Name: Nanotopology dadhésion cellulaire sur Microscopie à angle variable de fluorescence à réflexion interne totale (VA-TIRFM) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-02T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 14 s
Description: Découvrez la topologie d'adhésion cellulaire avec précision nanométrique par microscopie VA-TIRFM. Cette méthode compare l'adhésion entre lignées cellulaires cancéreuses et non cancéreuses.

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Les auteurs remercient le Land de Bade-Wurtemberg et la Europäische Union Europäischer Fonds regionale Entwicklung für die - pour le financement ZAFH-PHOTON n, le Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) pour la recherche des subventions non. 1792C08 ainsi que la GmbH Baden-Württemberg-Stiftung pour le financement du projet &quot;Aurami&quot;.

1. Ensemencement et incubation des cellules <ol><li> Cellules individuelles de semences, par exemple U373-MG ou des cellules de glioblastome U-251-MG à une densité typique de 100 cellules / mm 2 sur une lame de verre et les cultiver pour 4872 heures en milieu de culture (par exemple RPMI 1640 supplémenté avec 10% sérum de veau foetal et des antibiotiques) à l&#39;aide d&#39;un incubateur à 37 ° C et 5% de CO 2. </li><li> Incuber les cellules avec un marqueur membranaire, par exemple 6-dodécanoyl-2-diméthylamino naphtalène (Laurdan) appliqué pendant 60 minutes à une concentration de 8 pM (dans un milieu de culture) 4, ou un marqueur cytoplasmique, par exemple calcéine acetomethlyester appliqué pendant 40 minutes à une concentration de 5 pM 3, ou un photosensibilisateur associé à la membrane, par exemple lors de la protoporphyrine IX induite 4 heures d&#39;incubation avec son précurseur acide 5-aminolévulinique (5-ALA; 1 mM) 4,5. </li><li> Laver les cellules avec du milieu de culture ou du tampon phosphate salin (PBS) avant la microscopie de fluorescence. &lt;/ Li&gt; </ol> 2. VA-TIRFM <ol><li> Utiliser un microscope droit, par exemple Zeiss Axioplan, et remplacer le condensateur par un dispositif d&#39;éclairage, tel que décrit dans la référence. 3 avec un hémi-sphérique ou un prisme de verre semi-cylindrique couplé optiquement à la porte-objet (voir figure 1). </li><li> Utiliser un faisceau laser collimaté parallèle qui, après formation d&#39;image par le prisme de verre et d&#39;autres composants optiques (par exemple un miroir concave) à nouveau les résultats en un faisceau parallèle à la surface de l&#39;échantillon (rayons pupille télécentrique). Veiller à ce que le vecteur de champ électrique est polarisée perpendiculairement au plan d&#39;incidence. </li><li> Utiliser un miroir ajustable à l&#39;intérieur du condenseur qui forme une image dans le plan d&#39;échantillon et illumine l&#39;échantillon sous un angle d&#39;incidence variable (rayon d&#39;objet). Le miroir réglable peut être entraîné par un moteur pas à pas, où chaque position correspond à un angle d&#39;incidence bien définie, telle que déterminée par des mesures goniométriques 3 </sup&gt;. </li><li> Étalonnage de la position angulaire du miroir réglable à l&#39;aide de l&#39;angle critique Θ = 61,3 ° C pour une transition de verre de l&#39;eau en tant que valeur fixe. Θ c peuvent être visualisées sur la variation de Θ quand un colorant fluorescent (par exemple 1 mM flavine mononucléotide, FMN) est dissous dans de l&#39;eau. La position du miroir à Θ = Θ c est stocké dans le programme de positionnement de miroir. </li><li> Définissez les paramètres de la caméra (rétro-éclairé Andor Ixon EMCCD, DV887DC, ANDOR technologie, Belfast, Royaume-Uni 6), dont la température, le gain de temps d&#39;enregistrement, et la vitesse de déplacement. </li><li> Utilisez un objectif de grossissement approprié et de préférence modérée ouverture numérique (par exemple 40 × / 0,75 ou 63 × / 0,90 immersion dans l&#39;eau) et de localiser le porte-objet du microscope. Utiliser de l&#39;huile d&#39;immersion pour assurer un contact optique de l&#39;échantillon avec le prisme de verre. Enregistrer des images de fluorescence des échantillons identiques lors de la variation de laangle d&#39;éclairage (Θ ≥ Θ Θ c avec c, correspondant à 64,5 ° pour une interface cellule-verre). Une plage angulaire de 66 ° -74 ° par pas de 0,5 ° ou 1 ° est recommandé. Utilisez un laissez-passer approprié à long ou un filtre passe-bande pour la détection de la fluorescence. </li></ol> 3. Analyse des données <ol><li> Lire les images (par exemple au format ASCII) enregistrées à différents angles Θ, ainsi que les paramètres de l&#39;appareil (pour la discrimination de fond), la longueur d&#39;onde d&#39;excitation et les indices de réfraction du verre (n 1 = 1,52) et des cellules (n = 2 1,37) dans le programme d&#39;évaluation (LabView; NanoCell). Pour chaque ensemble de paramètres de la profondeur de pénétration d (Θ) et le facteur de transmission T (Θ) sont calculées automatiquement. </li><li> Sélectionnez les images utilisées pour l&#39;évaluation de la cellule-substrat distances Δ selon l&#39;équation 5 (marqueur membranaire) ou l&#39;équation 4 (marqueur cytoplasme), les images individuelles avec inhomogèneéclairage (e révélatrice, rayures g.) peuvent être exclues. </li><li> Calculer des images de cellules-substrat topologie et sélectionnez un code de couleur approprié pour l&#39;affichage. Pendant des profils d&#39;évaluation de pixels individuels peuvent être affichés, comme le montre la figure 2. Ces profils peuvent être utilisées comme indicateur de la qualité de l&#39;ajustement. </li><li> Rangez le protocole d&#39;évaluation. </li></ol> 4. Les résultats représentatifs Expériences représentatives sont réalisés avec des cellules génétiquement modifiées glioblastome U251-MG aimablement fournis par le professeur Jan Mollenhauer, Département de moléculaire en oncologie, Université du Sud du Danemark, Odense. Dans ces deux sous-clones de cellules U251 les gènes suppresseurs de tumeur TP53 ou PTEN sont surexprimés en utilisant un système Tet-On expression inductible, de sorte que ces cellules présentent un potentiel tumorigène réduite et peut être considéré comme moins malin. Très malignes U251-MG cellules sans gène suppresseur sont utilisés comme témoins, et U251-MG cellules de type sauvage servir pour une autre comparaison. Une diode laser émettant une série quasi continu d&#39;impulsions picosecondes (LDH400 avec chauffeur PDL 800-B, Picoquant, Berlin, Allemagne, longueur d&#39;onde: 391 nm; impulsion d&#39;énergie: 12 pJ; taux de redoublement: 40 MHz) est utilisée comme une source d&#39;excitation. La figure 3 images de TIRFM U251 MG-cellules de glioblastome avec un actif gène suppresseur de tumeur TP53 et incubées avec Laurdan (8 um; 60 min) sont représentées pour des angles d&#39;incidence de 66,0 °, 69,0 ° et 73,0 ° correspondant à des profondeurs de pénétration de l&#39; champ électromagnétique évanescent d&#39;environ 140 nm, 75 nm et 60 nm, respectivement. Avec la diminution de la fluorescence diminue la profondeur de pénétration de l&#39;intensité (voir écailles) et provient de plus d&#39;un des sites superficiels des cellules (par exemple les contacts correspondants sur leurs bords). Cellule-substrat distances (visualisée dans 3d figure par un code couleur allant de 0 à 600 nm) varient fortement sur ​​les cellules entre lely quelques nanomètres (blanc-jaune) et 250-300 nm (rouge foncé), des contacts focaux et les grands c.-à-cellule-substrat distances sont situés à proximité. La même chose vaut pour U251-MG cellules de glioblastome avec un actif gène suppresseur PTEN (figure 4d), ​​tandis que la cellule-substrat distances sont assez constants pour U251-MG contrôle et de cellules de type sauvage avec des valeurs typiques de 80-100 nm (jaune, figure 4b ) et 150-200 nm (rouge-orange; figure 4a). <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig1.jpg" /> Figure 1. Dispositif d&#39;éclairage pour VA-TIRFM dans un microscope droit. Un miroir réglable entraînée par un moteur pas à pas permet une résolution angulaire de ± 0,25 °. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig2.jpg" /> Le profil d&#39;évaluation Figure 2. Pour un pixel (schéma). Lorsque ln [I F / T (Θ)] est représentée en fonction de 1 / d (Θ), la pente représente la distance Δ substrat cellulaire. Cette pente est généralement déterminée avec une précision de l&#39;ordre de ± 10%. Une valeur - résultant de l&#39;illumination homogène - a été marqué et exclus de l&#39;évaluation. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig3.jpg" /> Figure 3 images TIRFM de U251-MG cellules de glioblastome avec activées TP53 gène suppresseur par incubation avec Laurdan (8 uM; 60 min). Enregistrées à différents angles d&#39;éclairage (ac); cellule-substrat distances de l&#39;ordre de 0-600 nm montré par un code couleur (d); longueur d&#39;onde d&#39;excitation: 391 nm, détection: ≥ 420 nm; taille de l&#39;image.: 210 um um × 210 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4133/4133fig3large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . Figure 4 cellules-substrat distances U251-MG cellules glioblatoma dans la gamme de 0-600 nm indiquées par un code couleur;. (A) de type sauvage (b) les contrôles; (c) les cellules avec un gène suppresseur activé TP53; (d) cellules avec PTEN suppresseur gène activé, longueur d&#39;onde d&#39;excitation: 391 nm, détection: ≥ 420 nm; taille de l&#39;image.: 210 um um × 210 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4133/4133fig4large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> .

