Extraction d’exosomes à base de billes magnétiques : une technique pour isoler des exosomes spécifiques à partir de biofluides

0 vues4:03 min • April 30th, 2023

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Les exosomes sont des structures vésiculaires extracellulaires sécrétées par les cellules dans les biofluides. Pour capturer des exosomes spécifiques dans les biofluides, commencez par prendre des billes magnétiques enrobées de streptavidine dans un tube.

À ce tube, ajoutez des anticorps anti-humains biotinylés. La biotine présente sur les anticorps a une grande affinité pour la streptavidine présente sur les billes magnétiques. Il en résulte la conjugaison des anticorps avec les billes magnétiques.

Ensuite, ajoutez une solution de blocage riche en protéines dans le tube contenant les billes magnétiques marquées par l’anticorps. Les protéines de la solution bloquante se lient aux sites libres sur les billes magnétiques et augmentent la spécificité de la liaison aux exosomes.

Maintenant, complétez le tube avec un échantillon de biofluide riche en exosomes. Incuber le tube en l’agitant. Les exosomes du biofluide présentent des récepteurs de surface spécifiques, qui les aident à se lier aux anticorps attachés à la surface des billes magnétiques.

Ensuite, placez le tube dans un champ magnétique. Sous l’influence du champ magnétique, les billes magnétiques liées aux exosomes se fixent à la surface du tube. Ensuite, à l’aide d’une micropipette, aspirez le biofluide restant du tube.

Enfin, retirez le tube du champ magnétique et ajoutez un tampon approprié pour éluer les billes liées aux exosomes. Ces billes liées à l’exosome peuvent être utilisées pour une analyse plus poussée en aval.

Remettez en suspension une solution mère contenant 10 microgrammes par millilitre de microparticules magnétiques enrobées de streptavidine et ajoutez 5 microlitres de la solution dans un tube de microcentrifugation contenant 495 microlitres de PBS. Pour laver les billes, placez d’abord le tube sur une grille magnétique pendant 1 minute et retirez soigneusement le tampon sans déranger les billes.

Ensuite, transférez le tube dans un rack non magnétique. Ajouter 500 microlitres de PBS et pipeter pour laver les billes. Faites-le trois fois au total. Après le lavage final, remettez les billes en suspension dans 490 microlitres de PBS, puis ajoutez 5 microlitres d’anticorps anti-humains CD63 de souris biotinylés à partir d’une solution mère de 1 milligramme par millilitre.

Mélangez la solution par pipetage. Programmez un rotateur d’échantillon pour une rotation réciproque à 90 degrés pendant 5 secondes et une vibration à 5 degrés pendant 1 seconde. Placez les tubes dans le rotateur et exécutez le programme pendant 30 minutes à température ambiante.

Ensuite, transférez les tubes sur la grille magnétique pendant 5 minutes. Lavez les billes trois fois avec 500 microlitres de PBS, puis mettez-les en suspension dans 490 microlitres de PBS contenant de la caséine. Étiquetez un tube avec l’identification de l’échantillon, puis ajoutez 10 microlitres de l’échantillon.

Pipeter plusieurs fois pour mélanger l’échantillon avec les billes conjuguées d’anticorps. Ensuite, transférez les tubes dans le rotateur d’échantillon et exécutez le même programme pendant 2 heures à température ambiante. Ensuite, lavez les billes trois fois avec 500 microlitres d’un tampon de chlorhydrate de tris de 1 m à l’aide du support aimanté. Les exosomes sont maintenant liés aux billes aimantées.

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Dernière mise à jour : 1 août 2026