Name: Lutilisation de nanostructures cristal plasmonique et photoniques pour la manipulation des micro-et nanoparticules améliorée (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-27T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Découvrez la manipulation de micro et nanoparticules par pinces plasmoniques et structures photoniques cristallines. Cette méthode améliore l'efficacité du piégeage optique à faible intensité pour l'étude d'objets biologiques.

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Nous tenons également à remercier Xiaoyu Miao et Ben Wilson pour le développement le plus des méthodes décrites à l&#39;intérieur. Ce travail a été financé par la National Science Foundation (DBI 0.454.324) et le National Institute of Health (R21 EB005183) et par PHS NRSA T32 GM07270 partir NIGMS d&#39;ECK.

1. Au hasard de fabrication de nanoparticules tableau 8,10,12,14 <ol><li> Le tableau est formé de nanoparticules de Au en créant d'abord un modèle qui est constitué d'une couche dense de sphères de latex adsorbées au hasard avec un diamètre moyen de 454 nm. Ceci est réalisé par évaporation d'or d'abord sur une lamelle de verre d'une épaisseur de 20 nm à l'aide de chrome comme couche d'adhérence. </li><li> La monocouche sphère en polystyrène est alors auto-assemblés en exposant le substrat recouvert d'or à un mélange de 1-éthyl-3-(3-diméthylaminopropyl) carbodiimide (EDC), la suspension de latex et la sphère de l'eau déminéralisée. </li><li> Le processus d'adsorption est autorisé à durer environ une heure et les sphères non absorbées sont emportés avec une grande quantité d'eau. </li><li> La monocouche formé est séché à l'air. </li><li> Enfin, un autre de 20 nm d'or est évaporée sur la monocouche sphère latex pour former le tableau d'or aléatoire des nanoparticules. </li><li> Si une SEM est disponible, le tableau peut être vu AUNP sous la SEM pour ressembler à la figure 1 et un diagramme du processus est illustré à la figure 8. </li></ol> 2. Préparation des échantillons biologiques 9,11 <ol><li> La préparation des échantillons pour des noyaux de cellules de souris optique piégeage est maintenant affichée. </li><li> Noyaux de cellules 3T3 souris marqués à l'acridine orange colorant ont été obtenus à partir du groupe Tewari au Fred Hutchinson Cancer Research Center. </li><li> 10% albumine sérique bovine (BSA) en tampon phosphate salin (PBS) est ajouté aux noyaux de cellules de souris à une concentration d'environ 1: 10 (BSA: les noyaux des cellules de la souris). Le BSA permet d'éviter les noyaux de coller au substrat. </li><li> Mélanger la solution avec sonication. </li><li> 5 uL de notre solution est déposé sur la lamelle en aluminium large réseau. Il est préférable d'effectuer cette étape avec le réseau d'aluminium sur la platine du microscope de sorte que vous n'avez pas à transporter l'échantillon après la solution est déposée. </li><li> Deux piles de deux 1 "par une" lamelles sont utilisés pour soutenir une lamelle cinquième à laquelle l'échantillon est considéré. </li><li> Position de l'échantillon au microscope pour le visionnement. </li></ol> 3. Méthode de piégeage <ol><li> Les pinces optiques sont construits par l'envoi d'un 35 mW d'hélium néon laser à travers un Imager.D1M Zeiss Axio équipé d'un ensemble de filtres GFP 17 qui est modifié pour permettre le rayonnement laser 633 nm pour atteindre l'échantillon. </li><li> Un Zeiss LD EC Epiplan - Neofluar 50x objectif est utilisé pour l'image du noyau des cellules qui sont d'environ 5 microns de diamètre. </li><li> Après l'échantillon est placé sous l'objectif, se concentrer