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</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

On décrit une méthode de mesure de la cellule-substrat distances avec une précision nanométrique. À l&#39;heure actuelle, les méthodes de microscopie de super-résolution, fondée par exemple sur l&#39;éclairage structuré 7 ou sur simple 8-10 de détection des molécules ainsi que l&#39;appauvrissement de l&#39;émission stimulée (STED) microscopie à 11 sont d&#39;un intérêt considérable. Aucune de ces techniques, cependant, permet une résolution axiale inférieure à 50 nm. En outre, ...

Lorsqu&#39;un faisceau lumineux se propageant à travers un milieu d&#39;indice de réfraction n 1 répond à une interface avec un second milieu d&#39;indice de réfraction n 2 &lt;n 1, la réflexion totale interne se produit à tous les angles d&#39;incidence Θ, qui sont plus grand que l&#39;angle critique Θ = c arcsin (n 2 / n 1). Tout en étant totalement réfléchie du faisceau lumineux incident évoque un champ électromagnétique évanescent qui pénètre dans le second milieu, et décroît exponentiellement avec la distance perpendiculaire à partir de l&#39;interface z selon I (z) = I 0 ez / d (Θ). I (z) correspond à l&#39;intensité du champ électromagnétique et d (Θ) de la profondeur de pénétration de longueur d&#39;onde λ, telle que donnée par d (Θ) = (λ/4π) (n 1 2 sin 2 Θ - n 2 2) -1 / 2 Comme indiqué dans la littérature 1,2, I 0 </sUB&gt; correspond à l&#39;intensité de la lumière incidente I e multiplié par le facteur de transmission T (Θ) et le rapport n 2 / n 1. Si le vecteur de champ électrique de ce faisceau de lumière est polarisée perpendiculairement au plan d&#39;incidence (c&#39;est à dire le plan défini par l&#39;incident et le faisceau réfléchi), ce facteur de transmission est donnée par T (Θ) = 4 cos Θ 2 / [1 - (n 2 / nL 1) 2] Pour l&#39;intensité de fluorescence détectée à des mesures TIRFM, absorption de la lumière doit être intégrée sur toutes les couches de l&#39;échantillon et multiplié par le rendement quantique de fluorescence du colorant η pertinent ainsi que de l&#39;angle solide de détection de Ω. Comme indiqué précédemment 3, cette intensité peut être décrite par I F (Θ) = A (Θ) OC (z) e-z / j (Θ) dz si tous les facteurs qui sont indépendants f<html> rom l&#39;angle d&#39;incidence Θ et la coordonnée z sont inclus dans l&#39;équation A. constante expérimentale 3 peut être résolu analytiquement, si la concentration (z) c de fluorophores est considéré comme à peu près constante - Soit à toutes les coordonnées z ≥ Δ, par exemple, dans le cytoplasme des cellules ayant un Δ la distance de l&#39;interface. Dans ce cas, l&#39;intégrale doit être calculée à partir de z = Δ z = ∞ entraînant I F = A c T (Θ) d (Θ) e-Δ / j (Θ) - Ou entre z = Δ - t / 2 et z = Δ + t / 2, c&#39;est à dire à l&#39;intérieur d&#39;une couche mince d&#39;épaisseur t, par exemple, une membrane de la cellule située à une distance à partir de l&#39;interface de Δ. Dans ce cas, l&#39;intensité de la fluorescence peut être calculé comme I F = A c T (Θ) te-Δ / j (Θ), si t est faible par rapport à Δ. ent &quot;&gt; De équations (4) et (5) la cellule-substrat distances Δ peut être calculée, si les images d&#39;intensité de fluorescence I F sont enregistrés pour des angles variables Θ, et si ln (I F / T d) (Eq. 4) ou ln (I F / T) (Eq. 5) est évaluée en fonction de 1 / d pour ces angles. Par le marqueur membranaire Laurdan utilisé dans le présent document (a. ci-dessous) l&#39;évaluation a été effectuée selon l&#39;équation. 