Name: Concentration des métabolites issus de communautés planctoniques à faible densité de lenvironnement en utilisant métabolomique résonance magnétique nucléaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 47 s
Description: Découvrez une méthode de filtration pour concentrer et extraire les métabolites de communautés planctoniques à faible densité en vue d'une analyse par spectroscopie de résonance magnétique nucléaire.

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Cette recherche a été financée en partie par des subventions en aide à la recherche scientifique pour contester la recherche exploratoire (JK), et la recherche scientifique (A) (JK et SM) du ministère de l&#39;Education, la Culture, des Sports, des Sciences et Technologie, Japon . Un RIKEN FPR bourse (RCE) a fourni un appui supplémentaire. Les auteurs expriment leur gratitude à MM. Eisuke Chikayama, Yasuyo Sekiyama et Mami Okamoto pour l&#39;assistance technique avec la RMN et les analyses statistiques.

1. Préparation du filtre pour éliminer extractibles <ol><li> Utilisez de 25 mm de diamètre de 0,22 um des pores de taille Durapore PVDF filtres hydrophiles (Millipore). Placer les filtres dans un bécher propre de 500 ml en pyrex à l'aide des pincettes. Pré-rincer trois fois avec de l'eau distillée. Swirl bien que vous rincer pour éviter les filtres de coller les uns aux autres. Ajouter 300 ml Milli-Q (Millipore) ou l'équivalent en eau de qualité. Autoclave pour faciliter l'enlèvement complet des substances extractibles par les filtres. </li><li> Décanter le Milli-Q et encore rincer trois fois les filtres, cette fois avec Milli-Q. L'utilisation de filtres lieu pincettes individuelles sur une surface propre et sec (comme une feuille d'aluminium) et soit à sec à une température raisonnable (par exemple 37 ° C) ou l'air sec. Les filtres sont maintenant prêt à utiliser. </li></ol> 2. Filtration des matières échantillon <ol><li> Pour démontrer ce protocole, un acier inoxydable Millipore 3-lieu collecteur filtrant avec des colonnes de microanalyse de 25 mm avec filtre en verre prend en chargeet une pompe mécanique sont utilisés. En utilisant une technique aseptique, placer un seul filtre de 25 mm sur la base de la colonne de filtre, appliquer de la colonne et serrer ensemble. </li><li> Chargez 15 ml de l'échantillon à la colonne, ouvrez l'obturateur sur le collecteur filtrant, et tourner sur la pompe. Filtrer sous une légère pression pour minimiser la rupture des cellules (&lt;5 kPa). D'autres pompes, comme la main ou une pompe péristaltique peut être adapté à ce protocole. Pour les échantillons à faible densité, des additions successives d'eau peut être nécessaire, ne laissez pas le filtre est à sec pendant une période prolongée de temps entre les additions d'eau. </li><li> Pour les échantillons marins, après avoir filtré l'échantillon, vous pouvez effectuer une eau douce de rinçage en option pour réduire les ions paramagnétiques résiduelles dans votre échantillon et sur le filtre. Cela peut aider avec le réglage plus précis de l'aimant du spectromètre. Il suffit de douceur ajouter un petit volume d'eau et filtrer à travers votre échantillon prélevé à la fin. </li><li> Une fois que le filtrage est terminé, éteignez la pompe, et de laisser le robinet OPEn Il ya donc encore une pression négative dans le filtre. Retirez la pince et de la colonne filtre. </li><li> Avec une main, utilisez des pinces propres pour prendre la main sur le filtre. Repliez le filtre à travers lui-même, mais ne se froisse pas. Avec votre autre main utiliser la lèvre d'un microtube de 2 ml stérile à maintenir enfoncé le filtre. Libérer la pince de les utiliser pour re-saisir les deux bords du filtre. Regrip à un angle de 45 ° au bercail. </li><li> Placez le filtre dans le tube de 2 ml et la libération de sorte qu'il s'ouvre avec le côté de l'échantillon vers l'intérieur. Vous pouvez placer jusqu'à deux filtres dans le stérile tube de 2 ml de cette façon. Si vous utilisez deux filtres, veiller à ce qu'ils se chevauchent aussi peu que possible. Geler immédiatement (au moins à -30 ° C). </li></ol> 3. Extraction d'une solution aqueuse-solubles métabolites <ol><li> Lyophiliser vos échantillons pendant la nuit ou pendant au moins 10 heures. </li><li> Après lyophilisation, ajouter un concasseur acier inoxydable à chaque tube (Tokken). Ajouter 750 ul de potassium normaliséetampon phosphate de RMN en oxyde de deutérium (2 H&gt; 90%) avec le 2,2-diméthyl-2-silapentane-5-sulfonate (DSS) norme (KPI; 38,3 mM KH 2 PO 4, 61,7 mM de K 2 HPO 4, DSS 0.1 mM, pH 7,0, 90% de D 2 O) 2. </li><li> Sonication des échantillons pendant 5 minutes à 4 ° C dans un sonicateur eau (Bioruptor, Diagenode) pour enlever le matériau cellulaire provenant du filtre. Retirer les filtres avec des pincettes propres. </li><li> Dissocier les cellules en utilisant un broyeur moulin (1600 rpm) pendant 5 minutes. </li><li> Incuber à 65 ° C avec agitation (1400 rpm) sur un agitateur de paillasse (Eppendorf) pendant 15 minutes. </li><li> Retirer le porc de métal avec des pincettes propres, et centrifuger l'échantillon à 13000 g pendant 5 minutes. </li><li> Prélever le surnageant directement à un tube de RMN pour la spectroscopie RMN. </li></ol> 4. La spectroscopie RMN et analyse