Name: Péridurale Mesure de la pression intracrânienne chez le rat en utilisant un transducteur de pression à fibre optique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-25T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 4 s
Description: Découvrez une technique péridurale pour mesurer la pression intracrânienne chez le rat à l'aide d'un transducteur à fibre optique. Cette méthode minimalement invasive permet d'obtenir des mesures précises sans traumatisme cérébral.

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Ce projet a été financé par la Fondation nationale des maladies, Hunter Medical Research Institute (HMRI) et la Santé nationale et du Medical Research Council (NH &amp; MRC), en Australie. Un merci spécial à la Faculté de personnel de l&#39;atelier santé à l&#39;Université de Newcastle pour leur expertise technique.

1. Pénétration du crâne <ol><li> Anesthésiez rat avec de l&#39;isoflurane (induction de 5%, l&#39;entretien 1,5-2%) dans 70% de N 2 et 30% d&#39;O 2. Après l&#39;induction de l&#39;anesthésie, placez le rat à plat ventre sur une plaque chauffante, positionner le nez du rat dans un cône de nez anesthésie. </li><li> Tout en maintenant l&#39;anesthésie, fixer la tête dans un cadre stéréotaxique, en insérant les oreilles les barreaux jusqu&#39;à la tête est stabilisée. Assurez-vous la respiration ne soit pas compromise. (Figure 2-A). </li><li> Injecter du cuir chevelu sous-cutanée avec de longue durée anesthésique local, la bupivacaïne 0,3 ml à 0,5% (Pfizer, Australie) avant de prendre une 1,5 cm tête la peau médiane incision. (Instruments et des gants stériles doivent être utilisés.) </li><li> Blunt disséquer les tissus mous et les muscles environnants pour situer clairement Lambda et Bregma. Rétracter la peau et du tissu conjonctif. </li><li> Tige tout saignement en appliquant une pression sur le crâne exposé. Saignement excessif du crâne peut être cautérisé. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un dentiste drill avec une fraise de 1 mm pointe, fraise un trou de 2 mm de large dans l&#39;os pariétal droit. Fraise du trou 2 mm et 2 mm latérale postérieure du Bregma pour éviter le sinus longitudinal supérieur et assurer la mise en place du capteur de PIC est sur le territoire ischémique, pour des études de course. D&#39;autres emplacements serait également approprié pour d&#39;autres applications. Fraise du trou à une profondeur où le crâne-dessus de la dure-mère soit translucide. (Figure 2-B). </li><li> Remplacer la bavure avec une pointe de 0,5 mm bavure pour enlever le crâne à la base du trou. </li><li> Lorsque le crâne commence à se fissurer, utiliser 45 ° pince pour enlever toute crâne restante, assurant la base du trou est dégagé de débris. (Figure 3). </li></ol> 2. Modification à vis et de l&#39;Insertion <ol><li> Percez un trou de 0,7 mm à travers une vis à tête hexagonale à tête à l&#39;aide d&#39;un tour et de 0,7 mm mèche. </li><li> Insérez la vis de surveillance dans le trou en tournant dans le environ 1,5 tours (utiliser le montant minimum detourne nécessaires pour garantir la vis dans le crâne de façon à ne pas endommager les tissus sous-jacent). (Figure 2-C et la figure 4). </li><li> Fraise un second trou pour une vis d&#39;ancrage dans l&#39;os pariétal gauche, 2 mm et 2 mm latérale postérieure du Bregma. Ce trou ne nécessite pas de pénétration complète du crâne, de sorte que la pointe de 1 mm bavure est utilisé pour fluidifier le crâne pour l&#39;insertion des vis. </li><li> Insérez un 2 x 4 mm hexagonale vis à tête dans le deuxième trou. Cette vis permet d&#39;ancrer le ciment dentaire et donc la vis de surveillance sur le crâne. </li><li> Utilisation d&#39;une pipette de transfert pour mélanger et appliquer monomère de ciment dentaire et de polymère à la base de la tête des vis. </li><li> Permettez-ciment dentaire à sécher pendant au moins 10 minutes. </li></ol> 3. Intracrânienne d&#39;insertion du capteur de pression <ol><li> Utilisation du liquide