5. Comme indiqué précédemment 3 d&#39;acquisition d&#39;images, et de l&#39;évaluation nécessite - Une répartition homogène de la lumière d&#39;excitation sur l&#39;échantillon, - La validité d&#39;un modèle de couche 2-(avec les indices de réfraction n 1 et n 2 pour le substrat et le cytoplasme, respectivement). Il en est, si la membrane plasmique est très mince, et si la couche du milieu extracellulaire (entre la cellule et le substrat) est faible par rapport à la longueur d&#39;onde de la lumière incidente. En outre, une ouverture modérée numérique(Typiquement 0,90 ≤ A) de l&#39;objectif de microscope est avantageux d&#39;éviter les écarts de luminosité dues à l&#39;anisotropie du rayonnement dans le champ proche de l&#39;interface diélectrique.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom </td><td> Entreprise </td><td> Type </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Incubateur </td><td> Nunc </td><td> Nunc Cellstar QM1300SVBA </td><td></td></tr><tr><td> À flux laminaire </td><td> Holten Safe </td><td> S2010 1.2 FR GG 1LN </td><td></td></tr><tr><td> DMEM + 10% FCS + 1% de pénicilline / streptomycine </td><td> BIOCHROM </td><td></td><td> Milieu de culture </td></tr><tr><td> Objet qui glisse en verre </td><td> Marienfeld </td><td> Pur verre blanc </td><td> Procédure de nettoyage spécial utilisé </td></tr><tr><td> 6-dodécanoyl-2-diméthylamino naphtalène (Laurdan) </td><td> Molecular Probes </td><td></td><td> Marqueur fluorescent (solution stock: 2 mM dans l&#39;éthanol) </td></tr><tr><td> Microscope </td><td> Carl Zeiss </td><td> Axioplan 1 </td&gt; <td></td></tr><tr><td> Diode laser </td><td> PicoQuant </td><td> LDH 400 avec pilote PDL 800-B </td><td> Longueur d&#39;onde: 391 nm </td></tr><tr><td> Simple mode fibre </td><td> Point Source </td><td> kineFlex </td><td> Utilisé avec une optique de collimation </td></tr><tr><td> Caméra EMCCD </td><td> Andor </td><td> DV887DC </td><td> Caméra rétro-éclairé </td></tr></tbody></table>

nanotopology d&#39;adhésion cellulaire sur microscopie à angle variable de fluorescence à réflexion interne totale (va-tirfm)

Nanotopology of Cell Adhesion upon Variable-Angle Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (VA-TIRFM)

Topologie de surface, par exemple des cellules en croissance sur un substrat, est déterminée avec une précision nanométrique à angle variable par microscopie de fluorescence à réflexion interne totale (VA-TIRFM). Les cellules sont cultivées sur des lames transparentes, et mis en incubation avec un marqueur fluorescent réparti de façon homogène dans la membrane plasmique. Illumination se produit par un faisceau laser parallèle sous des angles variables de réflexion interne totale (TIR) ​​à différentes profondeurs de pénétration du champ électromagnétique évanescent. L&#39;enregistrement des images de fluorescence lors d&#39;une irradiation à environ 10 sous différents angles permet de calculer les distances cellule-substrat avec une précision de quelques nanomètres. Les différences d&#39;adhérence entre différentes lignées cellulaires, les cellules cancéreuses et les cellules par exemple moins malignes, sont ainsi déterminés. En outre, les changements possibles de l&#39;adhésion cellulaire sur un traitement chimique ou photodynamique peut être examiné. En comparaison avec d&#39;autres méthodes de super-résolution exposition à la lumière microscope est maintenudes dommages très petite, et pas de cellules vivantes devrait avoir lieu.

