Name: Un modèle de la vessie orthotopique tumorale et lévaluation de Sarna traitement intravésicale (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 43 s
Description: Apprenez à établir un modèle de tumeur vésicale orthotopique chez la souris immunodéprimée et à évaluer l'efficacité d'un traitement par ARN double brin administré par voie intravésicale.

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Cette recherche est financée par l&#39;AACR Henry Shepard vessie Cancer Research Grant (09-60-30-LI).

Procédures portant sur des sujets animaux ont été approuvés par le soin des animaux et le Comité institutionnel d&#39;utilisation (IACUC) à l&#39;Université de Californie, San Francisco. 1. Préparation des cellules <ol><li> La ligne de cellules humaines de cancer de la vessie KU-7-luc2-GFP (Caliper Life Sciences, Hopkinton, MA) est cultivé dans un milieu RPMI-1640 supplémenté avec 10% sérum de veau foetal et 50 pg / ml de gentamicine. </li><li> Les cultures sont maintenues à 37 ° C, 5% de CO 2 avec les médias change tous les deux à trois jours. </li><li> Les cellules ont été récoltées par digestion à la trypsine et comptées à l&#39;aide d&#39;un hémocytomètre. Une suspension cellulaire unique de 2 x 10 6 cellules dans 50 l a été préparé dans une solution saline tamponnée au phosphate et maintenu sur la glace. </li></ol> 2. Orthotopique Modèle tumeur de la vessie <ol><li> Femme nue (nu / nu) chez la souris âgées de 8-10 semaines (Simonsen Laboratoire, Gilory, CA) ont été utilisés. </li><li> Placez un champ stérile sur un coussin chauffant pour servir unsa plate-forme chirurgicale. Lubrifiante stérile gelée, 24-linguistiques cathéters avec des aiguilles stylet, la solution de nitrate d&#39;argent et de l&#39;eau stérile sont préparées. </li><li> L&#39;anesthésie générale est induite chez les souris avec de l&#39;isoflurane en inhalation (3% pour l&#39;induction, 1-2% pour la maintenance) et maintenu par l&#39;intermédiaire d&#39;ogive. Pommade ophtalmique stérile est appliquée pour les yeux de l&#39;animal, et un tampon de chaleur est utilisé pour maintenir la chaleur du corps. </li><li> Placez la souris en position couchée. </li><li> Saisissez délicatement la vulve de l&#39;animal avec des pinces pour la stabilisation. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un cathéter 24-gue par voie intraveineuse avec le stylet aiguille enlevée, l&#39;urètre de la souris est un cathéter. Ample lubrification doit être utilisé. Avec le dos de la souris, l&#39;urètre est situé immédiatement postérieure aux plis de la vulve et du vagin antérieures. Un angle de 45 degrés est d&#39;abord prises pour cathétériser l&#39;urètre et de passer sous l&#39;os pubien. Un angle plus faible profondeur est ensuite prise de passer à travers l&#39;urètre dans la vessie. Doux pression pelvienneAssurez-vous de redresser l&#39;urètre peut souvent aider. Des précautions doivent être prises pour éviter de pousser trop fort contre la résistance, car cela peut conduire à la perforation urétrale ou de la vessie. Urine vu l&#39;intérieur du cathéter confirme sa position dans la lumière de la vessie. </li><li> Aspirer l&#39;urine de la lumière du cathéter et de la vessie à l&#39;aide de l&#39;aiguille de stylet. L&#39;aiguille stylet est utilisé pour toutes les aspirations et les injections suivantes, en laissant le cathéter en place. Ceci permet l&#39;injection de volumes précis en éliminant l&#39;espace mort dans le cathéter-, et il est cathétérismes répétées inutiles. </li><li> Pour nuire à la couche de glycosaminoglycane de l&#39;urothélium de la vessie, 10 uL de 0,5 M de nitrate d&#39;argent est injecté et a permis d&#39;habiter pendant 10 secondes. Cela peut former un précipité blanc avec de l&#39;urine restant. </li><li> Aspirer et jeter le contenu précipiter et de la vessie à l&#39;aide d&#39;une aiguille stylet. </li><li> Laver la vessie par injection de 100 pi d&#39;eau stérile. Aspirer et jeter l&#39;eau. Repeà laver à l&#39;eau stérile 3 fois pour un total de 4 lavages. </li><li> Placez une cravate de soie 4-0 autour du méat urétral pour occlure l&#39;urètre en préparation pour le retrait du cathéter. </li><li> Injecter préalablement préparée 2 x 10 6 KU-7-luc2-GFP cellules dans 50 pL à l&#39;aide de l&#39;aiguille de stylet. </li><li> Enlever simultanément le cathéter et l&#39;aiguille de stylet, laissant l&#39;urètre occlus par la cravate en soie. </li><li> La souris sera maintenu sous anesthésie générale pendant 2 heures avant la cravate en soie est retiré et l&#39;animal est éveillé. </li></ol> 3. Ultrason <ol><li> L&#39;anesthésie générale est induite par l&#39;isoflurane vaporisé et maintenus par cône de nez. </li><li> Un VisualSonics Vevo 770 In Vivo à haute résolution de micro-système d&#39;imagerie (VisualSonics Inc, Toronto, Ontario, Canada) avec la sonde RMV-704 40 MHz a été utilisé. </li><li> Placez la souris en position couchée sur la plate-forme ultra-sons. </li><li> Fixez pattes postérieures de l&#39;animalavec du ruban adhésif afin d&#39;éviter un mouvement excessif lors de la manipulation de la sonde d&#39;échographie. </li><li> Appliquer le gel des ultrasons pour le bassin de la souris. </li><li> Abaisser une sonde à ultrasons RMV-704 (40 MHz) sur le bassin de la souris pour obtenir des images transversales ou longitudinales. </li><li> Si la tumeur est trouvée, les images peuvent