Name: Nanotopology dadhésion cellulaire sur Microscopie à angle variable de fluorescence à réflexion interne totale (VA-TIRFM) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-02T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 14 s
Description: Découvrez la topologie d'adhésion cellulaire avec précision nanométrique par microscopie VA-TIRFM. Cette méthode compare l'adhésion entre lignées cellulaires cancéreuses et non cancéreuses.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Les auteurs remercient le Land de Bade-Wurtemberg et la Europäische Union Europäischer Fonds regionale Entwicklung für die - pour le financement ZAFH-PHOTON n, le Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) pour la recherche des subventions non. 1792C08 ainsi que la GmbH Baden-Württemberg-Stiftung pour le financement du projet &quot;Aurami&quot;.

1. Ensemencement et incubation des cellules <ol><li> Cellules individuelles de semences, par exemple U373-MG ou des cellules de glioblastome U-251-MG à une densité typique de 100 cellules / mm 2 sur une lame de verre et les cultiver pour 4872 heures en milieu de culture (par exemple RPMI 1640 supplémenté avec 10% sérum de veau foetal et des antibiotiques) à l&#39;aide d&#39;un incubateur à 37 ° C et 5% de CO 2. </li><li> Incuber les cellules avec un marqueur membranaire, par exemple 6-dodécanoyl-2-diméthylamino naphtalène (Laurdan) appliqué pendant 60 minutes à une concentration de 8 pM (dans un milieu de culture) 4, ou un marqueur cytoplasmique, par exemple calcéine acetomethlyester appliqué pendant 40 minutes à une concentration de 5 pM 3, ou un photosensibilisateur associé à la membrane, par exemple lors de la protoporphyrine IX induite 4 heures d&#39;incubation avec son précurseur acide 5-aminolévulinique (5-ALA; 1 mM) 4,5. </li><li> Laver les cellules avec du milieu de culture ou du tampon phosphate salin (PBS) avant la microscopie de fluorescence. &lt;/ Li&gt; </ol> 2. VA-TIRFM <ol><li> Utiliser un microscope droit, par exemple Zeiss Axioplan, et remplacer le condensateur par un dispositif d&#39;éclairage, tel que décrit dans la référence. 3 avec un hémi-sphérique ou un prisme de verre semi-cylindrique couplé optiquement à la porte-objet (voir figure 1). </li><li> Utiliser un faisceau laser collimaté parallèle qui, après formation d&#39;image par le prisme de verre et d&#39;autres composants optiques (par exemple un miroir concave) à nouveau les résultats en un faisceau parallèle à la surface de l&#39;échantillon (rayons pupille télécentrique). Veiller à ce que le vecteur de champ électrique est polarisée perpendiculairement au plan d&#39;incidence. </li><li> Utiliser un miroir ajustable à l&#39;intérieur du condenseur qui forme une image dans le plan d&#39;échantillon et illumine l&#39;échantillon sous un angle d&#39;incidence variable (rayon d&#39;objet). Le miroir réglable peut être entraîné par un moteur pas à pas, où chaque position correspond à un angle d&#39;incidence bien définie, telle que déterminée par des mesures goniométriques 3 </sup&gt;. </li><li> Étalonnage de la position angulaire du miroir réglable à l&#39;aide de l&#39;angle critique Θ = 61,3 ° C pour une transition de verre de l&#39;eau en tant que valeur fixe. Θ c peuvent être visualisées sur la variation de Θ quand un colorant fluorescent (par exemple 1 mM flavine mononucléotide, FMN) est dissous dans de l&#39;eau. La position du miroir à Θ = Θ c est stocké dans le programme de positionnement de miroir. </li><li> Définissez les paramètres de la caméra (rétro-éclairé Andor Ixon EMCCD, DV887DC, ANDOR technologie, Belfast, Royaume-Uni 6), dont la température, le gain de temps d&#39;enregistrement, et la vitesse de déplacement. </li><li> Utilisez un objectif de grossissement approprié et de préférence modérée ouverture numérique (par exemple 40 × / 0,75 ou 63 × / 0,90 immersion dans l&#39;eau) et de localiser le porte-objet du microscope. Utiliser de l&#39;huile d&#39;immersion pour assurer un contact optique de l&#39;échantillon avec le prisme de verre. Enregistrer des images de fluorescence des échantillons identiques lors de la variation de laangle d&#39;éclairage (Θ ≥ Θ Θ c avec c, correspondant à 64,5 ° pour une interface cellule-verre). Une plage angulaire de 66 ° -74 ° par pas de 0,5 ° ou 1 ° est recommandé. Utilisez un laissez-passer approprié à long ou un filtre passe-bande pour la détection de la fluorescence. </li></ol> 3. Analyse des données <ol><li> Lire les images (par exemple au format ASCII) enregistrées à différents angles Θ, ainsi que les paramètres de l&#39;appareil (pour la discrimination de fond), la longueur d&#39;onde d&#39;excitation et les indices de réfraction du verre (n 1 = 1,52) et des cellules (n = 2 1,37) dans le programme d&#39;évaluation (LabView; NanoCell). Pour