L'utilisation de nanostructures cristal plasmonique et photoniques pour la manipulation des micro-et nanoparticules améliorée

L'objectif général de cette procédure est de piéger des objets biologiques de taille micrométrique à l'aide de pinces plasmoniques et de cristaux photoniques. Cela est réalisé en fabriquant tout d'abord le substrat plasmonique ou le substrat de cristal photonique. Ensuite, l'échantillon biologique est préparé en ajoutant de l'albumine sérique bovine (BSA) à la solution cellulaire et en assurant un espacement adéquat pour la solution cellulaire sous la lame couvre-objet supérieure.

Ensuite, le laser est aligné sur le microscope, auquel a été installé le système de filtres approprié. Le microscope est alors focalisé sur l'échantillon et le piégeage est effectué. Enfin, des particules de taille micro ou nanométrique peuvent être piégées avec une intensité incidente réduite grâce à l'assistance de nanostructures plasmoniques ou de cristaux photoniques.

L'avantage principal de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que les pinces optiques conventionnelles, est que la conversion des champs optiques à travers des nanostructures plasmoniques et des cristaux photoniques réduit l'intensité nécessaire pour piéger de petites particules comme les cellules, et elle ne nécessite pas non plus un faisceau fortement focalisé, ce qui diminue le risque de dommages photo-induits aux cellules dus à l'exposition au rayonnement. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans de nombreux domaines biologiques, tels que l'interaction entre cellules et l'étude des différentes forces en biologie. Elle peut également constituer un outil utile pour la fabrication en micro- et nanotechnologie en permettant une manipulation précise des micro- et nanoparticules. Pour former un réseau de nanoparticules d'or à l'aide d'un évaporateur par faisceau d'électrons et de chrome comme couche d'adhésion, déposer de l'or sur une lame de verre à une épaisseur de 20 nanomètres.

Nettoyez l'échantillon à l'aide d'un plasma d'oxygène pendant environ une minute afin d'éliminer les impuretés organiques présentes à la surface. Après avoir induit l'auto-assemblage de la monocouche de polystyrène, déposez ou coulez le liquide sur l'échantillon, incubez pendant environ une heure, puis rincez abondamment à l'eau pour éliminer les sphères non adsorbées et laissez sécher à l'air. Enfin, évaporez une seconde couche d'or de 20 nanomètres sur la monocouche de sphères de latex afin de former un réseau aléatoire de nanoparticules d'or.

Le réseau de nanoparticules est désormais prêt à recevoir l'échantillon biologique. Placez la lame préparée avec les nanoparticules sur la platine d'un microscope à fluorescence. L'étape suivante consiste à préparer les noyaux de cellules de souris pour le piégeage optique.

Commencez par des noyaux cellulaires de souris marqués avec de l'orange aine afin d'empêcher les noyaux de s'attacher au substrat. Placez les noyaux cellulaires dans un petit flacon et ajoutez du BSA à 10 % dans du PBS à une concentration de un à 10 de BSA, en mélangeant par vortex. Ensuite, pipetez cinq microlitres de la solution de noyaux contenant le BSA sur la lame préparée.

Pour assurer un espacement entre les noyaux et la lame de couverture, placez une pile de deux lames de couverture espagées autour de la goutte, puis posez une autre lame de couverture par-dessus. Pour le piégeage et l'imagerie simultanée, utilisez une configuration de microscope à fluorescence personnalisée, comprenant un filtre d'excitation contourné et deux séparateurs de faisceau dichroïques sur mesure. Les pinces optiques sont constituées en envoyant un laser hélium-néon de 35 milliwatts à travers un microscope Zes Axio Imager D1 M, équipé d'un jeu de filtres GFP 17, modifié de manière à permettre au rayonnement laser de 633 nanomètres d'atteindre l'échantillon.

Le microscope focalisera le faisceau laser sur l'échantillon, puis le faisceau sera diffracté par le substrat de nanoparticules plasmoniques ou par le réseau de diffraction. Pour imager les noyaux cellulaires, d'un diamètre d'environ cinq micromètres, utilisez un microscope Zeiss LDEC epi plan équipé d'un objectif Neola 50 x. Commencez par placer l'échantillon sur l'objectif et focalisez-vous sur le plan contenant le plus grand nombre de noyaux, qui se trouvent à la surface du substrat.

Ensuite, focalisez le microscope sur un noyau à piéger en repérant des noyaux cellulaires libres flottant au-dessus des couches de cellules en surface. Puis, positionnez le point du piège laser sur la particule. À ce stade, celle-ci doit être piégée et conserver sa position dans le spot laser, même lorsque la platine est déplacée.