des données <ol><li> Chargez votre échantillon dans un spectromètre de RMN (ici, un Bruker DRX-500 spectromètre équipé d'Sonde TXI avec triple axe du gradient contrôlé par un ordinateur exécutant xwin-RMN). </li><li> Obtenir 1D spectres RMN 1 H en utilisant des méthodes appropriées publiées précédemment 2,15 à partir de l'interface xwin-RMN. Dans la présente étude 1 H RMN ont été enregistrés sur une exploitation DRX-500 spectromètre à 500,03 MHz à 298 K. signaux d'eau résiduels ont été supprimées par la séquence d'impulsions du Watergate, avec un temps de répétition de 1,2 s. 128 transitoires ont été recueillies pour obtenir 32.000 points de données par spectre. </li><li> Transférer les répertoires de données RMN à un PC installé le logiciel NMRPipe 16. Traiter les données brutes et de la DSS ensemble comme référence 0 ppm ensuite manuellement éliminer les spectres. Numérisez les données spectrales dans un ensemble de valeurs discrètes, en intégrant ou «binning» eux avec des logiciels tels que rNMR, Automics, ou en utilisant le paquet FT2B la disposition du public sur le site Web ECOMICS ( <a href="https://database.riken.jp/ecomics/">https://database.riken.jp/ecomics/</a> ) 3,17. En eest, par exemple, les spectres ont été intégrés entre 0,5 et 10,5 ppm sur 0,032 ppm régions intégrales en utilisant ECOMICS et normalisées pour soit DSS ou de l'intensité totale du signal. Les données de sortie peuvent maintenant être utilisées pour l'analyse statistique en aval tels que l'analyse en composantes principales (ACP) à l'aide des logiciels gratuits comme R 18. </li></ol> 5. Les résultats représentatifs Un exemple de spectres RMN 1 H obtenu en utilisant les méthodes ci-dessus sont présentés dans la figure 1. Ces échantillons, à partir de deux points dans le temps d'une expérience en microcosme montrent des différences claires en raison de l'activité métabolique des algues. Le jour 4 spectre montre abondance considérable de pics, en particulier dans la gamme 3-4 ppm par rapport à l'échantillon une jour. Ces pics peuvent être attribués à des sucres produits par la floraison des diatomées dans le microcosme. Dans une expérience similaire de comparer la croissance des communautés planctoniques naturelles en eau de mer artificielle ou naturelle, les approches statistiques sette comme tracé analyse en composantes principales score (PCA) provenant de spectres RMN binned peut être utilisé pour montrer clairement les différences métaboliques entre les deux traitements (Fig. 2), alors que les parcelles de chargement peut identifier les pics dans les spectres que la forme de la distribution des données . Ces résultats peuvent être comparés avec les données de niveaux omique autres, tels que des méthodes empreintes génomiques (Fig. 3). Ces pics de RMN peut être interrogé individuellement (par exemple à la BMRB; <a href="http://www.bmrb.wisc.edu/">http://www.bmrb.wisc.edu/</a> ) 19, ou des spectres entière peut être analysé statistiquement (par exemple avec SpinAssign à <a href="http://prime.psc.riken.jp/?action=nmr_search">http://prime.psc.riken. jp /? action = nmr_search</a> ) 2. Dans cet exemple, les différences entre les traitements étaient dus à une abondance de pics dans la région sucres (3,39 ppm à 4,04 ppm) des spectres de métabolites naturels de la communauté de plancton, et plusieurs pics caractéristiques des communautés d'eau de mer artificielle étaient provisoirement identified que le lactate et le formate en utilisant SpinAssign. <img src="/files/ftp_upload/3163/3163fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Représentant spectres RMN 1 H obtenu à partir d'échantillons transformés en utilisant cette procédure. Échantillons ont été prélevés avant Microcosm (jour 1) et pendant (jour 4) une prolifération de diatomées intense. Des expériences de RMN ont été effectuées sur un appareil Bruker DRX-500 avec des signaux normalisés à la hauteur du pic standard interne (DSS; 0 ppm). <img src="/files/ftp_upload/3163/3163fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. L'analyse des principaux composants score de parcelle (PCA) pour les spectres RMN binned de metabolomes de d'origine naturelle communautés planctoniques microbiens cultivés dans des microcosmes avec naturel (losanges vides) ou d'eau de mer artificielle (cercles noirs). Effacer les différences métaboliques peuvent être observés dans le nuage de points. Une parcelle de chargement d'une telle analyse peut ensuite être utilisé pour identifier les pics distincts d'importance dansle système; ces pics peuvent être analysées en fonction des besoins. <img src="/files/ftp_upload/3163/3163fig3.jpg" alt="Figure 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 3"> Figure 3. Un exemple de multi-omique analyse combinant la RMN avec les données génomiques. Composition de la communauté basés sur l'électrophorèse sur gel en gradient de dénaturation de 18S (à gauche) et 16S (à droite) ARNr provenant des mêmes échantillons analysées dans la figure 2 montre également différents schémas de répartition des communautés microbiennes naturelles entre (losanges vides) et artificiels (cercles noirs) microcosmes d'eau de mer. Cette correspondance entre le métabolome et du génome de systèmes naturels démontre l'utilité de cette approche.

