Évaluation de la distribution intracellulaire des conjugués d’anticorps modifiés par des peptides dérivés du virus

0 vues4:59 min • July 8th, 2025

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Commencer avec des cellules érythroblastiques humaines collées.

Introduire des conjugués d’anticorps modifiés par des peptides dérivés du virus. Ces conjugués contiennent une séquence de localisation nucléaire, ou NLS, du virus, et un résidu d’acide cholique.

Pendant l’incubation, les conjugués d’anticorps interagissent avec les récepteurs de surface cellulaire et s’internalisent dans les endosomes.

L’acide cholique contenu dans le conjugué aide à s’échapper du compartiment endosomal, permettant l’accumulation intracellulaire, tandis que les protéines de transport et le NLS facilitent leur localisation nucléaire.

Introduisez de la trypsine et un tampon contenant de l’EDTA pour détacher les cellules et éliminer les conjugués liés à la surface.

Ajouter un milieu enrichi de sérum pour inhiber l’activité de la trypsine.

Centrifugeuse pour recueillir les cellules, les fixer et les perméabiliser.

Introduire des anticorps secondaires marqués au fluorophore rouge lointain, se liant à des conjugués localisés et laver.

Traiter avec un colorant nucléaire.

Observez au microscope confocal et capturez des images à différentes profondeurs planes.

Après le traitement de l’image, la cellule présente de petits foyers fluorescents verts à l’intérieur du cytoplasme et du noyau, confirmant la distribution intracellulaire des conjugués d’anticorps.

Traitez les cellules cibles TF-1a avec 200 nanomolaires conjugués d’acide cholique-anticorps 7G3. Inclure les cellules traitées avec des anticorps monoclonaux de contrôle modifiés. Incuber 5 x 106 cellules positives à l’antigène avec les conjugués à 37 degrés Celsius pendant une heure. Retirez ensuite le surnageant et utilisez un millilitre de PBS glacé pour laver les cellules trois fois.

Ajoutez du milieu frais et incubez les cellules à 37 degrés Celsius pendant une heure supplémentaire. Ensuite, ajoutez 0,5 millilitre de PBS contenant 0,25 % de trypsine et d’EDTA, et incubez les cellules à 37 degrés Celsius pendant 30 minutes maximum. Ensuite, utilisez 1,5 millilitre de milieu RPMI-1640 avec 10 % de FBS pour neutraliser la trypsine.

Centrifugez les cellules à 500 fois g pendant cinq minutes. Retirez le surnageant et utilisez 0,5 millilitre de PBS glacé pour laver les cellules trois fois de plus. Ajoutez 0,5 millilitre de PFA à 1 % et de saccharose à 1 % dans du PBS aux cellules et placez-les sur de la glace pendant 30 minutes pour les fixer.

Ensuite, utilisez 0,5 millilitre de PBS glacé pour laver les cellules trois fois, et centrifugez les échantillons à 250 fois g pendant cinq minutes. Ensuite, ajoutez 0,15 % de Triton X-100 dans du PBS aux cellules et perméabilisez-les sur de la glace pendant cinq minutes. Ensuite, avec du PBS glacé, lavez les cellules et répétez la centrifugation.

Suspendez les cellules dans 0,1 millilitre de PBS contenant deux microgrammes par millilitre d’un anticorps polyclonal secondaire anti-murin Fc conjugué à AlexaFluor 647, et incubez les échantillons dans l’obscurité à température ambiante pendant une heure. Centrifugez les cellules à 250 fois g pendant cinq minutes et utilisez 0,5 millilitre de PBS glacé pour laver les cellules trois fois.

Ensuite, mettez les cellules en suspension dans 0,5 millilitre de PBS. Ajoutez 10 microgrammes par millilitre d’iodure de propidium aux cellules. Ensuite, à l’aide d’un support de montage, montez 1 x 105 cellules sur des lames de verre avant de recouvrir l’échantillon d’une lamelle en verre. Examinez les cellules à l’aide d’un objectif à immersion dans l’huile Plan Apo 60X, ouverture numérique de 1,42, sur un microscope confocal à balayage laser inversé.

Détectez la fluorescence PI à l’aide du laser à argon de 488 nanomètres et du prisme de balayage spectral réglé pour 600 à 650 nanomètres. Pour la fluorescence AF 647, utilisez le laser hélium-néon de 633 nanomètres et le prisme de balayage spectral réglé pour 650 à 700 nanomètres. Collectez des images de P1 et AF 647 de manière séquentielle, de 1024 x 1024 pixels avec une moyenne de ligne 2X prise à des intervalles de 0,5 micron sur toute l’épaisseur de la cellule. Présentez des images sous forme de projections Z.

Pour analyser les cellules, évaluer et enregistrer si la fluorescence intracellulaire dans le cytoplasme est groupée et proche de la surface cellulaire ou diffuse et homogène. Évaluez également l’intensité relative de la fluorescence par cellule.

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Dernière mise à jour : 1 août 2026