correcteur blanc, marquer le capteur à fibre optique de 4 mm de la pointe. </li><li> Remplir le trou de la vis de surveillance avec une solution saline stérile (0,9%) et d&#39;assurer pasbulles d&#39;air sont présentes dans la vis. </li><li> Insérer le PIC sonde 4 mm dans la vis de sorte que la pointe de la sonde est de niveau avec l&#39;extrémité de la vis. Assurez-vous de la pointe ne pas percer la dure-mère. </li><li> Ajuster la pointe de la sonde au sein de la vis jusqu&#39;à ce qu&#39;une trace PIC réfléchissante ventilation et de sang ondes d&#39;impulsions de pression peut être observée. (Figure 5). </li></ol> 4. Former un joint étanche à l&#39;air <ol><li> Un joint étanche à l&#39;air est impératif à une lecture précise du PIC. Mélanger une visqueuse monomère biocompatible matière de calfatage et de polymère dans un rapport de 1:1. Parce que le capteur de pression est à l&#39;extrémité de la sonde, et ceci dans la vis évidée, l&#39;application de matière de calfatage à l&#39;arbre de la sonde à fibre optique est sans effet sur la sensibilité du capteur de pression. </li><li> Appliquez une fine couche autour de la sonde et la tête de la vis de surveillance. Éviter de déplacer la sonde ICP. </li><li> Laisser reposer pendant 5 minutes. </li><li> Appliquer une mise secondeer de la matière de calfeutrage autour de la vis de contrôle complet et la sonde. Veiller à ce qu&#39;aucun liquide ne s&#39;échappe de toutes les crevasses dans le produit de calfeutrage. (Figure 2-D). </li><li> Retirer l&#39;oreille-bars. </li><li> Le rat peut rester en position couchée, ou être soigneusement la rotation dans la position dorsale pendant monitorage de la PIC. </li><li> Un schéma de la procédure terminée est représenté dans (Figure 6). </li></ol> 5. Enlèvement du capteur de pression intracrânienne et de la Réinsertion <ol><li> A la fin de suivi du PIC, le capteur ICP peut être retiré en tirant doucement sur le cathéter à partir du matériau vis et le calfeutrage. </li><li> Le capteur SAMBA doit être immédiatement placer dans 1% Terg-A-Zyme solution pour éviter la corrosion de pointe. </li><li> Le trou restant dans le matériau de calfatage doit être recouverte d&#39;une couche supplémentaire de matériau de calfeutrage. (Rat peut être réveillé à ce stade). </li><li> Pour réinsérer le cathéter SAMBA pour la surveillance supplémentaire, trancherle matériau de calfeutrage au niveau de la tête de la vis. </li><li> Répétez les étapes 3.2 - 5.3. </li></ol> 6. Les résultats représentatifs La figure 5 est une représentation de plus de dix lectures PIC secondes. Au départ, l&#39;ICP en moyenne chez un rat Wistar est de 6 mmHg. Les événements de périodicité plus courte représenté dans la figure 5 réfléchir les ondes de la pression artérielle d&#39;impulsions. Les événements de plus la périodicité montrent les événements de ventilation. Notez que le capteur SAMBA reflète une amplitude de ventilation de mmHg 3-4 et de 1-2 amplitude d&#39;impulsion mmHg. Pour valider la position du capteur SAMBA dans chaque expérience, les traces du PIC doivent être testés pour la réactivité à des compressions abdominales et des événements respiratoires, telles que des périodes d&#39;apnée. Un compression abdominale est représenté sur la figure 7. Des périodes d&#39;apnée (illustré dans la figure 8) sont observées dans la plupart des expériences invo<html> lving respirant spontanément les animaux. Ces événements sont identifiés sur les registres physiologiques par une absence de déformations des voies respiratoires sur des voies respiratoires (transducteur à membrane) et des traces de pression artérielle. Une modification équivalente dans la trace ICP valide le positionnement de la sonde ICP. La figure 9 représente une trace typique ICP après la suppression de l&#39;AER-bars (étape 4.6). L&#39;insertion des oreilles-bars à l&#39;étape 1.2 se traduit par une légère compression du crâne et de la perturbation conséquente du volume intracrânien et donc une