivant-mort redissous dans un millilitre de PBS, puis vortexez pour homogénéiser. Ensuite, ajoutez de 100 à 200 microlitres de la solution vive-mort à 1× dans les tubes d'échantillons expérimentaux et de contrôle. Incubez ensuite les échantillons avec le colorant à température ambiante pendant 10 minutes à l'abri de la lumière.Incuber le tube de contrôle unique pour le test vivant-mort à 56 degrés Celsius à l'obscurité pendant 10 minutes afin de tuer les cellules par choc thermique. Après l'incubation, laver toutes les cellules avec un millilitre de PBS et récupérer les cellules par centrifugation. Ensuite, laver les cellules en ajoutant un millilitre de tampon fax à chaque tube.Vortexez les tubes pour les mélanger, puis faites tomber les cellules en pellet par centrifugation. Éliminez le surnageant des cellules par décantation. Ajoutez 100 microlitres de blocage FC.Ajouter le tampon Fax dans tous les tubes et vortexer doucement les tubes pour resuspendre les cellules. Incuber les échantillons de 10 à 15 minutes à température ambiante à l'abri de la lumière. Ensuite, laver les cellules comme précédemment.Retirez le surnageant des cellules par décantation. Ajoutez 100 microlitres du cocktail d'anticorps approprié dans les tubes correspondants. Vortexez doucement pour resuspendre.Suspendez le culot et incubez tous les tubes pendant 20 à 30 minutes à température ambiante à l’abri de la lumière, après la coloration extracellulaire de 20 à 30 minutes. Lavez les cellules deux fois comme précédemment, décantez le surnageant et resuspendez les cellules en culot dans 300 microlitres de paraformaldéhyde à 2 % ; analysez les échantillons en cytométrie en flux après coloration. Le TER un 19 démontre que les vaisseaux digérés et non le sang périphérique circulant constituent la source de la majorité des leucocytes analysés dans la suspension cellulaire aortique.Les globules rouges positifs pour TER 1 1 9 représentent 18 % des cellules dans cette suspension cellulaire aortique représentative. Cela indique que moins de 0,02 % des cellules isolées à partir de suspensions cellulaires aortiques dérivent du sang. Les effets du cocktail enzymatique de dissociation de l'aorte sur les antigènes de surface des cellules ont été évalués. Le cocktail enzymatique n'a aucun effet sur l'expression de CD 45 ou de CD 19, comme observé ici, ni sur CD trois TCR, alpha bêta TCR Gamma delta, et plusieurs autres antigènes de surface non montrés dans cette figure.Dans les quelques figures suivantes, les leucocytes vivants CD45 positifs de l'aorte ont été sélectionnés afin de déterminer le pourcentage de lymphocytes T positifs pour l'interféron gamma au sein de la population aortique de deux jeunes souris déficientes en apolipoprotéine E. Ici, les profils de diffusion avant et de diffusion interne d'une aorte APOE représentative sont présentés ; pour analyser uniquement les leucocytes, l'antigène leucocytaire commun CD45 a été utilisé pour la sélection des leucocytes aortiques, comme illustré ici. La petite population granuleuse située le long de l'axe de diffusion latérale dans le profil de diffusion avant et latérale des leucocytes aortiques observée sur cette figure suggère la présence de cellules nécrotiques dans notre sélection de leucocytes. Afin d'éliminer ces cellules, le colorant Live/Dead Aqua a été utilisé pour sélectionner les leucocytes viables, qui représentaient jusqu'à 30 % de la population représentative visible ici sur cette figure.La présence de petites cellules non granulaires dans le profil de diffusion directe et latérale CD45 positif, vivant-mort négatif, suggère que des fragments cellulaires sont encore présents dans le tracé CD45 positif, vivant-mort négatif. Une fenêtre polygonale a été définie sur le diagramme de dispersion directe et latérale afin d'inclure uniquement les cellules viables les plus grandes dans l'analyse, comme illustré ici. L'examen de la population CD45 positive, vivant-mort négative, en fonction de la présence du TCR alpha bêta et de l'interféron gamma révèle que 6 % des leucocytes aortiques vivants sont des cellules T helper de type 1 positives pour le TCR alpha bêta et l'interféron gamma, en utilisant un schéma de fenêtrage similaire à celui des figures précédentes. Des données représentatives de coloration intracellulaire pour les macrophages CD68 positifs, CD11b positifs, ainsi que pour les cellules TCR alpha bêta positives et interféron gamma positives, provenant de deux souris APoE nulles nourries avec un régime occidental pendant 12 semaines, peuvent être observées dans les figures suivantes, comme attendu, tel qu'illustré dans cette figure.L'aorte d'une souris APOE nulle nourrie avec un régime occidental. La majorité des leucocytes présents dans l'aorte sont des macrophages présentant une double positivité pour CD 68 et CD 11 B. D'autres cellules myéloïdes CD 11 B positives représentent 15 % des leucocytes aortiques au sein de la rate de la même souris APOE nulle nourrie avec un régime occidental.7 % des cytes SP viables étaient des macrophages CD11b positifs CD68 positifs et 10 % étaient d'autres cellules myéloïdes CD11b positives. En revanche, dans cette image représentative d'un échantillon contrôle d'isotype, coloré de manière similaire, seulement 0,01 % des cytes viables APOE nulles étaient faussement positives pour l'isotype. De plus, dans un délai de 12 semaines chez des souris APOE nulles nourries avec un régime occidental, les cellules T auxiliaires TCR alpha, bêta positives et interféron gamma négatives, ainsi que les cellules TH1 productrices d'interféron gamma, constituent une proportion importante des populations de cellules T infiltrant l'aorte et des cellules T résidentes spléniques.Comme on le voit sur cette figure, l'analyse de l'aov montre qu'aucun cyte marqué avec un contrôle d'isotype ne suggère que seulement 0,5 % des cellules positives pour le TCR alpha bêta et l'interféron gamma soient faussement positives pour l'interféron gamma. Afin de démontrer la faisabilité de l'isolement de l'aventice aortique pour la coloration en cytométrie en flux, on présente ici des colorations représentatives de leucocytes positifs pour le CD 45 à partir de suspensions cellulaires de tissus adventitiels et aortiques. Les leucocytes CD 45 positifs infiltrants représentaient environ 18 % de la suspension cellulaire adventitielle et 11 % de la suspension cellulaire aortique. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de garder à l'esprit de maintenir les réactifs et les cellules sur glace et à l'abri de la lumière, sauf indication contraire.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment isoler et préparer des suspensions de cellules uniques à partir de l'aorte et de l'adventice aortique en vue de leur utilisation dans des expériences de cytométrie en flux.

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