au microscope sur la baie de nanoparticules d'or ou de réseau de diffraction. </li><li> Traduire microscope verticalement jusqu'à ce point est effectuée sur les noyaux que vous le désir de piège. </li><li> Spot laser sur la position piège à particules et les particules doivent alors maintenir sa position dans le spot laser, même lorsque la scène est traduite. </li></ol> 4. Les résultats représentatifs: Les procédures aléatoires d'or nanoparticules tableau doit déposer une monocouche de AUNP qui peuvent être visualisées sous une SEM pour ressembler à la Figure 1. La force de piégeage créés par ces pinces plasmonique peut être 10-20 fois la force générée par la norme pinces optiques. Les intensités minimales requises par la pince à épiler plasmonique pour atteindre confinement des particules sont présentés pour des particules de différentes tailles dans la figure 4. 9,10 Le réseau de diffraction obtenu l'alignement et le piégeage avec 20 fois l'efficacité du piégeage élevé que le nanoplots or et pourrait atteindre le piégeage avec aussi peu que 17 uW / um 2 (figure 7). 11 <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig1.jpg"> Figure 1 10 (a) Micrographie MEB des nanoparticules d'or auto-assemblés. Le diamètre des nanoparticules d'or individuelles est d'environ 450 nm. L'image SNOM (b) de la plasmonique substrat où la distribution des nanoparticules est clairsemée, en montrant le rayonnement de champ proche. La longueur d'onde du laser d'excitation est 633 nm. (C) Vue à fort grossissement de la zone marquée avec le carré rouge en (b). (D) spectre d'efficacité de diffusion du substrat plasmonique, montrant le pic à 624 nm. (E) spectre d'efficacité d'absorption du substrat plasmonique, montrant le pic à 668 nm. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig2.jpg"> Figure 2 13 (a) Au nanosphères distribuées au hasard sur un domaine 2D 1 x 1 um 2. Chaque point bleu représente le centre de la nanosphère (a = 60 nm). Distributions de champ de diffusion sur avions d'observation qui sont parallèles à la baie de nanosphère aléatoire sont présentés dans (b) - (e). Le tableau nanosphère est uniformément éclairé par une onde plane à la longueur d'onde de 540 nm. L'indice de réfraction du milieu environnant est de 1,33. La Polala direction risation des points onde plane le long de l'axe X (horizontal (a)). L'ampleur du champ incident électrique est supposé être une dans le calcul. La séparation entre le plan d'observation et le tableau est défini comme nanosphère h. b) h = a. c) h = 2a. d) h = λ. e) h = 2λ. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig3.jpg"> Figure 3 9 Schéma de la configuration du microscope à fluorescence personnalisé incluant un filtre d'excitation et d'un court-circuité dichroïque remplacé séparateur de faisceau. Ceci est la configuration utilisée pour le piégeage simultanée et l'imagerie de fluorescence. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig4.jpg"> Figure 4 10 L'intensité du laser minimum pour maintenir le piège en fonction du débit de fluide entourant l'utilisation piégeage plasmonique. Toutes les intensités optiques sont mesurées à l'avion échantillon sous l'objectif du microscope. (A) - (f) montrent les résultats de mesure pour des billes de polystyrène avec un diamètre de 7,3 seule, 6,3 (non sphérique), 5,0, 3,9, 2,5 et 1,1 um, respectivement. Les cartons montrent les images correspondantes de particules microscopiques. Les barres d'échelle dans toutes les images représentent 5 um de longueur. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig5.jpg"> Figure 5 10 La pente de la droite d'ajustement passant par l'origine dans la Fig. 4 versus la taille des particules pour le piégeage plasmonique. Les barres d'erreur indiquent les déviations standard de l's'adapte linéaire. La pente de la droite d'ajustement (rapport entre le seuil d'intensité optique et débit) dans la Fig. 4 a une relation approximativement linéaire avec la taille des particules comme le montre cette figure, indiquant l'avantage de piégeage plasmonique surtout pour les petites particules. <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig6.jpg"> Figure 6 11 (a) Schéma du piégeage optique améliorée en utilisant 1-D des nanostructures périodiques. Le faisceau incident est diffracté par la nanostructure périodique au champ lointain. (B) La distribution de l'intensité de la lumière avec deux polarisations orthogonales nanostructure au champ lointain. (B) La distribution de l'intensité de la lumière avec deux polarisations orthogonales à la surface d'un caillebotis en aluminium avec une période de 417 nm obtenue en utilisant des simulations FDTD. La distribution est normalisée à l'intensité sur une surface plate en aluminium. (C) et (d) le potentiel de piégeage des particules directement au-dessus la surface du réseau par rapport emplacement de la particule pour (c) un polystyrène de 350 nm de perles et (d) un polystyrène 1 um perle. Les cercles blancs montrent les tailles des particules. Des cartons intérieurs montrent le potentiel piégeage dessus d'une surface plate en aluminium pour la même granulométrie que les comparaisons. Les valeurs sont normalisées pour chaque taille de particule. Pour tous les chiffres de simulation FDTD le champ de vision est de 10 x 8 um 2. <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig7.jpg"> Figure 7 11 (a) l'efficacité du piège et l'intensité minimale mesurée pour le piégeage des billes de polystyrène de différentes tailles avec polarisation perpendiculaire à la poutre lignes du réseau. Encart piège montre l'asymétrie dans l'efficacité du piégeage pour traduire une perpendiculaire 3,87 um perles en polystyrène et en parallèle aux règles de la grille. La ligne solide (grande asymétrie) est obtenu avec la lumière incidente polarisée perpendiculairement à la grille, et la ligne de trait (petite asymétrie) est obtenue avec la lumière incidente polarisée parallèlement au grillage. L'appareil est en (pN [mW / um 2] -1). (B) - (d) la démonstration de piégeage d'une lampe fluorescente 590 nm polystyrène perle. Le cercle rouge indique la position du spot laser comme la lumière du laser a été trop faible pour être vu. Au début, la particule est piégée dans l'endroit à plus haute puissance, comme la puissance est baissé, le mouvement brownien de la particule dépasse la force du piégeage, la particule permettant d'échapper. (E) - démonstration de piégeage (g) d'un noyau de la cellule du cancer ovarien fluorescentes. L'intensité minimale requise pour initier le piégeage a été de 16 uW / um deux obtenus à l'aide d'une lentille 20x objectif. <img alt="Figure 8" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig8.jpg"> Figure 8 14 procédé de fabrication des nanoparticules d'or en forme de chapeau: une évaporation) de la couche de Cr et Au mince sur la lamelle de verre. b) Exposition à la suspension sphère de polystyrène et d'adsorption des sphères pendant 1 heure. c) Retrait de sphères de polystyrène non adsorbées et le séchage de la surface. d) l'évaporation d'une autre couche de Au-dessus des sphères modèle. e) Schéma de la matrice en forme de chapeau de nanoparticules de Au, où Au ne couvre que la partie supérieure de la sphère modèle.