augmentation de la PIC. Si le capteur est correctement positionné, le PIC va baisser d&#39;au moins 4 à 5 mm Hg avec la suppression de l&#39;AER-bars. L&#39;analyse histologique peut être utilisé pour vérifier les dommages causés à l&#39;aire corticale immédiatement sous le capteur de pression et vis. Un exemple d&#39;une insertion de vis traumatique et non traumatique est représenté dans la figure 4. _upload/3689/3689fig1.jpg &quot;/&gt; Figure 1. Rempli de fluide Vs SAMBA Traces PIC. ICP a été enregistrée simultanément par l&#39;intermédiaire du SAMBA fibre optique cathéter (en haut) et un cathéter rempli de fluide (en bas). Les valeurs moyennes du PIC étaient semblables dans les deux traces, mais le signal cathéter rempli de fluide a été notamment freiné par rapport à l&#39;appareil respiratoire claire et courbes de pression artérielle observée avec le cathéter à fibre optique. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig2.jpg" /> Figure 2. Intracrânienne procédure d&#39;insertion du cathéter de pression. La tête du rat a été fixé dans un cadre stéréotaxique d&#39;oreille bars et d&#39;un cône de nez anesthésie [A]. Un trou, d&#39;environ 2 mm de diamètre, a été foré dans l&#39;os pariétal droit [B]. Une vis 2 x 4 mm avec un trou 0,7 mm dans l&#39;arbre a été inséré [C]. Une vis d&#39;ancrage a été insérée dans l&#39;os pariétal gauche et le crâne et du site opératoire recouvert de ciment dentaire. Le cathet ICPer (flèche noire) a ensuite été inséré dans le trou de vis et un joint étanche à l&#39;air fait avec le matériau de calfeutrage (flèche blanche) [D]. Staple (pour l&#39;échelle) = 12 mm x 5 mm. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig3.jpg" /> Figure 3. Vis de surveillance du trou de trépan Orientation. Le crâne a été autorisé de tissu conjonctif pour localiser Lambda (astérisque noire) et Bregma (astérisque blanc) et le trou 2 mm latéral et 2 mm en arrière de Bregma. Le trou a été dégagés des débris de quitter la dure-mère et des vaisseaux pie-mère (flèche noire) intactes. Staple (pour l&#39;échelle) = 12 mm x 5 mm. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig4.jpg" /> Figure 4. Histologie du cerveau de rat 24 heures après Instrumentation de la vis du PIC-Surveillance. Hématoxyline et coloration à l&#39;éosine, 6 pm coupes coronales. Gauche: l&#39;insertion des vis non-traumatique. A droite: l&#39;insertion des vis-traumatique,zone de pâleur représente tissus endommagés par la morphologie cellulaire semblable à la zone endommagée accident vasculaire cérébral (flèche). Inserts à objectif 4x. <img alt="Figure 5" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig5.jpg" /> Figure 5. Typiques du PCI. Trace des ondes de pression d&#39;impulsions sont représentées par des événements de moindre amplitude (*). La ventilation est reflété par les événements de plus la périodicité (#). <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig6.jpg" /> Figure 6. ICP sonde d&#39;insertion schématique. Diagramme illustre le placement de vis de support (à droite) et le calfeutrage enrobé ICP sonde dans la vis (à gauche). <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig7.jpg" /> Figure 7. Une compression abdominale. L&#39;abdomen a été temporairement comprimé (~ 1 sec) pour valider la viabilité du signal ICP. La compression entraîne diminution du retour veineux cérébral,l&#39;augmentation du volume intracrânien et donc d&#39;augmenter la PIC. La pression artérielle (Pa) a chuté seulement après la hausse initiale du PIC. <img alt="Figure 8" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig8.jpg" /> Figure 8. Période de l&#39;apnée. La cessation temporaire de la respiration se reflète dans la trace du transducteur à membrane, la pression artérielle (Pa) trace et la trace ICP. <img alt="Figure 9" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig9.jpg" /> Figure 9. Ear-Bar enlèvement. ICP devrait baisser avec la suppression des stéréotaxiques permet aux écouteurs de barres.