chaque ensemble de paramètres de la profondeur de pénétration d (Θ) et le facteur de transmission T (Θ) sont calculées automatiquement. </li><li> Sélectionnez les images utilisées pour l&#39;évaluation de la cellule-substrat distances Δ selon l&#39;équation 5 (marqueur membranaire) ou l&#39;équation 4 (marqueur cytoplasme), les images individuelles avec inhomogèneéclairage (e révélatrice, rayures g.) peuvent être exclues. </li><li> Calculer des images de cellules-substrat topologie et sélectionnez un code de couleur approprié pour l&#39;affichage. Pendant des profils d&#39;évaluation de pixels individuels peuvent être affichés, comme le montre la figure 2. Ces profils peuvent être utilisées comme indicateur de la qualité de l&#39;ajustement. </li><li> Rangez le protocole d&#39;évaluation. </li></ol> 4. Les résultats représentatifs Expériences représentatives sont réalisés avec des cellules génétiquement modifiées glioblastome U251-MG aimablement fournis par le professeur Jan Mollenhauer, Département de moléculaire en oncologie, Université du Sud du Danemark, Odense. Dans ces deux sous-clones de cellules U251 les gènes suppresseurs de tumeur TP53 ou PTEN sont surexprimés en utilisant un système Tet-On expression inductible, de sorte que ces cellules présentent un potentiel tumorigène réduite et peut être considéré comme moins malin. Très malignes U251-MG cellules sans gène suppresseur sont utilisés comme témoins, et U251-MG cellules de type sauvage servir pour une autre comparaison. Une diode laser émettant une série quasi continu d&#39;impulsions picosecondes (LDH400 avec chauffeur PDL 800-B, Picoquant, Berlin, Allemagne, longueur d&#39;onde: 391 nm; impulsion d&#39;énergie: 12 pJ; taux de redoublement: 40 MHz) est utilisée comme une source d&#39;excitation. La figure 3 images de TIRFM U251 MG-cellules de glioblastome avec un actif gène suppresseur de tumeur TP53 et incubées avec Laurdan (8 um; 60 min) sont représentées pour des angles d&#39;incidence de 66,0 °, 69,0 ° et 73,0 ° correspondant à des profondeurs de pénétration de l&#39; champ électromagnétique évanescent d&#39;environ 140 nm, 75 nm et 60 nm, respectivement. Avec la diminution de la fluorescence diminue la profondeur de pénétration de l&#39;intensité (voir écailles) et provient de plus d&#39;un des sites superficiels des cellules (par exemple les contacts correspondants sur leurs bords). Cellule-substrat distances (visualisée dans 3d figure par un code couleur allant de 0 à 600 nm) varient fortement sur ​​les cellules entre lely quelques nanomètres (blanc-jaune) et 250-300 nm (rouge foncé), des contacts focaux et les grands c.-à-cellule-substrat distances sont situés à proximité. La même chose vaut pour U251-MG cellules de glioblastome avec un actif gène suppresseur PTEN (figure 4d), ​​tandis que la cellule-substrat distances sont assez constants pour U251-MG contrôle et de cellules de type sauvage avec des valeurs typiques de 80-100 nm (jaune, figure 4b ) et 150-200 nm (rouge-orange; figure 4a). <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig1.jpg" /> Figure 1. Dispositif d&#39;éclairage pour VA-TIRFM dans un microscope droit. Un miroir réglable entraînée par un moteur pas à pas permet une résolution angulaire de ± 0,25 °. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig2.jpg" /> Le profil d&#39;évaluation Figure 2. Pour un pixel (schéma). Lorsque ln [I F / T (Θ)] est représentée en fonction de 1 / d (Θ), la pente représente la distance Δ substrat cellulaire. Cette pente est généralement déterminée avec une précision de l&#39;ordre de ± 10%. Une valeur - résultant de l&#39;illumination homogène - a été marqué et exclus de l&#39;évaluation. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/4133/4133fig3.jpg" /> Figure 3 images TIRFM de U251-MG cellules de glioblastome avec activées TP53 gène suppresseur par incubation avec Laurdan (8 uM; 60 min). Enregistrées à différents angles d&#39;éclairage (ac); cellule-substrat distances de l&#39;ordre de 0-600 nm montré par un code couleur (d); longueur d&#39;onde d&#39;excitation: 391 nm, détection: ≥ 420 nm; taille de l&#39;image.: 210 um um × 210 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4133/4133fig3large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . Figure 4 cellules-substrat distances U251-MG cellules glioblatoma dans la gamme de 0-600 nm indiquées par un code couleur;. (A) de type sauvage (b) les contrôles; (c) les cellules avec un gène suppresseur activé TP53; (d) cellules avec PTEN suppresseur gène activé, longueur d&#39;onde d&#39;excitation: 391 nm, détection: ≥ 420 nm; taille de l&#39;image.: 210 um um × 210 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4133/4133fig4large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> .