Topologie de l&#39;adhésion cellulaire sur un substrat est mesurée avec une précision nanométrique par microscopie à angle variable fluorescence à réflexion interne totale (VA-TIRFM).

Nanotopology d&#39;adhésion cellulaire sur Microscopie à angle variable de fluorescence à réflexion interne totale (VA-TIRFM)

La topologie de surface, par exemple celle de cellules croissant sur un substrat, est déterminée avec une précision nanométrique par fluorescence à réflexion totale interne à angle variable...

L'objectif général de cette procédure est de mesurer la topologie de l'adhérence cellulaire sur un substrat avec une précision nanométrique. Cela est réalisé en cultivant d'abord des cellules sur des lames de verre transparentes, puis en les incubant avec un marqueur fluorescent. Ensuite, la position angulaire du miroir réglable du microscope est étalonnée et cette position est enregistrée dans le programme de positionnement du miroir.L'étape suivante consiste à enregistrer les images de fluorescence après irradiation selon environ 10 angles différents. La dernière étape consiste à calculer les distances entre la cellule et le substrat avec une précision de quelques nanomètres. Enfin, les résultats concernant la topologie de l'adhésion cellulaire sur le substrat sont utilisés pour mettre en évidence les différences d'adhésion entre différentes lignées cellulaires, par exemple, les cellules cancéreuses et les cellules moins malignes.Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que la microscopie confocale est que la résolution réelle se situe dans une gamme de seulement quelques nanomètres. Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur les membranes cellulaires, elle peut également être appliquée à d'autres systèmes, comme de petites vésicules ou des nanomatériaux.Notre post-doctorante Petra, qui préparera les échantillons cellulaires, et notre ingénieur Michael Wagner, qui réalisera l'expérience, vont démontrer l'expérimentation. Pour préparer les cellules en vue d'une microscopie de fluorescence par réflexion totale à angle variable, ensemencez individuellement les cellules à une densité de 100 cellules par millimètre carré sur une lame de verre dans un milieu de culture enrichi avec 10 % de sérum de veau fœtal et des antibiotiques. Incubez les cellules pendant 72 heures à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone.Ensuite, appliquez aux cellules le marqueur membranaire fluorescent six D, décane deux, diméthylamino naphtalène ou lorane à une concentration de 8 µmol/L dans le milieu de culture, puis incubez pendant 60 minutes avant la microscopie de fluorescence. Lavez les cellules avec du PBS en pipetant la solution tampon sur la lame porte-objet pour éliminer le milieu, puis essuyez la solution tampon sur l'arrière de la lame porte-objet. Un microscope droit, tel qu'un Zeiss Axio plan, équipé d'une caméra E-M-C-C-D à éclairage rétrodiffusé et/ou à exon, est utilisé pour l'observation à angle variable.La microscopie T-I-R-F-M remplace son condenseur par un dispositif d'illumination personnalisé comportant un prisme en verre hémicylindrique couplé optiquement à la lame porte-objet. Le faisceau laser arrive depuis une fibre monomode collimatée ; après avoir été dirigé par le prisme en verre et d'autres composants optiques, il forme à nouveau un faisceau parallèle à la surface de l'échantillon. Veillez à ce que le vecteur du champ électrique soit polarisé perpendiculairement au plan d'incidence.Cette position est marquée sur le coupleur de sortie de la fibre. Utilisez un miroir ajustable situé à l'intérieur du condenseur, qui est projeté dans le plan de l'échantillon et éclaire l'échantillon sous un angle variable d'incidence ou de rayon objet. Le miroir ajustable peut être actionné par un moteur pas à pas, contrôlé par un logiciel.Chaque position correspond à un angle d'incidence bien défini, déterminé par des mesures procédées de manière géométrique. Pour étalonner la position angulaire du miroir ajustable, utilisez un colorant fluorescent tel qu'un flavine nucléotide à une concentration d'un millimolaire, dissous dans l'eau. Pour visualiser l'angle critique lors de la variation de l'angle d'incidence, utilisez l'angle critique de 61,3 degrés pour une transition verre-eau comme valeur fixe ; la position angulaire du miroir pour laquelle l'angle d'incidence égale l'angle critique est enregistrée dans le programme de positionnement du miroir.