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<li>Miao, X. Y., Wilson, B. K., Pun, S. H., Lin, L. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+manipulation+of+micron%2Fsubmicron+sized+particles+and+biomolecules+through+plasmonics%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Exp%22%5BJournal%5D)">Optical manipulation of micron/submicron sized particles and biomolecules through plasmonics.</a> Optics Exp. 16, 13517-13525 (2008).</li>
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</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

L&#39;importance de ces méthodes de piégeage est qu&#39;ils diminuent l&#39;intensité optique nécessaires pour le piégeage soutenue de quelque part sur ​​l&#39;ordre de 10 3 uW / um de 2 à quelque part sur ​​l&#39;ordre de 10 uW / um 2. 10,11 Les limitations de ces techniques sont que le tableau de nanoparticules d&#39;or les expériences de chauffage des questions qui doivent être surmontés. Pour surmonter ce problème, une structure cristalline 2D photoniques qui est composé d&#39;un mat...

<table border="1"><tr><td> Nom du produit </td><td> Tapez </td><td> Société </td><td> Nombre de catalogue </td><td> Commentaire </td></tr><tr><td> Microscope Axio Imager </td><td> D1M </td><td> Zeiss </td><td> D1M </td><td> Zeiss Axio Imager.D1M </td></tr><tr><td> Objectif de microscope </td><td> 50x/0.55 </td><td> Zeiss </td><td></td><td> LD EC Epiplan - Neofluar 50x/0.55 HD DIC </td></tr><tr><td> Caméra microscope Zeiss </td><td> AxioCam MRc </td><td> Zeiss </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Laser hélium-néon </td><td> 35 mW </td><td> Recherche Électro-Optique </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Atténuateur variable </td><td> ND à variation continue </td><td> Thorlabs </td><td> NDC-100C-4M </td><td> Pour le réglage de l&#39;intensité de microscope </td></tr><tr><td> Jeu de filtres Zeiss </td><td> Définir le filtre # 17 </td><td> Zeiss </td><td> 488017-9901-000 </td><td> Définir le filtre # 17 </td></tr><tr><td> Lames de microscope </td><td> 0,5 mm d&#39;épaisseur </td><td> VWR </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 3T3 noyaux de cellules de souris </td><td></td><td colspan="2"> Fred Hutchinson Cancer Research Center </td><td> Magasin le plus froid possible </td></tr><tr><td> Colorant orange d&#39;acridine </td><td></td><td colspan="2"> Fred Hutchinson Cancer Research Center </td><td></td></tr><tr><td> Albumine de sérum bovin </td><td> 1 à 10 la ration en PBS </td><td colspan="2"> Fred Hutchinson Cancer Research Center </td><td></td></tr><tr><td> 454 nm sphères de latex de polystyrène </td><td></td><td> Polysciences, Inc </td><td></td><td></td></tr><tr><td> carbodiimide (EDC) </td><td> 1-éthyl-3-(3-diméthylaminopropyl) </td><td> G-Biosciences </td><td> BC25-1 </td><td></td></tr><tr><td> or (pour les dépôts) </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Réfléchissantes réseau de diffraction a statué </td><td></td><td> Edmund Optics </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Tampon phosphate salin (PBS) </td><td> Dulbecco tampon phosphate salin (PBS-D) (1X) </td><td> Invitrogen </td><td> 14190-144 </td><td></td></tr></table>

l&#39;utilisation de nanostructures cristal plasmonique et photoniques pour la manipulation des micro-et nanoparticules améliorée

Utilization of Plasmonic and Photonic Crystal Nanostructures for Enhanced Micro- and Nanoparticle Manipulation

