Name: Implantation de transmetteurs radiotélémétrie fournissant des données sur lECG, fréquence cardiaque, température centrale du corps et de lactivité des souris de laboratoire déplacement libre (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-21T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Découvrez l'implantation de transmetteurs de télémétrie chez la souris pour surveiller en continu l'ECG, la fréquence cardiaque, la température corporelle et l'activité locomotrice. Cette méthode permet d'obtenir des données physiologiques précises sur des animaux en mouvement libre.

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Les auteurs tiennent à remercier Charles River Allemagne pour fournir souris CD-1. Nous remercions également Robin Schneider et le personnel du laboratoire central de soutien biologiques chez la souris logement. Nous remercions aimablement Nicholls Flora pour l&#39;assistance technique excellente et le professeur Kurt Burki pour avoir généreusement fourni les installations de recherche et de ressources.

<ol><li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li>
<li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li>
<li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li>
<li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li>
<li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Vet.+Res%22%5BJournal%5D)">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li>
<li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann,, Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Vet.+Res%22%5BJournal%5D)">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li>
<li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li>
<li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Anim.+Welf.+Sci%22%5BJournal%5D)">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li>
<li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li>
<li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li>
<li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li>
<li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Altex%22%5BJournal%5D)">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li>
</ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

Radiotélémétrie est une alternative puissante aux méthodes conventionnelles de mesure de paramètres physiologiques dans la recherche biomédicale. Systèmes de télémétrie de haute qualité composé de implantables émetteurs, récepteurs et d&#39;acquisition de données et le matériel d&#39;analyse et de logiciels sont désormais disponibles dans le commerce, même pour des animaux aussi petits que des souris. Télémétrie représente la seule technique actuellement disponible pour la collecte de données à partir effrénée, se déplaçant librement souris. En utilisant cette méthode, il est désormais possible de recueillir des données en continu et / ou pour de plus longues périodes de temps à partir d&#39;animaux résidant dans leur propre environnement familier, minimisant ainsi le stress des animaux et par conséquent des artefacts expérimentaux. La forme et la position de la mène a été optimisé afin d&#39;obtenir des signaux, même pendant les mouvements rapides (par exemple, luttent, courir, se battre) ou dans une posture verticale 9. Ainsi, des mesures précises peuvent être obtenues lors d&#39;expériences, par exemple pendant l&#39;anesthésie, le stress auduction, tout en fonctionnant sur un tapis roulant, au cours d&#39;expériences comportementales, lors d&#39;expériences d&#39;infection, et de nombreuses autres situations expérimentales. Toutefois, afin d&#39;obtenir des données fiables, reproductibles et sans artefact, il est crucial d&#39;exclure les influences environnementales, et nous attirons l&#39;attention particulière à l&#39;importance des conditions standardisées. Il est recommandé que la salle est isolée du bruit électronique et acoustique, y compris les ultrasons, à laquelle les souris sont particulièrement sensibles. En outre, aucun des perturbations, comme les visiteurs ou sans rapport avec les procédures expérimentales, devraient être autorisés lors de la conduite des mesures. Pour éviter toute interférence des influences (notamment en cas de mesures cage), toutes les procédures nécessaires élevage devrait être terminée dans la salle avant de commencer chaque mesure. En outre, le boîtier de la souris, en particulier si les mâles sont utilisés en groupes ou individuellement peuvent avoir un impact sur les mesures et doivent être considérés lors de PLAexpériences nning 9. En outre, les souris doivent être sains et exempts de pathogènes murin, puisque les infections latentes ou manifestes, ainsi que des maladies ou de toute atteinte à la santé d&#39;autres, peuvent avoir une influence considérable sur les paramètres physiologiques et le comportement d&#39;activité. En conséquence, les souris doivent se rétablissent complètement après l&#39;implantation et avoir suffisamment de temps pour s&#39;adapter à roulement de l&#39;émetteur avant de commencer toute expérimentation. La collecte des données par télémétrie chez la souris nécessite préliminaires implantation chirurgicale de l&#39;émetteur de télémétrie. Cela devrait être effectué uniquement par du personnel qualifié avec des compétences chirurgicales, afin de minimiser le traumatisme des tissus et la douleur subséquente et la détresse. Pour la tenue des expérimentateurs de base ou même avancés (micro-) compétences chirurgicales, il est recommandé d&#39;effectuer les premiers essais sur des cadavres de souris frais en utilisant des implants de formation (par exemple, des mannequins, fournies par le fabricant) pour établir les procédures et se familiariser avec les spécificités de ce genrede la chirurgie. Après cette formation, la plupart des expérimentateurs serait capable d&#39;implanter ce type d&#39;émetteurs avec succès et devrait atteindre une compétence utile après une implantation quelques-uns. Des conditions d&#39;asepsie doivent être maintenues pendant une chirurgie à maintenir la charge microbiologique et le risque d&#39;infections faibles. Toutefois, la stérilité complète ne peut être fournie en raison de certaines conditions spécifiques stérilité, contradictoires chez la souris (par exemple, l&#39;effet de refroidissement de l&#39;écrêtage des cheveux vaste et la désinfection, l&#39;impraticabilité des pansements pour protéger les blessures). Ainsi, prophylaxie anti-infectieuse est administré lors de l&#39;implantation. Eh bien adaptée traitement antalgique et un plan de surveillance clairement définies ainsi que suffisamment de soins post-opératoires jouent un rôle crucial dans le résultat satisfaisant de l&#39;expérience. Globalement, l&#39;implantation chirurgicale d&#39;un émetteur télémétrique chez la souris va être stressant pour l&#39;animal. En particulier, si la modification génétique dans Speclignées de souris IFIC influence le phénotype et altère l&#39;état des animaux »corporelles, les complications dans le laps de temps péri-opératoire et les taux de décès a augmenté après l&#39;implantation pourrait être un risque. Pour éviter des souffrances inutiles, les individus présentant de récupération insatisfaisantes ou une convalescence prolongée devraient être libérés de l&#39;expérience et se sont sacrifiés avant d&#39;atteindre un stade de moribond. Pour ce faire, une feuille de données (Tableau 1: l&#39;état général et la surveillance de la santé la feuille de données) en facilitant la surveillance systématique des symptômes critiques et fournir des conseils sur les paramètres humains a été établie. Ainsi, la récupération est documenté dans le style d&#39;un dossier médical ou un journal de laboratoire, ce qui rend la conduite de cette méthodologie (ie procédure d&#39;implantation et de récupération post-opératoire) transparente pour les autorités et organes compétents de protection des animaux responsables de l&#39;expérimentation animale (par exemple, IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