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</ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

La méthode d&#39;extraction de filtration et de son métabolite démontré ici permet de biomasse planctonique microbienne être collectées en quantité suffisante pour la métabolomique RMN. Bien que l&#39;extraction d&#39;une solution aqueuse ne solubles métabolites en utilisant des KPI et 1D 1 H RMN est démontrée, les solvants d&#39;extraction d&#39;autres approches et spectroscopiques peuvent être utilisés. Un exemple intéressant est l&#39;utilisation de méthanol deutéré comme solvant semi-polaire, qui a été mo...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> 0,22 um PVDF hydrophile Durapore filtres, 25 mm </td><td> Millipore </td><td> GVWP02500 </td><td></td></tr><tr><td> Titulaire Microanalyse filtre, 25 mm, fritte de verre soutien </td><td> Millipore </td><td> XX1002500 </td><td></td></tr><tr><td> 3-lieu collecteur, 47 mm, en acier inoxydable </td><td> Millipore </td><td> XX2504735 </td><td></td></tr><tr><td> KH 2 PO 4 </td><td> Wako </td><td> 169-04245 </td><td></td></tr><tr><td> K 2 HPO 4 </td><td> Wako </td><td> 164-04295 </td><td></td></tr><tr><td> Oxyde de deutérium, 2 H&gt; 90% </td><td> Campridge Laboratoties isotopes </td><td> DLM-4 </td><td></td<html> &gt; </tr><tr><td> DSS </td><td> Fluka </td><td> 92754 </td><td></td></tr><tr><td> Automill </td><td> Tokken </td><td> TK-AM4 </td><td> Concasseurs en acier inoxydable inclus </td></tr><tr><td> Thermomixer confort </td><td> Eppendorf </td><td> 5355 000.011 </td><td></td></tr><tr><td> Bioruptor </td><td> Diagenode </td><td> UCD-200 </td><td></td></tr><tr><td> Évaporateur sous vide </td><td> Eyela </td><td> CVE-3100 </td><td></td></tr><tr><td> RMN </td><td> Bruker </td><td> DRX-500 avec 5 mm de TXI sonde </td><td></td></tr><tr><td> Spectral outil binning </td><td> Développé à l&#39;origine </td><td> FT2DB </td><td> <a href="https://database.riken.jp/ecomics/">https://database.riken.jp/ecomics/</a> </td></tr><tr><td> Outil d&#39;annotation et de base de données métabolite </td><td> Développé à l&#39;origine </td><td> SpinAssign </td><td>= Nmr_search &quot;&gt; http://prime.psc.riken.jp/?action=nmr_search </td></tr></tbody></table>