Une méthode pour manipuler la position et l&#39;orientation des particules submicroniques non destructive serait un outil incroyablement utile pour la recherche biologique fondamentale. Peut-être la force la plus largement utilisée pour réaliser la manipulation physique non invasif de petites particules a été diélectrophorèse (DEP). 1 Cependant, DEP sur son propre manque de la polyvalence et la précision qui sont souhaités lors de la manipulation des cellules, car il se fait traditionnellement avec des électrodes fixes. Pinces optiques, qui utilisent une durée de trois dimensions du gradient du champ électromagnétique d&#39;exercer des forces sur de petites particules, de réaliser cette polyvalence souhaitée et la précision. 2 Toutefois, un inconvénient majeur de cette approche est l&#39;intensité du rayonnement élevées requises pour atteindre la force nécessaire pour piéger une particule qui peut endommager les échantillons biologiques 3 Une solution qui permet de piégeage et de tri avec une intensité moindre optiques sont optoélectroniques pincettes (OET), mais OET ont des limites à la manipulation fine de petites particules;.. étant DEP technologie basée met également contrainte sur la propriété de la solution 4 , 5 Cet article vidéo décrivent deux méthodes qui diminuent l&#39;intensité du rayonnement nécessaire pour la manipulation optique des cellules vivantes et aussi de décrire une méthode pour le contrôle de l&#39;orientation. La première méthode est une pince à épiler plasmonique qui utilisent une nanoparticule d&#39;or aléatoire (AUNP) tableau comme un substrat pour l&#39;échantillon comme dans la Figure 1. Le tableau AUNP convertit les photons incidents dans les plasmons de surface localisés (LSP) qui se composent de résonance moments dipolaires qui rayonnent et de générer un champ de rayonnement à motifs avec un gradient important dans la solution de cellules. Le travail initial sur les plasmons de surface améliorée piégeage par Righini et al et de notre propre modélisation ont montré les champs générés par le substrat plasmonique de réduire l&#39;intensité initiale requise par l&#39;amélioration du champ de gradient qui piège les particules. 6,7,8 L&#39;approche plasmonique permet de bien contrôler l&#39;orientation des particules ellipsoïdales et les cellules avec de faibles intensités optiques à cause de la conversion d&#39;énergie plus efficaces optiques en énergie mécanique et un champ de rayonnement dipolaire-dépendante. Ces champs sont présentés dans la figure 2 et les intensités faibles piégeage sont détaillés dans les figures 4 et 5. Les principaux problèmes avec des pincettes plasmonique sont que le LSP générer une quantité considérable de chaleur et le piégeage est à seulement deux dimensions. Cette chaleur génère des flux de convection et thermophorèse qui peut être assez puissant pour expulser les particules submicroniques du piège de 9,10. La seconde approche que nous allons décrire est l&#39;utilisation des nanostructures périodiques diélectriques à la lumière incidente dispersent de façon très efficace dans des modes de diffraction, comme le montre la figure 6 11. Idéalement, il faudrait rendre cette structure d&#39;un matériau diélectrique pour éviter les problèmes de chauffage mêmes expérimentés avec les pincettes, mais plasmonique dans notre approche en aluminium revêtu de réseau de diffraction est utilisé comme une nanostructure unidimensionnelle diélectriques périodiques. Même s&#39;il n&#39;est pas un semi-conducteur, il n&#39;a pas l&#39;expérience de chauffage importants et efficacement les petites particules piégées avec des intensités faibles piégeage, comme le montre la figure 7. L&#39;alignement des particules avec le substrat grille valide conceptuellement l&#39;idée que un cristal photonique en 2-D pourraient permettre une rotation précise des particules non sphériques microns de taille 10. L&#39;efficacité de ces pièges optiques sont augmentées en raison de l&#39;amélioration des champs produits par les nanostructures décrites dans ce document.

Brucelles plasmonique et nanostructures cristaux photoniques sont présentés à produire des améliorations utiles dans le contrôle de l&#39;efficacité et l&#39;orientation de piégeage optique des micro-et nano-particules.

L&#39;utilisation de nanostructures cristal plasmonique et photoniques pour la manipulation des micro-et nanoparticules améliorée

Une méthode permettant de manipuler la position et l'orientation de particules submicroniques de manière non destructive constituerait un outil incroyablement utile pour la biologie fondamentale...