implantation de transmetteurs radiotélémétrie fournissant des données sur l&#39;ecg, fréquence cardiaque, température centrale du corps et de l&#39;activité des souris de laboratoire déplacement libre

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

La souris de laboratoire est l&#39;espèce animal de choix pour la plupart des recherches biomédicales, tant dans la sphère académique et l&#39;industrie pharmaceutique. Les souris sont d&#39;une taille gérable et relativement facile à la maison. Ces facteurs, ainsi que la disponibilité d&#39;une richesse de mutants spontanés et induite expérimentalement, assurez-souris de laboratoire idéal pour une grande variété de domaines de recherche. Dans la recherche cardiovasculaire, pharmacologiques et toxicologiques, la mesure précise des paramètres relatifs au système circulatoire des animaux de laboratoire est souvent nécessaire. Détermination de la fréquence cardiaque, la variabilité du rythme cardiaque, et la durée de l&#39;intervalle QT et PQ sont basées sur l&#39;électrocardiogramme (ECG). Cependant, l&#39;obtention des courbes ECG fiables ainsi que des données physiologiques telles que la température centrale du corps chez la souris peut être difficile en utilisant des techniques de mesure classiques, qui nécessitent le raccordement de capteurs et de fils conduire à une retenue, attachés, ou même uneanimaux aesthetized. Les données obtenues de cette manière doivent être interprétées avec prudence, car il est bien connu que de retenue et de l&#39;anesthésie peut avoir une influence majeure sur les paramètres physiologiques artéfactuelle 1, 2. Radiotélémétrie permet aux données d&#39;être collectées à partir d&#39;animaux conscients et autonomes. Les mesures peuvent être réalisées même dans les animaux se déplacent librement, et sans nécessiter l&#39;enquêteur pour être dans la proximité de l&#39;animal. Ainsi, les sources connues d&#39;artefacts sont évités, et des mesures précises et fiables sont assurés. Cette méthodologie permet également de réduire la variabilité interanimal, réduisant ainsi le nombre d&#39;animaux utilisés, rendant cette technologie la méthode la plus humaine de la surveillance des paramètres physiologiques dans trois animaux de laboratoire, 4. Progrès constants de la technologie d&#39;acquisition de données et la miniaturisation implant signifie qu&#39;il est désormais possible d&#39;enregistrer les paramètres physiologiques et l&#39;activité locomotrice en continu et en temps réel sur de longues periods comme les heures, des jours voire des semaines 3, 5. Ici, nous décrivons une technique chirurgicale pour l&#39;implantation d&#39;un émetteur de télémétrie disponibles commercialement utilisé pour des mesures continues de la température corporelle, l&#39;activité locomotrice et biopotentiel (c. onelead ECG), d&#39;où la fréquence cardiaque, la variabilité du rythme cardiaque, et PQ et l&#39;intervalle QT peut être établi en freeroaming, souris untethered. Nous présentons également pré-opératoire des procédures et des protocoles pour les soins postopératoires intensifs et traitement de la douleur qui permettent d&#39;améliorer la récupération, bien-être et les taux de survie chez les souris implantées 5, 6.