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<li>Leonardi, A. D., Bir, C. A., Ritzel, D. V., VandeVord, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+pressure+increases+during+exposure+to+a+shock+wave%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Intracranial pressure increases during exposure to a shock wave.</a> J. Neurotrauma. 28, 85-94 (2011).</li>
</ol>

Nous n&#39;avons rien à communiquer.

La procédure présentée ici permet un enregistrement très sensible et précis de la pression intracrânienne. Cette technique mini-invasive évite un traumatisme cérébral significative par le positionnement du capteur de pression dans l&#39;espace épidural et non le tissu cérébral ou les ventricules. Les étapes critiques: 1) de forage à travers le crâne - il faut prendre soin de ne pas percer la dure-mère ou des dommages qui sous-tend le tissu cérébral, 2) assurer un joint étanche avec le produi...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Monomère ciment dentaire </td><td> Henry Schein </td><td> VX-SC500MLL </td><td></td></tr><tr><td> Dentaire ciment polymère </td><td> Henry Schein </td><td> VX-SC1000GCL4 </td><td></td></tr><tr><td> Foret fraise de dentiste-taille 12 </td><td> Gunz dentaire </td><td> EL104S001012/10 </td><td></td></tr><tr><td> Foret fraise de dentiste-taille 6 </td><td> Gunz dentaire </td><td> EL104S001006/10 </td><td></td></tr><tr><td> Vis Métal </td><td> Quincaillerie </td><td></td><td> 2 x 4 mm, à tête hexagonale. (Laboratoire modifiée de 0,7 mm trou percé à travers l&#39;arbre) </td></tr><tr><td> SAMBA Control Unit </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 50433102 </td><td></td></tr><tr><td> SAMBA capteur </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 50461122 </td><td> 420 LP, 15cm fibre nue, radio-opaque de revêtement </td></tr><tr><td> Silagum AV Mono produit de calfeutrage </td><td> Gunz dentaire </td><td> RG 9152 </td><td> Vinylpolysiloxanes, les polysiloxanes hydrogène, de remplissage, des pigments, des additifs, catalyseurs plantinum </td></tr><tr><td> Terg-A-Zyme </td><td> Alconox, Inc </td><td> 1304 </td><td> Enzyme-actif détergent en poudre </td></tr></tbody></table>

péridurale mesure de la pression intracrânienne chez le rat en utilisant un transducteur de pression à fibre optique

Epidural Intracranial Pressure Measurement in Rats Using a Fiber-optic Pressure Transducer

Élévation de la pression intracrânienne (PIC) est un problème important dans plusieurs formes de lésion cérébrale ischémique, y compris accident vasculaire cérébral, traumatisme crânien et un arrêt cardiaque. Cette élévation peut entraîner des blessures neurologiques plus loin, sous la forme d&#39;une hernie transtentorielle 1,2,3,4, la compression du mésencéphale, déficit neurologique ou cérébrale accrue du myocarde 2,4. Les thérapies actuelles sont souvent insuffisantes pour contrôler une PIC élevée dans le milieu clinique 5,6,7. Il ya donc un besoin pour des méthodes précises de mesure ICP dans des modèles animaux pour faire avancer notre compréhension des mécanismes de base et de développer de nouveaux traitements pour une PIC élevée. Dans les deux cas le milieu clinique et expérimentale ICP ne peut pas être estimé sans mesure directe. Plusieurs méthodes de l&#39;insertion du cathéter ICP existent actuellement. Parmi ceux-ci le cathéter intraventriculaire est devenu la clinique «gold standard» de la mesure ICP chez l&#39;homme 8. Cette méthode involves l&#39;élimination partielle du crâne et de l&#39;instrumentation du cathéter à travers le tissu cérébral. Par conséquent, les cathéters intraventriculaires ont un taux d&#39;infection des enfants de 6-11% 9. Pour cette raison, canulations sous-duraux et péridurale sont devenues les méthodes privilégiées dans les modèles animaux de lésions ischémiques. Diverses techniques de mesure du PIC ont été adaptées pour les modèles animaux, et parmi eux, les cathéters de télémétrie remplies de liquide 10 et cathéters semi-conducteurs sont le plus fréquemment utilisé 11,12,13,14,15. Les systèmes remplis de liquide sont susceptibles de développer des bulles d&#39;air dans la ligne, résultant en des lectures fausses PIC. Sondes statiques éviter ce problème (Figure 1). Un problème supplémentaire est cathéters de montage dans le cadre du crâne ou dans les ventricules, sans causer de lésions cérébrales qui pourraient modifier les résultats expérimentaux. Par conséquent, nous avons développé une méthode qui place un cathéter ICP contiguë à l&#39;espace épidural, mais évite le neced pour l&#39;insérer entre le crâne et le cerveau. Un cathéter à fibre optique de pression (420LP, Capteurs SAMBA, Suède) a été utilisé pour mesurer ICP à l&#39;endroit péridurale parce que l&#39;emplacement du capteur de pression (à la pointe du cathéter) a été trouvée pour produire un signal de haute fidélité ICP dans ce modèle . Il ya d&#39;autres fabricants de technologies similaires à fibres optiques 13 qui peuvent être utilisés avec notre méthodologie. Alternatives cathéters à l&#39;état solide, qui ont le capteur de pression situé sur le côté de la pointe du cathéter, ne serait pas approprié pour ce modèle en tant que signal seraient atténués par la présence de la vis de surveillance. Ici, nous présentons une méthode relativement simple et précis pour mesurer ICP. Cette méthode peut être utilisée dans un large éventail de modèles animaux PIC connexes.

