Autopsie de diagnostic et de certains tissus et de collecte des échantillons dans les rats et les souris

L’objectif global de cette procédure est d’effectuer une nécropsie de base des rongeurs. Pour ce faire, il faut d’abord enregistrer des informations de base sur l’animal. La deuxième étape de la procédure consiste à examiner les viscères.

La troisième étape consiste à prélever des échantillons tels que des organes ou des ganglions lymphatiques mésentériques. En fin de compte, l’état de santé d’un animal peut être déterminé par l’histopathologie ou d’autres techniques. En général, les personnes qui débutent dans la réalisation d’une nécropsie auront du mal à comprendre l’anatomie des rongeurs sur le tas.

Ces méthodes peuvent aider à répondre à des questions clés sur la santé des animaux dans une colonie de recherche. La démonstration visuelle de ces techniques est essentielle car il faut du temps pour apprendre l’emplacement des différents tissus et comment identifier les tissus normaux des tissus anormaux. Avant d’euthanasier l’animal, recueillez des informations sur ses antécédents et notez ses caractéristiques actuelles telles que la condition physique, le comportement, le sexe, l’âge, le poids, la tension, etc.

Ce dossier est un âge crucial pour la personne qui examinera les tissus avant d’euthanasier l’animal. Assurez-vous d’utiliser un équipement de protection individuelle approprié. Préparez une dissection, une pince à planche, des ciseaux, des étiquettes pour contenants, des fixateurs, des supports et des récipients de collecte.

Après l’euthanasie de l’animal, évaluez son état corporel, vérifiez s’il n’y a pas d’anomalies de la peau et du pelage, d’émaciation et de déshydratation. Recherchez également des preuves de manipulations artificielles, d’implants ou de cicatrices chirurgicales sur l’animal. Ensuite, à l’aide d’un microscope à dissection, examinez en détail tous les orifices externes.

Il s’agit notamment des oreilles, des yeux, du nez, de la bouche, de l’anus et des organes génitaux. Maintenant, allongez l’animal sur le dos sur la planche de dissection, soulevez sa peau avec des pinces et utilisez des ciseaux pour ouvrir la peau de l’anus au menton. Ensuite, réfléchissez la peau sur les côtés et coupez à travers la paroi abdominale et la cage thoracique.

Exposez les viscères thoraciques en faisant deux entailles latéralement de chaque côté de la cage thoracique. Coupez le diaphragme. Retirez ensuite la cage thoracique en coupant le haut du sternum.

Maintenant, examinez les organes thoraciques et abdominaux exposés. Sachez quels changements de couleur, odeurs inhabituelles, tailles, différences et organes manquants ou disloqués. Examinez la consistance des surfaces des organes et notez toute masse tissulaire ou poche remplie de liquide.

Notez également la présence de liquide dans l’une ou l’autre des cavités. Poursuivez l’examen avec le tractus gastro-intestinal. Examinez le mésentère à la recherche de ganglions lymphatiques hypertrophiés ou de masses tissulaires.

Décrivez le contenu du tractus gastro-intestinal et vérifiez soigneusement qu’il n’y a pas de parois épaissies, de masses ou d’hémorragie. Pour examiner l’intérieur des reins, utilisez une lame pour faire une coupe longitudinale du rein gauche et une section transversale du rein droit décentrée de la ligne médiane. Vérifiez le parenchyme pour toute anomalie.

Inspectez maintenant le système urogénital chez les hommes. Identifiez les vésicules séminales, les testicules, l’épididyme, les uretères et les glandes de lecture chez les femelles. Identifiez l’utérus, les ovaires et les uretères.

Examinez le système urogénital à la recherche d’obstructions, de poches de liquide, d’hémorragies ou d’autres anomalies. Après avoir terminé ces examens, isolez et excisez les organes cibles pour un examen plus approfondi. En règle générale, le cœur, le foie, les reins et la rate sont collectés lors de leur excision.

Immergez chaque organe dans un fixateur ou suivez les premières étapes d’un protocole nécessitant ces tissus, comme la congélation ou l’immunohistochimie, pour obtenir une fixation adéquate. Généralement, les tissus sont immergés dans un conservateur comme 10 % NBF à un rapport de 20 volumes de fixateur pour un volume de tissu. Lorsque vous travaillez avec des rats, prélevez l’aspiration bronchique avant l’aspiration nasale.

Commencez par réfléchir la peau dans les tissus sous-cutanés loin de la région cervicale, exposant ainsi les glandes salivaires et la musculature cervicale. Ensuite, retirez ces tissus pour exposer la trachée. Faites une incision de trois millimètres dans la trachée et insérez une pipette chargée d’un millilitre de liquide d’échantillonnage dans la lumière trachéale dirigée trimestriellement.

Rincez lentement le liquide de prélèvement à travers la trachée et dans les poumons trois fois. Retirez ensuite le liquide de prélèvement et retirez la pipette de la trachée. Tout le liquide ne retournera pas dans la pipette.