À l'aide du logiciel de la caméra, réglez les paramètres de la caméra E-M-C-C-D, notamment la température, le gain, le temps d'enregistrement et la vitesse de décalage. Utilisez de l'huile d'immersion pour assurer un contact optique adéquat avec l'échantillon. À l'aide d'un prisme en verre, sélectionnez un objectif de grossissement approprié pour les cellules et d'ouverture numérique modérée.Pour visualiser l'objet au microscope, utilisez un filtre passe-long ou passe-bande approprié pour la détection de la fluorescence. Enregistrez des images de fluorescence d'échantillons identiques en faisant varier l'angle d'illumination. Les angles d'incidence doivent être égaux ou supérieurs à l'angle critique.Étant donné que l'angle critique correspond à 64,5 degrés pour une interface verre-cellule, il est recommandé d'utiliser une plage angulaire de 66 à 74 degrés par pas de 0,5 degré ou d'un degré. Pour commencer l'analyse des données, utilisez le programme LabVIEW afin de lire les images enregistrées à différents angles ainsi que les paramètres de la caméra, la longueur d'onde d'excitation et les indices de réfraction. Pour le verre, dont l'indice est de 1,52, et les cellules, dont l'indice est de 1,37, les paramètres sont importés afin d'assurer une évaluation correcte des données.Pour chaque ensemble de paramètres, la profondeur de pénétration et le facteur de transmission sont calculés automatiquement pour la réussite de la procédure. Il est important que les images soient soigneusement enregistrées et sélectionnées pour l'analyse. Sélectionnez les images utilisées pour l'évaluation des distances cellule-substrat selon l'équation.Pour un marqueur membranaire, des images individuelles présentant une illumination homogène, comme celle illustrée dans cet exemple, peuvent être exclues. Calculez les images de la topologie du substrat cellulaire et sélectionnez un code de couleurs approprié pour l'affichage durant l'évaluation. Les profils de pixels individuels peuvent être affichés comme illustré sur cette figure.Ces profils peuvent être utilisés comme indicateur de la qualité de l'ajustement. Enfin, enregistrez le protocole d'évaluation. Cette figure montre des images de réflexion totale interne de cellules de glioblastome U2 51 mg avec un gène suppresseur de tumeur TP 53 activé.Après incubation avec la luane enregistrée à divers angles d'incidence, 66 degrés correspondent à une profondeur de pénétration du champ électromagnétique évanescent d'environ 140 nanomètres, 69 degrés, correspondant à une profondeur de pénétration de 75 nanomètres, et 73 degrés correspondant à une profondeur de pénétration de 60 nanomètres avec une pénétration décroissante. L'intensité de la fluorescence diminue avec la profondeur et provient de sites plus superficiels des cellules, tels que les contacts focaux situés sur leurs bords. Les distances cellule-substrat sont représentées dans le panneau D par un code couleur allant de zéro à 600 nanomètres, comme indiqué ici.Les distances entre la cellule et le substrat varient considérablement d'une cellule à l'autre, allant de seulement quelques nanomètres, représentés en blanc à jaune, à 250 à 300 nanomètres, représentés en rouge foncé. Cela indique que les contacts focaux et les plus grandes distances entre la cellule et le substrat se trouvent à proximité immédiate. Une variation similaire des distances entre la cellule et le substrat est calculée pour les cellules de glioblastome U251MG avec un gène suppresseur de tumeur P10 activé.En revanche, les distances entre les cellules et le substrat sont plutôt constantes pour les cellules témoins U2 51 mg, représentées en jaune, et les cellules de type sauvage, représentées en orange à rouge, après leur développement. Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la topologie cellulaire-substrat pour explorer les cellules tumorales et les changements morphologiques induits par la thérapie au laser. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de visualiser des surfaces avec une résolution réelle dans la gamme du nanomètre, et ce avec une faible exposition à la lumière, bien tolérable pour les organismes vivants.

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