Une nouvelle technique pour enregistrer les pressions à l&#39;intérieur du crâne est décrite. Procédé minimalement invasive utilise un système de pression à fibre optique de détection pour mesurer la pression intracrânienne (PIC) chez le rat anesthésié sans provoquer un traumatisme cérébral significative. La technique peut être utilisée dans un large éventail de modèles expérimentaux.

Péridurale Mesure de la pression intracrânienne chez le rat en utilisant un transducteur de pression à fibre optique

L'augmentation de la pression intracrânienne (PIC) est un problème majeur dans plusieurs formes de lésions cérébrales ischémiques, notamment l'accident vasculaire cérébral, le traumatisme crânien et...

L'objectif général de cette procédure est de mesurer de manière simple et précise la pression intracrânienne dans un modèle animal. Dans ce cas, le rat. Cela est réalisé en effectuant d'abord le fraisage de deux petits trous dans le crâne.Ensuite, une vis de surveillance de la PIC et une vis d'ancrage sont insérées dans le crâne et fixées à l'aide de ciment. Après l'insertion des vis, un transducteur de pression à fibre optique est introduit dans la vis de surveillance pour mesurer la pression intracrânienne dans l'espace épidural. Dans la dernière étape, un joint étanche à l'air est formé autour du transducteur de pression dans la vis de surveillance afin de sceller la voûte crânienne. En fin de compte, des résultats peuvent être obtenus, montrant un tracé physiologique de la pression intracrânienne au moyen d'un transducteur de pression à fibre optique épidural.La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car les étapes clés sont difficiles à maîtriser étant donné que le cerveau pourrait facilement être endommagé pendant la procédure, ce qui fausserait les résultats expérimentaux. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que les mesures invasives de la pression intracrânienne (PIC) par voie interventriculaire ou intraparenchymateuse, est que notre méthode de mesure épidurale de la PIC prévient les lésions cérébrales en maintenant l'intégrité des méninges. Après avoir confirmé l'anesthésie totale à l'aide d'une pincée plantaire, placer le rat en position ventrale sur une plaque chauffante, positionner le museau du rat dans un embout anesthésique, raser le cuir chevelu, puis laver et désinfecter avec de la chlorhexidine, infiltrer la peau au site d'incision avec un anesthésique local à action prolongée tout en maintenant l'anesthésie.Fixez la tête dans un cadre stéréotaxique et insérez les barres auriculaires jusqu'à ce que la tête soit stabilisée. Veillez à ce que la respiration ne soit pas entravée. Une fois l'animal en position, pratiquez une incision médiane de 1,5 centimètre sur la peau du crâne.Ensuite, disséquez soigneusement les tissus mous et les muscles environnants afin de localiser clairement lambda et bgma. Rétractez la peau et les tissus conjonctifs, puis arrêtez tout saignement en appliquant une pression sur le crâne exposé à l’aide de compresses stériles. À l’aide d’un foret dentaire équipé d’un embout de un millimètre, percez un trou de deux millimètres de large dans l’os pariétal droit pour les études sur l’ictus.Percez un trou, à deux millimètres sur le côté et deux millimètres en arrière par rapport au bregma, afin d'éviter le sinus sagittal supérieur et de garantir que le capteur de pression intracrânienne sera positionné au-dessus du territoire ischémique. Percez jusqu'à une profondeur où l'os crânien au-dessus de la dure-mère devient translucide. Utilisez ensuite une fraise à pointe de 0,5 millimètre pour retirer l'os crânien à la base du trou lorsque l'os commence à se fissurer. Utilisez une pince en angle de 45 degrés pour retirer tout l'os restant, en veillant à ce que la base du trou soit entièrement débarrassée des débris.Pour préparer la vis de surveillance, percer un trou de 0,7 millimètre à l’aide d’un tour et d’un foret de 0,7 millimètre à travers une vis à tête hexagonale, puis insérer la vis de surveillance dans le trou en la tournant d’environ 1,5 tour. Veiller à ne pas endommager les tissus sous-jacents. Utiliser un foret de 1 millimètre pour fraiser un second trou destiné à une vis d’ancrage dans l’os pariétal gauche, à deux millimètres sur le côté et deux millimètres en arrière par rapport au bregma, sans toutefois percer complètement le crâne.Insérez une vis hexagonale de deux par quatre millimètres dans le deuxième trou. Cette vis permet d'ancrer le ciment dentaire et la vis de surveillance au crâne. Utilisez une pipette Pasteur pour mélanger, puis appliquer le ciment