concentration des métabolites issus de communautés planctoniques à faible densité de l&#39;environnement en utilisant métabolomique résonance magnétique nucléaire

Concentration of Metabolites from Low-density Planktonic Communities for Environmental Metabolomics using Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy

L&#39;environnement métabolomique est un domaine émergent qui est de promouvoir la compréhension nouvelle dans la façon dont les organismes de répondre et d&#39;interagir avec l&#39;environnement et l&#39;autre au niveau biochimique 1. La résonance magnétique nucléaire (RMN) est l&#39;un de plusieurs technologies, y compris chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS), avec la promesse considérable pour de telles études. Avantages de la RMN est qu&#39;il est adapté à des analyses non ciblées, fournit des informations structurelles et les spectres peuvent être interrogés de façon quantitative et statistique des bases de données récemment disponibles contre des spectres métabolite individuelle 2,3. En outre, les données spectrales de RMN peuvent être combinées avec des données provenant d&#39;autres niveaux omique (transcriptomique, par exemple, la génomique) pour fournir une compréhension plus complète des réponses physiologiques des taxons les uns aux autres et l&#39;environnement 4,5,6. Cependant, la RMN est moins sensible que d&#39;autres techniques de métabolomique, ce qui rend difficile à apnappe à des systèmes microbiens naturels où les populations d&#39;échantillons peuvent être concentrations de faible densité et de son métabolite faibles par rapport à des métabolites de bien défini et facilement extractibles sources telles que les tissus entiers, ou de cellules biofluides-cultures. Par conséquent, les quelques directs sur l&#39;environnement métabolomique de microbes réalisées à ce jour ont été limitées à la culture à base de ou facilement définies à haute densité tels que les écosystèmes d&#39;accueil-symbiotes systèmes, construits co-cultures ou des manipulations de l&#39;environnement intestin, où l&#39;étiquetage des isotopes stables peuvent être en outre utilisé pour amplifier les signaux de RMN 7,8,9,10,11,12. Les méthodes qui facilitent la concentration et la collecte des métabolites de l&#39;environnement à des concentrations appropriées pour la RMN font défaut. Depuis l&#39;attention récente a été donnée aux métabolomique de l&#39;environnement d&#39;organismes dans le milieu aquatique, où une grande partie du flux d&#39;énergie et des matériaux est médiée par la communauté planctonique 13,14, nous avons développé une méthode pour la concentrationtion et l&#39;extraction de l&#39;ensemble de la communauté-métabolites de systèmes microbiens planctoniques par filtration. Disponibles dans le commerce hydrophiles poly-1 ,1-difluoroéthylène (PVDF) filtres sont spécialement traitées pour supprimer complètement extractibles, ce qui peut apparaître autrement en tant que contaminants dans les analyses ultérieures. Ces filtres traités sont ensuite utilisés pour filtrer des échantillons environnementaux ou expérimentaux d&#39;intérêt. Filtres contenant l&#39;échantillon humide sont lyophilisée et une solution aqueuse-solubles métabolites sont extraits directement de la spectroscopie RMN classique en utilisant un tampon phosphate de potassium standardisé d&#39;extraction 2. Données issues de ces méthodes peuvent être analysées statistiquement pour identifier les tendances significatives, ou intégrée à d&#39;autres niveaux omique pour la compréhension globale de la communauté et la fonction des écosystèmes.

Une méthode pour l&#39;extraction de métabolite communautés planctoniques microbiens est présenté. Échantillonnage ensemble de la communauté est réalisée par filtration sur des filtres spécialement préparés. Après lyophilisation, aqueuse-solubles métabolites sont extraits. Cette approche permet une application de la métabolomique environnementaux trans-omique enquêtes de communautés microbiennes naturelles ou expérimentales.