Les noyaux de souris situés dans le plan focal du microscope risquent de dériver en raison d'un léger courant microfluidique provoqué par le chauffage et l'évaporation de l'échantillon, mais les noyaux piégés resteront en position fixe. Cette image montre une micrographie électronique à balayage de nanoparticules d'or auto-assemblées, chacune ayant un diamètre d'environ 450 nanomètres. Voici une image de microscopie optique à balayage en champ proche du substrat plasmonique, où la distribution des nanoparticules est dispersée, mettant en évidence le rayonnement en champ proche.

La longueur d'onde du laser d'excitation est de 633 nanomètres, un spectre d'efficacité de diffusion du substrat plasmonique présentant un pic à 624 nanomètres est affiché ici. Un spectre d'efficacité d'absorption du substrat plasmonique montre un pic à 668 nanomètres. Des nanosphères d'or distribuées aléatoirement sur un domaine 2D d'un carré de un par un.

Des micromètres sont affichés ici. Chaque cercle bleu représente le centre de la nanosphère. Les panneaux montrent des distributions du champ diffusé sur des plans d'observation, qui sont parallèles au réseau aléatoire de nanosphères.

Ces graphiques montrent les intensités minimales de laser nécessaires pour maintenir le piège en fonction du débit du fluide environnant. En utilisant le piégeage plasmonique, toutes les intensités optiques sont mesurées au niveau du plan de l'échantillon sous l'objectif du microscope. Chaque panneau présente les résultats de mesure pour des billes uniques de polystyrène ayant des diamètres différents.

Les encarts montrent les images microscopiques correspondantes des particules. Les barres d'échelle sur toutes les images représentent une longueur de cinq micromètres. La pente de la droite ajustée passant par l'origine des graphiques précédents est tracée ici en fonction de la taille des particules.

Pour le piégeage plasmonique. Les barres d'erreur indiquent les écarts types des ajustements linéaires. Les résultats montrent que des particules plus grandes nécessitent une intensité laser plus élevée pour maintenir une stabilité de piégeage adéquate.

Ce schéma illustre le piégeage optique amélioré utilisant des nanostructures périodiques unidimensionnelles. Le faisceau incident est diffracté par la nanostructure périodique en champ lointain. On voit ici la distribution d'intensité de la lumière avec deux polarisations orthogonales à la surface d'un réseau en aluminium.

Avec une période de 417 nanomètres obtenue à l’aide de simulations par la méthode des différences finies dans le domaine temporel, la distribution est normalisée à l’intensité sur une surface d’aluminium plane. Ces figures montrent le potentiel de piégeage pour des particules situées directement au-dessus de la surface gravée en fonction de la position des particules. Pour une microbille de polystyrène CA de 350 nanomètres et une microbille de polystyrène DA d’un micromètre, les cercles blancs illustrent les tailles des particules.

Les encarts montrent le potentiel de piégeage au-dessus d'une surface plane en aluminium. Pour la même taille de particule, en comparaison. Les valeurs sont normalisées pour chaque taille de particule.

Pour toutes les figures de simulation FDTD, le champ de vision mesure 10 sur huit micromètres carrés. Voici l'efficacité du piège et l'intensité minimale de piégeage mesurées pour des billes de polystyrène de différentes tailles, avec une polarisation du faisceau perpendiculaire aux lignes du gradient. L'encart montre l'asymétrie du piège en termes d'efficacité de piégeage lors du déplacement d'une bille de polystyrène de 3,87 micromètres, perpendiculairement et parallèlement aux traits du gradient.

Voici une représentation schématique de l'angle de translation de la particule. Cette vue agrandie montre l'amélioration en fonction de la direction de translation pour différentes polarisations et tailles de particules. La ligne continue indiquant une forte asymétrie est obtenue avec une lumière incidente polarisée perpendiculairement au gradient, et la ligne en pointillés.

Une faible asymétrie est obtenue avec une lumière incidente polarisée parallèlement au gradient. Ces panneaux illustrent une démonstration de piégeage d'une microbille de polystyrène fluorescente de 590 nanomètres. Le cercle rouge indique la position du spot laser, la lumière laser étant trop faible pour être visible au départ.

La particule est piégée dans le spot à forte puissance. Lorsque la puissance diminue, le mouvement brownien de la particule surpasse la force de piégeage, permettant à la particule de s'échapper. Ici, un noyau de cellule cancéreuse ovarienne fluorescent a été piégé ; l'intensité minimale requise pour initier le piégeage était de 16 microwatts par micromètre carré, obtenue à l'aide d'un objectif 20 x.

Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de créer un piège optique de faible intensité pour la manipulation non invasive d'échantillons biologiques de taille micrométrique et nanométrique à l'aide de substrats nanostructurés à base de cristaux photoniques et de plasmonique.