Une technique chirurgicale pour l&#39;implantation d&#39;émetteurs de télémétrie disponibles commercialement utilisé pour la mesure continue de biopotentiel (un ECG), la fréquence cardiaque, température corporelle et l&#39;activité locomotrice chez la souris se déplacer librement est montré. Recommandations et des protocoles pour les soins postopératoires et de soulagement de la douleur, améliorer la récupération, bien-être et le taux de survie sont également présentés.

Implantation de transmetteurs radiotélémétrie fournissant des données sur l&#39;ECG, fréquence cardiaque, température centrale du corps et de l&#39;activité des souris de laboratoire déplacement libre

La souris de laboratoire est l'espèce animale privilégiée pour la plupart des recherches biomédicales, tant dans le milieu universitaire que dans l'industrie pharmaceutique. Les souris sont un...

L'objectif général de cette procédure est d'implanter un émetteur de télémétrie utilisé pour des mesures continues de la température corporelle centrale, des activités locomotrices et du bio-potentiel à partir desquels la fréquence cardiaque, la variabilité de la fréquence cardiaque, ainsi que les intervalles PQ et QT peuvent être déterminés chez des souris libres et non entravées. Cela est réalisé en préparant d'abord la souris pour l'implantation quelques jours avant la chirurgie. Ensuite, l'environnement opératoire, les instruments et l'émetteur télemétrique sont préparés.Ensuite, le transmetteur télémétrique est implanté chirurgicalement dans la souris. Enfin, des soins postopératoires sont administrés à l'animal afin de garantir sa récupération et sa survie. En définitive, les résultats montrent l'impact de diverses expériences biomédicales et modifications génétiques sur la fréquence cardiaque à court et à long terme, la variabilité de la fréquence cardiaque, les intervalles PQ et QT, la température corporelle centrale et l'activité locomotrice, ainsi que sur le rythme circadien de ces paramètres grâce à des mesures télémétriques chez des souris en liberté de mouvement.L'avantage principal de la télémétrie par rapport aux méthodes existantes, telles que les mesures chez des animaux immobilisés, reliés par câble ou même anesthésiés, est que des données précises peuvent être obtenues sur des périodes courtes ou même longues chez des souris non immobilisées et se déplaçant librement. Le jour de l'implantation, le transmetteur télemétrique est préparé sous une hotte à flux laminaire, sur un plan de travail désinfecté et dans des conditions aseptiques, en utilisant des instruments stérilisés au autoclave et des matériaux stériles. Pour commencer, sortez les transmetteurs de leur emballage stérile et, à l’aide de ciseaux, raccourcissez les fils conducteurs à une longueur adaptée à la taille de la souris. Pour la plupart des souris adultes, l’électrode rouge peut être raccourcie à environ 42 millimètres et l’électrode blanche ou incolore à une longueur d’environ 55 millimètres.Retirez environ 20 millimètres de gaine isolante de l'extrémité distale de l'électrode rouge et 10 millimètres de l'électrode blanche ou incolore. Formez les extrémités distales de chaque électrode en boucle en fixant les extrémités avec des fils de suture en soie fins. Placez l'émetteur dans une solution saline stérile tiède, prête à être implantée, la veille du jour prévu pour l'implantation.Préparez la souris en l'anesthésiant dans une chambre en plexiglas avec 8 % d'isoflurane. Lorsqu'elle a perdu son réflexe de redressement, fixez un cône nasal avec 3 à 4 % d'isoflurane. Clippez. Rasez les poils du cou antérieur et de l'abdomen.Laisser l'animal se réveiller et le ramener à sa cage d'origine le lendemain après avoir administré un analgésique et anesthésié la souris ; transférez-la ensuite sur une surface chauffée dans la zone chirurgicale. Appliquer un onguent sur les yeux de la souris et maintenir l'anesthésie à l'aide d'un masque nasal et de 3 à 4 % de sévoflurane. Veuillez consulter le protocole écrit pour plus de détails.On désinfecte la peau préalablement rasée de la région cervicale antérieure et abdominale de la souris. Ensuite, on réalise une incision d’un à 1,5 centimètre de longueur dans la peau, depuis le thorax inférieur le long de la ligne médiane de l’abdomen. On effectue une petite incision dans le sens longitudinal au niveau du cou et on passe le fil négatif de l’émetteur sous-cutanément du thorax jusqu’au cou.Préparer la peau et les tissus sous-jacents afin de créer un espace pour la fixation de la boucle métallique de l'électrode. Fixer la boucle métallique entre les muscles situés à droite de la trachée à l'aide de deux fils de soie fins. Puis fermer la plaie au niveau du cou par couches successives à l'aide de six points de suture en Vicryl zéro trait.Ouvrir la paroi abdominale au niveau de la ligne alba et placer le transmetteur télémétrique dans la cavité abdominale. Suturer la boucle métallique de l'électrode positive au