Concentration des métabolites issus de communautés planctoniques à faible densité de l&#39;environnement en utilisant métabolomique résonance magnétique nucléaire

La métabolomique environnementale est un domaine émergent qui favorise une nouvelle compréhension de la manière dont les organismes répondent à l'environnement et interagissent avec celui-ci et avec chaque...

La spectroscopie par résonance magnétique nucléaire offre plusieurs avantages distincts pour la recherche en métabolomique environnementale, mais présente une sensibilité relativement faible dans cette procédure. Une méthode de filtration permettant la concentration et l'extraction de métabolites provenant de communautés entières à partir de systèmes planctoniques, adaptée à la RMN, est décrite. Cette approche est réalisée en préparant tout d'abord spécialement les filtres destinés à la collecte des échantillons, en éliminant les substances extractibles.La deuxième étape de la procédure consiste à filtrer l'échantillon, naturel ou expérimental, sur les filtres. La troisième étape de la procédure est de lyophiliser le matériau échantillonné et d'extraire les métabolites. La dernière étape de la procédure consiste à analyser les échantillons par spectroscopie de résonance magnétique nucléaire et à intégrer les données de manière appropriée.En fin de compte, des résultats peuvent être obtenus qui montrent les changements métaboliques dans des échantillons naturels le long de gradients environnementaux ou en réponse à des manipulations expérimentales, grâce aux approches de métabolomique et de transams. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme la centrifugation, est que l'ensemble de la communauté peut être échantillonné et que des volumes d'échantillons plus grands sont possibles pour les échantillons de faible densité. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de l'écotoxicologie des métaux, telles que la manière dont la croissance microbienne réagit aux changements environnementaux. La démonstration de la procédure sera assurée par Stage et From de mon laboratoire.Commencez ce protocole en plaçant les filtres dans un bécher Pyrex propre de 500 millilitres à l’aide de pinces. Recouvrez les filtres d’eau distillée pour effectuer un prélavage, agitez bien afin d’éviter que les filtres ne collent entre eux. Versez l’eau et répétez le rinçage deux fois.Après le dernier rinçage, ajouter 300 millilitres d'eau Milli Q dans le bécher et stériliser les filtres en autoclave. Une fois les filtres stérilisés en autoclave, verser l'eau Milli Q et rincer trois fois les filtres comme précédemment, en utilisant cette fois de l'eau Milli Q.Placer les filtres individuels sur une surface propre et sèche, comme du papier d'aluminium, à l'aide de pinces, et les faire sécher à une température raisonnable. Par exemple, à 37 degrés ou à l'air, les filtres sont désormais prêts à être utilisés pour la démonstration de ce protocole. Un collecteur de filtration en acier inoxydable Millipore à trois postes, équipé de colonnes de filtration microanalytiques de 25 millimètres avec supports en verre et d'une pompe mécanique, est utilisé selon une technique aseptique.Placer un seul filtre de 25 millimètres sur la base de la colonne de filtration. Appliquer la colonne et fixer l'appareil avec une pince. Charger 15 millilitres d'échantillon ici obtenus à partir d'un microcosme riche en nutriments dans la colonne.Ouvrir la vanne d'arrêt du collecteur de filtration et mettre en marche la pompe de filtration sous une pression douce afin de minimiser la rupture des cellules. Pour les échantillons de faible densité, des ajouts successifs d'eau peuvent être nécessaires. Veiller à ne pas laisser le filtre s'assécher pendant une période prolongée entre les ajouts d'eau.Deuxièmement, réduire les sels paramagnétiques résiduels provenant des échantillons marins et effectuer un rinçage facultatif à l'eau douce. Une fois le filtrage terminé, éteindre la pompe et laisser la vanne ouverte afin de maintenir une pression négative sous le filtre. Retirer la pince et la colonne de filtration d'une seule main.Utilisez des pinces propres pour saisir le filtre. Repliez le filtre sur lui-même sans faire de pli à l'aide de l'autre main. Utilisez le bord d'un tube stérile de microcentrifugation de deux millilitres pour maintenir le filtre en place.Placez le filtre dans le tube de deux millilitres et relâchez-le afin qu’il s’ouvre avec le côté échantillon tourné vers l’intérieur. Congelez immédiatement dans l’azote liquide pour extraire les métabolites solubles