<ol><li>Gingell, D., Todd, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interference+reflection+microscopy%3A+a+quantitative+theory+of+image+interpretation+and+its+application+to+cell-substratum+separation+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Interference reflection microscopy: a quantitative theory of image interpretation and its application to cell-substratum separation measurement.</a> Biophys. J. 26, 507-526 (1979).</li>
<li>Reichert, W. M., Truskey, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Total+internal+reflection+fluorescence+%28TIRF%29+microscopy+%28I%29+Modelling+cell+contact+region+fluorescence%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy (I) Modelling cell contact region fluorescence.</a> J. Cell Sci. 96, 219-230 (1990).</li>
<li>Stock, K., Sailer, R., Strauss, W. S. L., Lyttek, M., Steiner, R., Schneckenburger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variable-angle+total+internal+reflection+fluorescence+microscopy+%28VA-TIRFM%29%3A+realization+and+application+of+a+compact+illumination+device%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microsc%22%5BJournal%5D)">Variable-angle total internal reflection fluorescence microscopy (VA-TIRFM): realization and application of a compact illumination device.</a> J. Microsc. 211, 19-29 (2003).</li>
<li>Wagner, M., Weber, P., Strauss, W. S. L., Lassalle, H. -P., Schneckenburger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanotomography+of+cell+surfaces+with+evanescent+fields%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Opt.+Technol%22%5BJournal%5D)">Nanotomography of cell surfaces with evanescent fields.</a> Adv. Opt. Technol. 2008, 254317(2008).</li>
<li>Lassalle, H. -P., Baumann, H., Strauss, W. S. L., Schneckenburger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell-substrate+topology+upon+ALA-PDT+using+variable-angle+total+internal+reflection+fluorescence+microscopy+%28VA-TIRFM%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Environ.+Pathol.+Toxicol+Oncol%22%5BJournal%5D)">Cell-substrate topology upon ALA-PDT using variable-angle total internal reflection fluorescence microscopy (VA-TIRFM).</a> J. Environ. Pathol. Toxicol Oncol. 26, 83-88 (2007).</li>
<li>Coates, C. G., Denvir, D. J., McHale, N. G., Thornbury, K. D., Hollywood, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+low-light+microscopy+with+back-illuminated+electron+multiplying+charge-coupled+device%3A+enhanced+sensitivity%2C+speed+and+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Opt%22%5BJournal%5D)">Optimizing low-light microscopy with back-illuminated electron multiplying charge-coupled device: enhanced sensitivity, speed and resolution.</a> J. Biomed. Opt. 9, 1244-1252 (2004).</li>
<li>Gustafsson, M. G. L., Shao, L., Carlton, P. M., Wang, C. J. R., Golubovskaya, I. N., Cande, W. Z., Agard, D. A., Sedat, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+resolution+doubling+in+wide-field+fluorescence+microscopy+by+structured+illumination%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional resolution doubling in wide-field fluorescence microscopy by structured illumination.</a> Biophys. J. 94, 4957-4970 (2008).</li>
<li>Betzig, E., Patterson, G. H., Sougrat, R., Lindwasser, O. W., Olenych, S., Bonifacino, J. S., Davidson, M. W., Lippincott-Schwartz, J., Hess, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+intracellular+fluorescent+proteins+at+nanometer+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution.</a> Science. 313, 1642-1645 (2006).</li>
<li>Hess, S. T., Girirajan, T. P. K., Mason, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultra-high+resolution+imaging+by+fluorescence+photoactivation+localization+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Ultra-high resolution imaging by fluorescence photoactivation localization microscopy.</a> Biophys. J. 91, 4258-4272 (2006).</li>
<li>Rust, M. J., Bates, M., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sub-diffraction-limit+imaging+by+stochastic+optical+reconstruction+microscopy+%28STORM%29%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Meth%22%5BJournal%5D)">Sub-diffraction-limit imaging by stochastic optical reconstruction microscopy (STORM).</a> Nat. Meth. 3, 793-796 (2006).</li>
<li>Willig, K. I., Harke, B., Medda, R., Hell, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((STED+microscopy+with+continuous+wave+beams%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Meth%22%5BJournal%5D)">STED microscopy with continuous wave beams.</a> Nat. Meth. 4, 915-918 (2007).</li>
<li>Schneckenburger, H., Wagner, M., Weber, P., Bruns, T., Richter, V., Strauss, W. S. L., Wittig, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-Dimensional+Fluorescence+Microscopy+of+Living+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biophotonics%22%5BJournal%5D)">Multi-Dimensional Fluorescence Microscopy of Living Cells.</a> J. Biophotonics. 3, 143-149 (2011).</li>
<li>Dougherty, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photosensitizers%3A+therapy+and+detection+of+malignant+tumours%5BTitle%5D)+AND+%22Photochem.+Photobiol%22%5BJournal%5D)">Photosensitizers: therapy and detection of malignant tumours.</a> Photochem. Photobiol. 45, 879-889 (1987).</li>
<li>Axelrod, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell-substrate+contacts+illuminated+by+total+internal+reflection+fluorescence%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell-substrate contacts illuminated by total internal reflection fluorescence.</a> J. Cell Biol. 89, 141-145 (1981).</li>
<li>Ölveczky, B. P., Periasamy, N., Verkman, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+fluorophore+distribution+in+three+dimensions+by+quantitstive+multiple+angle+total+internal+reflection+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys.+J%22%5BJournal%5D)">Mapping fluorophore distribution in three dimensions by quantitstive multiple angle total internal reflection fluorescence microscopy.</a> Biophys. J. 73, 2836-2847 (1997).</li>
<li>Axelrod, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+imaging+of+surface+fluorescence+with+vry+high+aperture+microscope+objectives%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomed.+Opt%22%5BJournal%5D)">Selective imaging of surface fluorescence with vry high aperture microscope objectives.</a> J. Biomed. Opt. 6, 6-13 (2001).</li>
<li>Schneckenburger, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Total+internal+reflection+microscopy%3A+technical+innovations+and+novel+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Total internal reflection microscopy: technical innovations and novel applications.</a> Curr. Opin. Biotechnol. 16, 13-18 (2005).</li>
</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