Par conséquent, répétez le processus si vous avez besoin de plus de liquide. Pour les tests chez la souris. Pour prélever un échantillon d’aspiration nasale ou bronchique, accédez à l’ATU nasale pharyngée à l’aide de ciseaux stérilisés.

Sectionnez l’articulation mandibulaire temporale et réfléchissez la mandibule loin du maxillaire, exposant l’atu pharyngée nasale pour recueillir l’aspiration nasale. Insérez une pipette chargée d’un millilitre de liquide d’échantillonnage dans l’oreille nasale, pharyngée ou trachéale de la souris. La pipette doit être dirigée vers la grue et enfoncée.

Ainsi, la pointe entre en contact avec le palais nasal. Une fois là-bas, injectez lentement le liquide d’échantillonnage. Au fur et à mesure que le liquide pénètre dans la cavité nasale, il formera des ménisques au niveau de l’orifice nasal et devrait également être visible à travers le palais buccal translucide.

Cependant, si le liquide s’échappe par la bouche, réorientez la pipette. Une fois l’injection complète, prélevez le liquide d’échantillonnage de la cavité nasale dans la pipette, puis retirez la pipette. Commencez par saisir la trachée avec une pince et coupez-la juste au-dessus de la pince.

Ensuite, tirez doucement la trachée vers le haut, en coupant les connexions tissulaires jusqu’à ce que l’ensemble des tissus thoraciques puisse être excisé. Maintenant, posez les poumons à plat sur la surface de travail et attachez sans serrer un morceau de suture ou de ficelle autour de la trachée. Ne serrez pas le nœud, sinon vous ne pourrez pas passer l’aiguille dans la trachée.

Maintenant, remplissez une seringue de fixateur et insérez l’aiguille dans l’ouverture de la trachée tout en fixant la trachée à l’aiguille. À l’aide d’une pince, remplissez lentement les poumons de fixateur jusqu’à ce qu’ils soient complètement gonflés. Le volume du fixateur variera en fonction de l’âge, de la tension et de la santé de l’animal.

Si les tissus sous-gonflés semblent plats, s’ils sont surgonflés, un liquide mousseux s’écoulera du tissu une fois rempli, resserrez le matériau de suture ou la ficelle entourant la trachée pour empêcher le reflux du fixateur hors des poumons. Placez ensuite les poumons gonflés dans un fixateur. Placez la carcasse sur une planche de dissection propre en position couchée ventrale et utilisez des ciseaux et des pinces pour enlever la peau et le muscle recouvrant le vêleau.

Décapitez ensuite la carcasse à l’aide de petits ciseaux. Insérez la lame inférieure dans le foramen magnum et coupez la ligne médiane du vêlage en utilisant un mouvement vers le haut. Maintenant, exposez le cerveau avec des pinces en tirant sur le veau.

Si le pathologiste préfère couper des sections du cerveau pendant qu’il est dans le crâne, placez immédiatement le crâne avec le cerveau exposé dans 10 % de FBN. Sinon, saisissez la tête autour du nez avec des pinces ou des doigts et inversez doucement le crâne afin que la gravité aide le tissu à tomber du crâne. Soigneusement. Pince à courbe coulissante le long du bord externe du cerveau en commençant par les lobes olfactifs.

Continuez à faire glisser la pince le long du crâne vers le cervelet, tout en pinçant doucement les nerfs avec la même pince. Lorsque le cerveau libère de la place dans le fixateur, pour localiser d’abord les ganglions lymphatiques mésentériques, localisez le grand secum en forme de comm de l’intestin. Les ganglions lymphatiques mésentériques sont les amas de tissu ovoïdes jaunes ou sphériques du mésentère adjacent au cæcum.

Ils ont souvent une texture légèrement plus épaisse et plus ferme que le mésentère et la graisse environnants. Une lunette de dissection peut être utile pour différencier les tissus au début, mais avec l’expérience, ce ne sera pas nécessaire. À l’aide de pinces et de ciseaux, isolez les ganglions lymphatiques mésentériques, puis transférez-les dans un tube de stockage à utiliser pour la culture, la PCR ou l’histopathologie.

Après avoir terminé le protocole, ce qui suit est à la disposition d’un pathologiste ou d’un scientifique, un rapport écrit sur l’état objectif et subjectif lors de l’euthanasie. Une description objective des tissus avant leur fixation, de tous les principaux organes abdominaux et thoraciques dans le fixateur, du cerveau et des ganglions lymphatiques mésentériques et des échantillons nasaux et bronchiques aspirés. Une fois maîtrisée, une nécropsie abrégée peut prendre moins de 30 minutes.

Lors de l’exécution de cette procédure, il est important de ne pas oublier de consigner vos observations sur l’état de l’animal et de ses tissus. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’effectuer une nécropsie complète de rongeurs, y compris la collecte des poumons perfusés, des ganglions lymphatiques mésentériques et du cerveau.