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La technique du patch-clamp perforé permet de mesurer en temps réel les courants ioniques associés à l’activité des canaux ioniques sur des cellules telles que le muscle lisse détrusor, ou DSM, cellules de la vessie.
Pour commencer, chargez la suspension cellulaire DSM sur une chambre en verre et incubez pour permettre l’adhérence cellulaire. Ensuite, ajoutez une solution extracellulaire contenant des ions tétraéthylammonium et césium aux cellules collées. Ces cations bloquent les canaux potassiques sur la membrane cellulaire et inhibent les courants potassiques interférents.
Ensuite, prenez une pipette à pince patch polie - un mince tube de verre creux contenant une électrode d’enregistrement connectée à un amplificateur. Remplissez la pipette à l’avant avec une solution intracellulaire et à contre-temps avec la même solution mais contenant de l’amphotéricine-B, un antibiotique perforant la membrane.
Maintenant, immergez la pointe de la pipette dans la solution extracellulaire contenant des cellules DSM. Après avoir réglé le potentiel et le courant à des niveaux appropriés, avancez la pointe de la pipette vers la membrane de la cellule et surveillez simultanément la résistance de l’électrode.
Une augmentation rapide de la valeur de résistance indique que la pointe de la pipette a atteint la membrane cellulaire. Maintenant, appliquez une légère aspiration sur l’électrode pour former un joint étanche appelé giga-seal entre la pointe de la pipette et la membrane plasmique.
Après la formation du joint, l’amphotéricine se diffuse lentement dans la pointe et perfore la membrane, formant des pores ioniques. Une fois la perforation optimale obtenue, les ions se déplacent entre les cellules et l’électrode, générant des courants proportionnels à la fonction du canal ionique.
Pipetez 0,25 à 1 millilitre de suspension cellulaire sur une chambre à fond de verre posée sur la platine d’un microscope inversé et incubez-la pendant au moins 45 minutes pour permettre aux cellules d’adhérer. Ensuite, retirez le DS du bain et remplacez-le par une solution E par superfusion.
Tirez plusieurs électrodes de patch, polissez au feu les pointes des électrodes et enduisez les pointes de cire dentaire si nécessaire. Remplissez l’extrémité d’une électrode patch avec la solution de pipette sans amphotéricine-B en trempant brièvement l’électrode dans la solution. Le succès de l’électrophysiologie par patch-clamp dépend de la qualité des cellules DSM et de la solubilisation de l’amphotéricine B.
Remplissez l’électrode avec la même solution de pipette contenant de l’amphotéricine B et montez l’électrode sur un support connecté à une tête d’amplificateur à pince patch. À l’aide d’un micromanipulateur, placez l’électrode juste sous la surface de la solution extracellulaire afin que la pointe de l’électrode soit juste immergée.
Ensuite, déterminez la résistance de l’électrode à l’aide de la fonction de fenêtre de test de membrane du logiciel d’acquisition commerciale et faites avancer l’électrode vers la cellule d’intérêt. Lorsque vous touchez la surface de la cellule avec l’électrode, formez un giga-joint en appliquant une légère pression négative rapide sur l’électrode via un tube. Il en résulte une pression négative à l’extrémité de l’électrode, ce qui permet d’obtenir une giga-étanchéité réussie, comme le confirme le test de membrane.
Attendez 30 à 60 minutes pour que l’amphotéricine-B se diffuse dans la pipette et soit insérée dans la membrane plasmique, formant des pores principalement sélectifs aux cations monovalents. Continuez à surveiller le giga-seal avec la fonction Membrane Test.
Lorsque la perforation du patch est optimale, annulez les transitoires de capacité en ajustant les cadrans pour la capacité des cellules et la résistance en série sur l’amplificateur. Une fois que les courants cationiques stables sont observés, enregistrez les courants avec le protocole de pas de tension de routage comme décrit dans le manuscrit.