On décrit une méthode de mesure de la cellule-substrat distances avec une précision nanométrique. À l&#39;heure actuelle, les méthodes de microscopie de super-résolution, fondée par exemple sur l&#39;éclairage structuré 7 ou sur simple 8-10 de détection des molécules ainsi que l&#39;appauvrissement de l&#39;émission stimulée (STED) microscopie à 11 sont d&#39;un intérêt considérable. Aucune de ces techniques, cependant, permet une résolution axiale inférieure à 50 nm. En outre, ...

Lorsqu&#39;un faisceau lumineux se propageant à travers un milieu d&#39;indice de réfraction n 1 répond à une interface avec un second milieu d&#39;indice de réfraction n 2 &lt;n 1, la réflexion totale interne se produit à tous les angles d&#39;incidence Θ, qui sont plus grand que l&#39;angle critique Θ = c arcsin (n 2 / n 1). Tout en étant totalement réfléchie du faisceau lumineux incident évoque un champ électromagnétique évanescent qui pénètre dans le second milieu, et décroît exponentiellement avec la distance perpendiculaire à partir de l&#39;interface z selon I (z) = I 0 ez / d (Θ). I (z) correspond à l&#39;intensité du champ électromagnétique et d (Θ) de la profondeur de pénétration de longueur d&#39;onde λ, telle que donnée par d (Θ) = (λ/4π) (n 1 2 sin 2 Θ - n 2 2) -1 / 2 Comme indiqué dans la littérature 1,2, I 0 </sUB&gt; correspond à l&#39;intensité de la lumière incidente I e multiplié par le facteur de transmission T (Θ) et le rapport n 2 / n 1. Si le vecteur de champ électrique de ce faisceau de lumière est polarisée perpendiculairement au plan d&#39;incidence (c&#39;est à dire le plan défini par l&#39;incident et le faisceau réfléchi), ce facteur de transmission est donnée par T (Θ) = 4 cos Θ 2 / [1 - (n 2 / nL 1) 2] Pour l&#39;intensité de fluorescence détectée à des mesures TIRFM, absorption de la lumière doit être intégrée sur toutes les couches de l&#39;échantillon et multiplié par le rendement quantique de fluorescence du colorant η pertinent ainsi que de l&#39;angle solide de détection de Ω. Comme indiqué précédemment 3, cette intensité peut être décrite par I F (Θ) = A (Θ) OC (z) e-z / j (Θ) dz si tous les facteurs qui sont indépendants f<html> rom l&#39;angle d&#39;incidence Θ et la coordonnée z sont inclus dans l&#39;équation A. constante expérimentale 3 peut être résolu analytiquement, si la concentration (z) c de fluorophores est considéré comme à peu près constante - Soit à toutes les coordonnées z ≥ Δ, par exemple, dans le cytoplasme des cellules ayant un Δ la distance de l&#39;interface. Dans ce cas, l&#39;intégrale doit être calculée à partir de z = Δ z = ∞ entraînant I F = A c T (Θ) d (Θ) e-Δ / j (Θ) - Ou entre z = Δ - t / 2 et z = Δ + t / 2, c&#39;est