dentaire, le monomère et le polymère à la base de la tête des vis, en laissant sécher le ciment pendant au moins 10 minutes. À l’aide d’un correcteur blanc, marquez le capteur optique à quatre millimètres de l’extrémité, remplissez le trou de la vis de surveillance avec une solution saline stérile et veillez à ce qu’il n’y ait aucune bulle d’air à l’intérieur de la vis.Insérez la sonde de pression intracrânienne ou PIC de quatre millimètres dans la vis de sorte que l'extrémité de la sonde soit au niveau de l'extrémité de la vis. Veillez à ce que l'extrémité ne perce pas la dure-mère. Ajustez l'extrémité de la sonde dans la vis jusqu'à ce qu'un tracé de PIC reflétant les ondes de ventilation et de pouls de la pression artérielle puisse être observé.Un joint étanche à l'air est indispensable pour obtenir une lecture précise de la PIC. Pour en créer un, mélangez d'abord du monomère et du polymère de matériau d'étanchéité biocompatible visqueux selon un rapport un pour un, puis appliquez une fine couche de mastic autour de la sonde et de la tête de la vis de surveillance, en prenant soin de ne pas déplacer la sonde de PIC. Après avoir laissé durcir la première couche pendant cinq minutes, appliquez une deuxième couche de matériau d'étanchéité autour de toute la vis de surveillance et de la sonde.Veillez à ce qu'aucun liquide ne s'échappe par les interstices du matériau d'étanchéité. Retirez les barres auriculaires et laissez le rat en position ventrale. À la fin de la surveillance de la pression intracrânienne, le capteur de PIC peut être retiré en tirant doucement sur le cathéter hors de la vis et du matériau d'étanchéité ; placez immédiatement le capteur à fibre optique dans une solution de 1 % de zyme afin d'éviter la corrosion de l'extrémité.Le trou restant dans le matériau d'étanchéité doit être recouvert par une couche supplémentaire de ce matériau, comme illustré. Voici une représentation des lectures de PIC sur 10 secondes au moment du niveau de base. La PIC moyenne chez le rat Wistar est de six millimètres de mercure.Les événements d'amplitude plus faible reflètent les ondes de pression artérielle, tandis que les événements de plus longue périodicité montrent les événements ventilatoires permettant de valider la position du capteur à fibre optique. Dans chaque expérience, les tracés de la pression intracrânienne (PIC) doivent être testés pour vérifier leur réponse aux compressions abdominales. Ici, l'abdomen a été comprimé temporairement, ce qui a entraîné une réduction du retour veineux cérébral et une augmentation du volume intracrânien, et donc une augmentation de la pression artérielle de la PIC, qui n'a diminué qu'après l'augmentation initiale de la PIC. Des périodes d'apnée sont observées dans la plupart des expériences impliquant des animaux respirant spontanément.Ces événements sont identifiés sur les enregistrements physiologiques présentés ici par l'absence de déflexions respiratoires sur les tracés respiratoires et de pression artérielle. Une modification équivalente sur le tracé de la PIC valide la position de la sonde de PIC ici. Un tracé typique de la PIC après le retrait des barres auriculaires est montré ; l'insertion initiale des barres auriculaires entraîne une légère compression du crâne et, par conséquent, une perturbation du volume intracrânien, et donc une augmentation de la PIC.Si le capteur est positionné correctement, la pression intracrânienne diminuera d'au moins quatre à cinq millimètres de mercure avec le retrait des embouts auriculaires, une fois la technique maîtrisée. Cette technique peut être réalisée en environ 30 minutes si elle est effectuée correctement. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment mesurer correctement et précisément la pression intracrânienne à l'aide d'une technique peu invasive.La partie la plus délicate de cette technique concerne l'insertion de la vis ici. Il faut faire preuve de prudence lors du perçage du crâne afin d'éviter tout dommage aux méninges et au cerveau sous-jacents.

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Réalisation d’une stimulation nerveuse caverneuse chez le rat pour mesurer la pression intracaverneuse

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Enregistrement de la pression intracaverneuse (ICP) est une méthode importante pour évaluer la fonction érectile d’animaux de laboratoire. Ici, un protocole détaillé est démontré pour la procédure d’enregistrement du pic par catheterizing pénis crura et puis électrique stimule les nerfs caverneux chez les rats.

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