L'objectif général de cette procédure est de piéger des objets biologiques de taille micrométrique à l'aide de pinces plasmoniques et de cristaux photoniques. Cela est réalisé en fabriquant tout d'abord le substrat plasmonique ou le substrat de cristal photonique. Ensuite, l'échantillon biologique est préparé en ajoutant de l'albumine sérique bovine (BSA) à la solution cellulaire et en assurant un espacement adéquat pour la solution cellulaire sous la lame couvre-objet supérieure.Ensuite, le laser est aligné sur le microscope, auquel a été installé le système de filtres approprié. Le microscope est alors focalisé sur l'échantillon et le piégeage est effectué. Enfin, des particules de taille micro ou nanométrique peuvent être piégées avec une intensité incidente réduite grâce à l'assistance de nanostructures plasmoniques ou de cristaux photoniques.L'avantage principal de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que les pinces optiques conventionnelles, est que la conversion des champs optiques à travers des nanostructures plasmoniques et des cristaux photoniques réduit l'intensité nécessaire pour piéger de petites particules comme les cellules, et elle ne nécessite pas non plus un faisceau fortement focalisé, ce qui diminue le risque de dommages photo-induits aux cellules dus à l'exposition au rayonnement. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans de nombreux domaines biologiques, tels que l'interaction entre cellules et l'étude des différentes forces en biologie. Elle peut également constituer un outil utile pour la fabrication en micro- et nanotechnologie en permettant une manipulation précise des micro- et nanoparticules. Pour former un réseau de nanoparticules d'or à l'aide d'un évaporateur par faisceau d'électrons et de chrome comme couche d'adhésion, déposer de l'or sur une lame de verre à une épaisseur de 20 nanomètres.Nettoyez l'échantillon à l'aide d'un plasma d'oxygène pendant environ une minute afin d'éliminer les impuretés organiques présentes à la surface. Après avoir induit l'auto-assemblage de la monocouche de polystyrène, déposez ou coulez le liquide sur l'échantillon, incubez pendant environ une heure, puis rincez abondamment à l'eau pour éliminer les sphères non adsorbées et laissez sécher à l'air. Enfin, évaporez une seconde couche d'or de 20 nanomètres sur la monocouche de sphères de latex afin de former un réseau aléatoire de nanoparticules d'or.Le réseau de nanoparticules est désormais prêt à recevoir l'échantillon biologique. Placez la lame préparée avec les nanoparticules sur la platine d'un microscope à fluorescence. L'étape suivante consiste à préparer les noyaux de cellules de souris pour le piégeage optique.Commencez par des noyaux cellulaires de souris marqués avec de l'orange aine afin d'empêcher les noyaux de s'attacher au substrat. Placez les noyaux cellulaires dans un petit flacon et ajoutez du BSA à 10 % dans du PBS à une concentration de un à 10 de BSA, en mélangeant par vortex. Ensuite, pipetez cinq microlitres de la solution de noyaux contenant le BSA sur la lame préparée.Pour assurer un espacement entre les noyaux et la lame de couverture, placez une pile de deux lames de couverture espagées autour de la goutte, puis posez une autre lame de couverture par-dessus. Pour le piégeage et l'imagerie simultanée, utilisez une configuration de microscope à fluorescence personnalisée, comprenant un filtre d'excitation contourné et deux séparateurs de faisceau dichroïques sur mesure. Les pinces optiques sont constituées en envoyant un laser hélium-néon de 35 milliwatts à travers un microscope Zes Axio Imager D1 M, équipé d'un jeu de filtres GFP 17, modifié de manière à permettre au rayonnement laser de 633 nanomètres d'atteindre l'échantillon.Le microscope focalisera le faisceau laser sur l'échantillon, puis le faisceau sera diffracté par le substrat de nanoparticules plasmoniques ou par le réseau de diffraction. Pour imager les noyaux cellulaires, d'un diamètre d'environ cinq micromètres, utilisez un microscope Zeiss LDEC epi plan équipé d'un objectif Neola 50 x. Commencez par placer l'échantillon sur l'objectif et focalisez-vous sur le plan contenant le plus grand nombre de noyaux, qui se trouvent à la surface du substrat.Ensuite, focalisez le microscope sur un noyau à piéger en repérant des noyaux cellulaires libres flottant au-dessus des couches de cellules en surface. Puis, positionnez le point du piège laser sur la particule. À ce stade, celle-ci doit être piégée et conserver sa position dans le spot laser, même lorsque la platine est déplacée.Les noyaux de souris situés dans le plan focal du microscope risquent de dériver en raison d'un léger courant microfluidique provoqué par le chauffage et l'évaporation de l'échantillon, mais les noyaux piégés resteront en position fixe. Cette image montre une micrographie électronique