à dire à l&#39;intérieur d&#39;une couche mince d&#39;épaisseur t, par exemple, une membrane de la cellule située à une distance à partir de l&#39;interface de Δ. Dans ce cas, l&#39;intensité de la fluorescence peut être calculé comme I F = A c T (Θ) te-Δ / j (Θ), si t est faible par rapport à Δ. ent &quot;&gt; De équations (4) et (5) la cellule-substrat distances Δ peut être calculée, si les images d&#39;intensité de fluorescence I F sont enregistrés pour des angles variables Θ, et si ln (I F / T d) (Eq. 4) ou ln (I F / T) (Eq. 5) est évaluée en fonction de 1 / d pour ces angles. Par le marqueur membranaire Laurdan utilisé dans le présent document (a. ci-dessous) l&#39;évaluation a été effectuée selon l&#39;équation. 5. Comme indiqué précédemment 3 d&#39;acquisition d&#39;images, et de l&#39;évaluation nécessite - Une répartition homogène de la lumière d&#39;excitation sur l&#39;échantillon, - La validité d&#39;un modèle de couche 2-(avec les indices de réfraction n 1 et n 2 pour le substrat et le cytoplasme, respectivement). Il en est, si la membrane plasmique est très mince, et si la couche du milieu extracellulaire (entre la cellule et le substrat) est faible par rapport à la longueur d&#39;onde de la lumière incidente. En outre, une ouverture modérée numérique(Typiquement 0,90 ≤ A) de l&#39;objectif de microscope est avantageux d&#39;éviter les écarts de luminosité dues à l&#39;anisotropie du rayonnement dans le champ proche de l&#39;interface diélectrique.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom </td><td> Entreprise </td><td> Type </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Incubateur </td><td> Nunc </td><td> Nunc Cellstar QM1300SVBA </td><td></td></tr><tr><td> À flux laminaire </td><td> Holten Safe </td><td> S2010 1.2 FR GG 1LN </td><td></td></tr><tr><td> DMEM + 10% FCS + 1% de pénicilline / streptomycine </td><td> BIOCHROM </td><td></td><td> Milieu de culture </td></tr><tr><td> Objet qui glisse en verre </td><td> Marienfeld </td><td> Pur verre blanc </td><td> Procédure de nettoyage spécial utilisé </td></tr><tr><td> 6-dodécanoyl-2-diméthylamino naphtalène (Laurdan) </td><td> Molecular Probes </td><td></td><td> Marqueur fluorescent (solution stock: 2 mM dans l&#39;éthanol) </td></tr><tr><td> Microscope </td><td> Carl Zeiss </td><td> Axioplan 1 </td&gt; <td></td></tr><tr><td> Diode laser </td><td> PicoQuant </td><td> LDH 400 avec pilote PDL 800-B </td><td> Longueur d&#39;onde: 391 nm </td></tr><tr><td> Simple mode fibre </td><td> Point Source </td><td> kineFlex </td><td> Utilisé avec une optique de collimation </td></tr><tr><td> Caméra EMCCD </td><td> Andor </td><td> DV887DC </td><td> Caméra rétro-éclairé </td></tr></tbody></table>