processus xiphoïde à l’aide de fils de soie, de sorte qu’elle se situe entre le foie et le diaphragme dans la région abdominale supérieure gauche. Pour prévenir l’infection et assurer l’apport de liquide, injecter un mélange de sulfadiazine et de triméthoprime ainsi que du sérum physiologique dans la cavité abdominale, puis fermer la peau abdominale et administrer un traitement analgésique par voie sous-cutanée.Administrer 0,1 milligramme par kilogramme de buprénorphine et laisser l'animal se remettre sur la surface chaude de la paillasse pendant deux heures. Les animaux sont surveillés de près et un soutien pendant la récupération est assuré pendant quatre à dix jours après l'intervention chirurgicale, comme indiqué dans le protocole écrit. Dix jours après l'intervention chirurgicale, réintroduire les animaux dans la colonie de souris pour au moins quatre semaines d'interactions sociales normales.Pour commencer la collecte de données, touchez l'animal avec un aimant. Cela active l'émetteur. Une matrice d'échange de données recueille et transmet les signaux au ordinateur soit pendant une durée déterminée à intervalles réguliers, soit en continu, et enregistre les données sur le disque dur de l'ordinateur, car la portée et la qualité du signal émis dépendent fortement de la composition matérielle de la cage et des équipements environnants.Placer la plaque réceptrice aussi près que possible de l'animal, par exemple sous la cage de l'animal. Utiliser Data Quest, un logiciel en temps réel, pour coordonner la détection, la collecte, l'analyse et la présentation graphique des signaux provenant d'un ou de plusieurs animaux. Vérifier que la configuration du système d'enregistrement et de transmission des données est correcte en effectuant des mesures en temps réel en mode d'échantillonnage continu.Une fois les données recueillies et stockées, les représenter graphiquement et les analyser pour divers paramètres tels que la fréquence cardiaque, la variabilité de la fréquence cardiaque, la température corporelle et l'activité locomotrice à l'aide du programme d'analyse. Une impression brute d'un tracé ECG à une dérivation chez une souris consciente et du même animal sous anesthésie inhalatoire au cévoflurane est présentée ici. La fréquence cardiaque est calculée automatiquement par le système de télémétrie. La séquence de trois secondes enregistrée sous anesthésie indique une fréquence cardiaque de 440 battements par minute.La courbe enregistrée chez la souris consciente montre une fréquence cardiaque de 660 battements par minute, ce qui correspond à la plage attendue pour la fréquence cardiaque. Pendant des activités physiques modérées telles que le toilettage ou l'alimentation ici, la fréquence cardiaque, la température corporelle centrale et l'activité locomotrice ont été mesurées chez trois souris présentant des conditions corporelles différentes, logées individuellement dans leurs cages d'origine sans aucune perturbation. La fréquence cardiaque a été enregistrée pendant 30 secondes toutes les cinq minutes.La température corporelle centrale a été échantillonnée pendant 10 secondes toutes les cinq minutes, et l'activité locomotrice a été enregistrée en continu et stockée par intervalles de cinq minutes. La souris saine présente un rythme circadien net, avec des augmentations normales des valeurs physiologiques et du comportement locomoteur pendant la phase sombre. En revanche, après une chirurgie majeure, la fréquence cardiaque augmente, en particulier pendant la phase claire, et l'activité locomotrice est réduite.La troisième souris souffrait d'une maladie tumorale chronique. Son rythme circadien de fréquence cardiaque et de température corporelle centrale apparaît aplati et son activité locomotrice est réduite. Dans cette expérience, 16 souris ont été soumises à 50 minutes d'isoflurane ou de sévoflurane sous anesthésie, et l'impact à long terme des anesthésiques sur la fréquence cardiaque, la température corporelle centrale et l'activité locomotrice a été comparé. Les valeurs télemétriques moyennes pour chaque animal ont été calculées séparément pour les phases nocturnes et diurnes.Les valeurs normales ont été calculées comme la moyenne des trois jours précédant l'anesthésie. Les valeurs delta correspondent aux comparaisons des valeurs en condition sombre et lumineuse par rapport aux valeurs normales. Une fois la maîtrise acquise, la chirurgie peut être réalisée en 35 à 45 minutes ; lors de la réalisation de cette procédure, il est important de maintenir une anesthésie adéquate, d'administrer des analgésiques efficaces, de prévenir les infections et d'assurer une supplémentation en fluides.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment implanter cet émetteur télémétrique et comment obtenir des mesures fiables de paramètres physiologiques tels que la fréquence cardiaque ou la température corporelle chez la souris de laboratoire.

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