à balayage de nanoparticules d'or auto-assemblées, chacune ayant un diamètre d'environ 450 nanomètres. Voici une image de microscopie optique à balayage en champ proche du substrat plasmonique, où la distribution des nanoparticules est dispersée, mettant en évidence le rayonnement en champ proche.La longueur d'onde du laser d'excitation est de 633 nanomètres, un spectre d'efficacité de diffusion du substrat plasmonique présentant un pic à 624 nanomètres est affiché ici. Un spectre d'efficacité d'absorption du substrat plasmonique montre un pic à 668 nanomètres. Des nanosphères d'or distribuées aléatoirement sur un domaine 2D d'un carré de un par un.Des micromètres sont affichés ici. Chaque cercle bleu représente le centre de la nanosphère. Les panneaux montrent des distributions du champ diffusé sur des plans d'observation, qui sont parallèles au réseau aléatoire de nanosphères.Ces graphiques montrent les intensités minimales de laser nécessaires pour maintenir le piège en fonction du débit du fluide environnant. En utilisant le piégeage plasmonique, toutes les intensités optiques sont mesurées au niveau du plan de l'échantillon sous l'objectif du microscope. Chaque panneau présente les résultats de mesure pour des billes uniques de polystyrène ayant des diamètres différents.Les encarts montrent les images microscopiques correspondantes des particules. Les barres d'échelle sur toutes les images représentent une longueur de cinq micromètres. La pente de la droite ajustée passant par l'origine des graphiques précédents est tracée ici en fonction de la taille des particules. Pour le piégeage plasmonique. Les barres d'erreur indiquent les écarts types des ajustements linéaires. Les résultats montrent que des particules plus grandes nécessitent une intensité laser plus élevée pour maintenir une stabilité de piégeage adéquate.Ce schéma illustre le piégeage optique amélioré utilisant des nanostructures périodiques unidimensionnelles. Le faisceau incident est diffracté par la nanostructure périodique en champ lointain. On voit ici la distribution d'intensité de la lumière avec deux polarisations orthogonales à la surface d'un réseau en aluminium.Avec une période de 417 nanomètres obtenue à l’aide de simulations par la méthode des différences finies dans le domaine temporel, la distribution est normalisée à l’intensité sur une surface d’aluminium plane. Ces figures montrent le potentiel de piégeage pour des particules situées directement au-dessus de la surface gravée en fonction de la position des particules. Pour une microbille de polystyrène CA de 350 nanomètres et une microbille de polystyrène DA d’un micromètre, les cercles blancs illustrent les tailles des particules.Les encarts montrent le potentiel de piégeage au-dessus d'une surface plane en aluminium. Pour la même taille de particule, en comparaison. Les valeurs sont normalisées pour chaque taille de particule.Pour toutes les figures de simulation FDTD, le champ de vision mesure 10 sur huit micromètres carrés. Voici l'efficacité du piège et l'intensité minimale de piégeage mesurées pour des billes de polystyrène de différentes tailles, avec une polarisation du faisceau perpendiculaire aux lignes du gradient. L'encart montre l'asymétrie du piège en termes d'efficacité de piégeage lors du déplacement d'une bille de polystyrène de 3,87 micromètres, perpendiculairement et parallèlement aux traits du gradient.Voici une représentation schématique de l'angle de translation de la particule. Cette vue agrandie montre l'amélioration en fonction de la direction de translation pour différentes polarisations et tailles de particules. La ligne continue indiquant une forte asymétrie est obtenue avec une lumière incidente polarisée perpendiculairement au gradient, et la ligne en pointillés.Une faible asymétrie est obtenue avec une lumière incidente polarisée parallèlement au gradient. Ces panneaux illustrent une démonstration de piégeage d'une microbille de polystyrène fluorescente de 590 nanomètres. Le cercle rouge indique la position du spot laser, la lumière laser étant trop faible pour être visible au départ.La particule est piégée dans le spot à forte puissance. Lorsque la puissance diminue, le mouvement brownien de la particule surpasse la force de piégeage, permettant à la particule de s'échapper. Ici, un noyau de cellule cancéreuse ovarienne fluorescent a été piégé ; l'intensité minimale requise pour initier le piégeage était de 16 microwatts par micromètre carré, obtenue à l'aide d'un objectif 20 x.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de créer un piège optique de faible intensité pour la manipulation non invasive d'échantillons biologiques de taille micrométrique et nanométrique à l'aide de substrats nanostructurés à base de cristaux photoniques et de plasmonique.

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