nanotopology d&#39;adhésion cellulaire sur microscopie à angle variable de fluorescence à réflexion interne totale (va-tirfm)

Nanotopology of Cell Adhesion upon Variable-Angle Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy (VA-TIRFM)

Topologie de surface, par exemple des cellules en croissance sur un substrat, est déterminée avec une précision nanométrique à angle variable par microscopie de fluorescence à réflexion interne totale (VA-TIRFM). Les cellules sont cultivées sur des lames transparentes, et mis en incubation avec un marqueur fluorescent réparti de façon homogène dans la membrane plasmique. Illumination se produit par un faisceau laser parallèle sous des angles variables de réflexion interne totale (TIR) ​​à différentes profondeurs de pénétration du champ électromagnétique évanescent. L&#39;enregistrement des images de fluorescence lors d&#39;une irradiation à environ 10 sous différents angles permet de calculer les distances cellule-substrat avec une précision de quelques nanomètres. Les différences d&#39;adhérence entre différentes lignées cellulaires, les cellules cancéreuses et les cellules par exemple moins malignes, sont ainsi déterminés. En outre, les changements possibles de l&#39;adhésion cellulaire sur un traitement chimique ou photodynamique peut être examiné. En comparaison avec d&#39;autres méthodes de super-résolution exposition à la lumière microscope est maintenudes dommages très petite, et pas de cellules vivantes devrait avoir lieu.

Topologie de l&#39;adhésion cellulaire sur un substrat est mesurée avec une précision nanométrique par microscopie à angle variable fluorescence à réflexion interne totale (VA-TIRFM).

Nanotopology d&#39;adhésion cellulaire sur Microscopie à angle variable de fluorescence à réflexion interne totale (VA-TIRFM)

La topologie de surface, par exemple celle de cellules croissant sur un substrat, est déterminée avec une précision nanométrique par fluorescence à réflexion totale interne à angle variable...

L'objectif général de cette procédure est de mesurer la topologie de l'adhérence cellulaire sur un substrat avec une précision nanométrique. Cela est réalisé en cultivant d'abord des cellules sur des lames de verre transparentes, puis en les incubant avec un marqueur fluorescent. Ensuite, la position angulaire du miroir réglable du microscope est étalonnée et cette position est enregistrée dans le programme de positionnement du miroir.L'étape suivante consiste à enregistrer les images de fluorescence après irradiation selon environ 10 angles différents. La dernière étape consiste à calculer les distances entre la cellule et le substrat avec une précision de quelques nanomètres. Enfin, les résultats concernant la topologie de l'adhésion cellulaire sur le substrat sont utilisés pour mettre en évidence les différences d'adhésion entre différentes lignées cellulaires, par exemple, les cellules cancéreuses et les cellules moins malignes.Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes telles que la microscopie confocale est que la résolution réelle se situe dans une gamme de seulement quelques nanomètres. Bien que cette méthode puisse fournir des informations

nanotopology-cell-adhesion-upon-variable-angle-total-internal

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Fluorescence à réflexion interne totale (TIRF) microscopie est une approche puissante pour observer des structures à proximité de la surface de la cellule au contraste élevé et une résolution temporelle. Nous montrons comment la FRBR peut être utilisée pour étudier la dynamique des protéines au niveau du cortex des parois cellulaires fermés cellules bactériennes et fongiques.

