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Les interactions cellule-cellule – médiées par des protéines à la surface des cellules voisines – peuvent être étudiées dans des cellules vivantes à l’aide d’un test de spectroscopie de fluctuation de fluorescence.
Tout d’abord, prenez des cultures cellulaires distinctes exprimant un récepteur d’adhésion – une protéine transmembranaire. Le récepteur dans les cellules des deux populations est marqué avec des protéines fluorescentes séparées spectralement. Ces marqueurs fluorescents sont présents sur la région cytoplasmique du récepteur, empêchant l’interférence avec l’interaction cellule-cellule.
Jetez le milieu et ajoutez de la trypsine, facilitant ainsi le détachement cellulaire. Mélangez les deux populations cellulaires et incubez, permettant aux récepteurs des cellules voisines de former des trans-interactions homotypiques.
Placez les cellules sous un microscope confocal. Illuminez l’échantillon à l’aide de sources laser de longueurs d’onde appropriées, provoquant une émission des deux étiquettes fluorescentes. Localisez deux cellules voisines avec des signaux de fluorescence de couleurs différentes en contact.
Effectuez un balayage linéaire (perpendiculaire à la région des membranes cellulaires en contact) à l’aide du canal spectral des deux marqueurs fluorescents. Le laser se concentre sur un petit volume de l’échantillon - le volume de détection. Au fur et à mesure que les récepteurs marqués par fluorescence diffusent dans et hors du volume de détection, l’intensité de la fluorescence fluctue.
Si les récepteurs des cellules voisines n’interagissent pas, ils se déplacent individuellement, ce qui entraîne des fluctuations indépendantes de leur intensité de fluorescence avec une faible corrélation croisée.
Si les cellules voisines en contact interagissent via leurs récepteurs, les protéines en interaction diffusent ensemble, provoquant une fluctuation corrélée de leur intensité de fluorescence.
Transférez la solution cellulaire d’un puits dans le puits correspondant. Mélangez doucement en pipetant plusieurs fois de haut en bas, puis ensemencez les cellules mélangées dans une boîte à fond de verre de 35 millilitres et cultivez les cellules ensemencées à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone pendant une journée.
Dans le logiciel de microscope confocal à balayage laser, configurez le chemin optique. Pour éviter la diaphonie spectrale, sélectionnez deux pistes distinctes pour exciter et détecter mEGFP ou mEYFP et mCherry ou mCardinal séquentiellement, puis sélectionnez « Changer de piste à chaque ligne ». Pour la détection, utilisez des filtres appropriés pour les deux canaux.
Placez le plat contenant les cellules mélangées sur le porte-échantillon. Après avoir attendu 10 minutes pour assurer l’équilibre de la température et réduire la dérive de la mise au point, concentrez-vous sur les cellules à l’aide de la lumière de transmission dans le menu « Localiser ». Recherchez une paire de cellules « rouges » et « vertes » en contact l’une avec l’autre.
Ensuite, sélectionnez un chemin de balayage perpendiculaire au contact cellule-cellule à l’aide du bouton « Recadrer ». « Zoomez » pour atteindre une taille de pixel de 50 à 200 nanomètres et sélectionnez « Ligne » en « Mode de balayage ». Réglez « Taille de l’image » sur 128 x 1 pixels. Réglez « Vitesse de balayage » sur la valeur maximale autorisée, puis réglez les cycles sur 100 000 à 500 000.
Ensuite, choisissez les puissances laser appropriées. Réglez les détecteurs sur le mode « Comptage de photons ». Appuyez sur « Démarrer l’expérience » pour commencer l’acquisition.