dans l’eau. Réhydratatez d’abord les échantillons toute la nuit ou pendant au moins 10 heures après lyophilisation, puis ajoutez un broyeur en acier inoxydable à chaque tube.Ajouter 750 microlitres de tampon phosphate de potassium standardisé et d'oxyde de deutérium contenant l'étalon DSS. Soniquer les échantillons pendant cinq minutes à quatre degrés dans un bain de sonication à eau afin d'éliminer le matériel cellulaire du filtre. Retirer les filtres à l’aide de pincettes propres.Disruptez les cellules à l’aide d’un broyeur à billes à 1600 tr/min pendant cinq minutes. Incubez ensuite à 65 degrés Celsius. Agitez par secouage sur un agitateur de laboratoire pendant 15 minutes.Après l'incubation, retirez le broyeur métallique à l'aide de pinces propres. Centrifugez l'échantillon à 13 000 ×g pendant cinq minutes. Après la centrifugation, aspirez le surnageant et transférez-le directement dans un tube RMN pour la spectroscopie par RMN.Chargez l'échantillon dans le spectromètre RMN ici. Les échantillons sont analysés sur un spectromètre Bruker DRX 500 équipé d'une sonde TXI avec gradient triaxial, fonctionnant à 298 Kelvin. Verrouillez, accordez et corrigez l'aimant.Obtenir des spectres RMN du proton 1D à l'aide de l'interface Top Spin et des méthodes décrites précédemment, ou utiliser un autre logiciel d'interface de spectromètre selon les besoins. Ici, les spectres ont été enregistrés avec suppression des signaux résiduels de l'eau par la séquence d'impulsions Watergate, avec un temps de répétition de 1,2 seconde. Dans le présent exemple, 128 transitoires ont été collectés pour chaque échantillon.Transférez les répertoires de données RMN vers un ordinateur personnel disposant du logiciel NMR pipe. Traitez les données brutes, définissez le signal du DSS comme référence à zéro ppm, puis phasez manuellement les spectres. Numérisez les données spectrales par bacs ici en utilisant le package FT two B disponible publiquement sur le site web de commerce électronique.D'autres utilitaires logiciels tels que RNMR ou Atomics peuvent également être utilisés pour le binning. Les données peuvent être normalisées par rapport au signal total ou au signal DSS afin de montrer les variations proportionnelles des signaux entre les échantillons. Les données obtenues peuvent désormais être utilisées pour des analyses statistiques ultérieures, telles qu'une analyse en composantes principales ou PCA, à l'aide de logiciels libres comme R, comme illustré.Voici un exemple de spectres RMN du proton obtenus à l'aide de la procédure démontrée. Les spectres proviennent de deux points temporels d'une expérience en microcosme et montrent des différences nettes dues aux activités métaboliques des algues. Le spectre du jour quatre présente une abondance considérable de pics, particulièrement dans la plage de 3 à 4:00 PM, par rapport à l'échantillon du jour un.Ces pics peuvent être attribués aux sucres produits par la floraison de diatomées à l'intérieur du microcosme. Dans une expérience similaire, un graphique des scores de l'ACP dérivé de l'inflexion des M. Spectra, montrant les deux premières composantes principales, a été utilisé pour comparer la croissance de communautés planctoniques naturelles dans de l'eau de mer artificielle et naturelle. Cette approche statistique permet de réduire des données multidimensionnelles à un format plus simple, ici bidimensionnel, et de révéler simplement la structure parmi les points de données sous-jacents proches les uns des autres.Chaque axe ou les deux sont plus similaires ici. Des différences métaboliques nettes entre les deux traitements peuvent être observées. Les données de cette expérience ont été utilisées pour effectuer une analyse multi-omique.La combinaison de la RMN avec les données génomiques sur la composition des communautés, fondée sur l'électrophorèse en gradient dénaturant des gènes 18S et 16S d'ARNr, révèle également des profils microbiens distincts entre les microcosmes d'eau de mer naturelle et artificielle. Cette concordance entre le métabolome et le génome dans les systèmes naturels démontre l'utilité de cette approche. Lors de la mise en œuvre de cette procédure, il est essentiel de veiller à appliquer une technique appropriée afin de minimiser la contamination lors du suivi de cette procédure.D'autres méthodes, telles que l'analyse de la création à l'aide de niveaux omiques, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires, comme la manière dont le microbiome est corrélé à certains métabolites.

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