Visualisation de Cortex organisation et la dynamique de micro-organismes, l&#39;aide totale microscopie de fluorescence à réflexion

Cette vidéo décrit TIRF, une technique basée sur la microscopie à réflexion interne totale pour visualiser la dynamique de polymérisation de l’actine et des microtubules. La méthode permet l’imagerie à haute résolution de la dynamique de couplage de l’actine et des microtubules en temps réel, ce qui est essentiel pour comprendre les interactions cellulaires.

Microscopie TIRF pour visualiser la dynamique du couplage de l’actine et des microtubules

Source : Daniele, F., et. al Sondes TIRFM et GFP sensibles au pH pour évaluer la dynamique des vésicules de neurotransmetteurs dans les cellules de neuroblastome SH-SY5Y : imagerie cellulaire et analyse des données. J. vis. exp. (2015). Cette vidéo montre l’imagerie de cellules de neuroblastome humain à l’aide d’un microscope à fluorescence par réflexion interne totale (TIRF) pour visualiser les vésicules synaptiques marquées au fluorophore. Les cellules sont d’abord focalisées en mode...

Imagerie cellulaire à l’aide de la microscopie à fluorescence à réflexion interne totale

Un microscope perfectionné permettant de rapides et de haute résolution d’imagerie de la membrane plasmique isolée et le volume intracellulaire environnant, est présenté. L’intégration de la filature de microscopie de fluorescence de réflexion interne disque et total dans un seul montage permet de vivre des expériences d’imagerie à des vitesses d’acquisition élevée jusqu'à 3,5 s par la pile de l’image.

Visualiser la Formation d’adhérences dans les cellules par le biais de pointe tourne disque-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

Ce protocole est un guide pour la mise en œuvre de la microscopie de réflexion d'interférence sur un microscope de fluorescence standard pour l'imagerie à haute vitesse sans étiquette, à contraste élevé, des microtubules utilisant des essais in vitro de surfaces.

Mise en œuvre de la microscopie de réflexion sur les interférences pour l'imagerie à haute vitesse sans étiquette des microtubules

Nous décrivons une approche de formation image pour la détermination de l'état oligomeric moyen des oligomères mEGFP-marqué-récepteurs induits par la liaison de ligand dans la membrane de plasma des cellules vivantes. Le protocole est basé sur la microscopie de la fluorescence de la réflexion interne totale (TIRF) combinée à l'analyse du nombre et de la luminosité (N-B).

Dynamique d'oligomerisation des récepteurs de surface cellulaire dans les cellules vivantes par microscopie de fluorescence interne totale combinée à l'analyse du nombre et de la luminosité

Ce protocole présente les procédures expérimentales pour effectuer le test d’empreinte d’adhérence afin d’imager les événements d’adhérence pendant l’adhésion rapide des cellules.

Imagerie de l’adhésion moléculaire dans le laminage cellulaire par essai d’empreinte d’adhérence

La lithographie quasi UV et la microscopie à force de traction sont combinées pour mesurer les forces cellulaires sur des hydrogels à micromotifs. La libération ciblée de cellules individuelles induite par la lumière permet un grand nombre de mesures sur le même échantillon.

Contrôle de l’adhérence des cellules à l’aide de techniques de modelage d’hydrogel pour des applications en microscopie à force de traction

Nous présentons un protocole pour la mise en œuvre de la microscopie interférence-réflexion et de la microscopie à fluorescence par réflexion interne totale pour l’imagerie simultanée de microtubules dynamiques et de protéines associées à des microtubules marquées par fluorescence.

Microscopie à fluorescence par interférence simultanée et à réflexion interne totale pour l’imagerie de microtubules dynamiques et de protéines associées

Ce protocole est un guide pour visualiser l’actine dynamique et les microtubules à l’aide d’un test de microscopie à fluorescence interne totale (TIRF) in vitro .

Visualisation de la dynamique de couplage de l’actine et des microtubules in vitro par microscopie à fluorescence par réflexion interne totale (TIRF)

Découvrez la topologie d'adhésion cellulaire avec précision nanométrique par microscopie VA-TIRFM. Cette méthode compare l'adhésion entre lignées cellulaires cancéreuses et non cancéreuses.

Nanotopology d'adhésion cellulaire sur Microscopie à angle variable de fluorescence à réflexion interne totale (VA-TIRFM)

Explorer plus de vidéos