être sauvegardées pour la mesure des dimensions tumorales. </li></ol> 4. Bioluminescent Imaging <ol><li> Effectuer une injection intrapéritonéale de 200 pi (150 mg / kg) substrat luciférine. </li><li> Provoquer une anesthésie générale à l&#39;isoflurane vaporisé et de maintenir par cône de nez. </li><li> Placez la souris en position couchée dans l&#39;imageur bioluminescence. </li><li> Cinq minutes après l&#39;injection de luciférine, de mesurer la bioluminescence de l&#39;animal en photons par seconde. </li></ol> 5. Préparation SARNA <ol><li> Synthétiser l&#39;ARN oligonucléotides à une échelle de 50-100 umol. </li><li> Recuit complémentaires oligonucléotides simple brin into saRNAs duplex. </li><li> Lipid-nanoparticule (TNL)-SARNA sont préparés avec le lipide ionisable 1,2-dilinoleyl-4-(2 - diméthylaminoéthyl) - [1,3]-dioxolane (DLinKC2-DMA), disteroylphosphatidyl choline, de cholestérol, et le PEG-DMG en utilisant une procédure vésicule spontanée formation formulation comme décrit précédemment. 1 </li></ol> 6. L&#39;administration intravésicale de Sarna Formulé <ol><li> Après avoir établi le modèle de la vessie orthotopique de tumeur, les souris sont traitées avec intravésicale d&#39;activation petit ARN (SARNA) formulé dans des nanoparticules lipidiques (LNPs) (Tableau 1). </li><li> L&#39;anesthésie générale est établie et maintenue avec l&#39;isoflurane vaporisé, et le lubrifiant ophtalmique stérile est appliqué. </li><li> Placez l&#39;animal en position couchée. </li><li> Effectuer un cathétérisme urétral tel que décrit précédemment. </li><li> Placez une cravate de soie 4-0 autour de l&#39;urètre et le cathéter. </li><li> Aspirer toute l&#39;urine à partir du cathéter etvessie à l&#39;aide d&#39;une seringue et une aiguille vide stylet. </li><li> Injecter TNL-SARNA intravésicale pour une dose totale de 50 ul (3 mg / kg). Enlever simultanément le cathéter et l&#39;aiguille de stylet, laissant l&#39;urètre occlus par la cravate en soie. </li><li> La souris restera anesthésiés avec de l&#39;urètre sous pansement occlusif pendant 2 heures. </li><li> Le traitement par voie intravésicale TNL-SARNA a commencé le jour 4 après implantation de la tumeur. Les souris ont été traitées en série, tous les 3 jours, pour un total de 14 traitements. </li></ol> 7. Les résultats représentatifs Les tumeurs de vessie découlant de la KU-7-luc2-cellules GFP peut être contrôlé par la luciférase bioluminescente imagerie (figure 1A et C) et l&#39;échographie de la vessie (figure 1B et D). Les tumeurs sont souvent détectable dans les 3-5 jours après l&#39;inoculation des cellules. Nous avons trouvé avec succès l&#39;implantation tumeur de la vessie dans plus de 90% des souris. Comme le traitement par voie intravésicale ARNdb s&#39;ensuit, la progression de la tumeur peut être surveillé wie ces modalités. Après l&#39;animal est sacrifié, la croissance tumorale peut également être confirmée par fluorescence de la GFP. En général, signifie bioluminescence en corrélation avec les dimensions moyennes à ultrasons pour les tumeurs de la vessie, comme on le voit visuellement dans figures 1C et 1D. Cependant, après que les animaux ont été sacrifiés et la tumeur a été confirmée par la GFP, nous avons constaté que la bioluminescence corrélation plus étroite avec la présence de tumeur viable que fait mesures échographiques. Cela était particulièrement évident chez les souris traitées avec Sarna (par opposition aux contrôles) parce que les tissus cicatrice résiduelle chez les souris traitées était souvent visualisée par échographie, mais n&#39;a pas pu être différenciées de la tumeur en direct. <img src="/files/ftp_upload/4207/4207fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1. La cinétique de croissance tumorale de tumeurs de la vessie. (A) l&#39;imagerie par bioluminescence mesure l&#39;activité luciférase dans les tumeurs de la vessie afin de confirmer leur emplacement et de la croissance. (B) Dans la vessie ultrasoun vivod en utilisant une sonde 40MHz produit des images tumorales dont les dimensions peuvent être mesurées avec précision. (C) Graphiques illustrant l&#39;augmentation progressive de la tumeur dans les dimensions de bioluminescence et l&#39;échographie. Les valeurs représentent la moyenne (+ / - écart-type) des mesures à partir de 6 animaux. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4207/4207fig1large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> .

<ol><li>Semple, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rational+design+of+cationic+lipids+for+siRNA+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Rational design of cationic lipids for siRNA delivery.</a> Nature. 28, 172-176 (2010).</li>
<li>Li, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+dsRNAs+induce+transcriptional+activation+in+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Small dsRNAs induce transcriptional activation in human cells.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103, 17337-17342 (2006).</li>
<li>Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antitumor+effect+of+dsRNA-induced+p21%28WAF1%2FCIP1%29+gene+activation+in+human+bladder+cancer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+cancer+therapeutics%22%5BJournal%5D)">Antitumor effect of dsRNA-induced p21(WAF1/CIP1) gene activation in human bladder cancer cells.</a> Molecular cancer therapeutics. 7, 698-703 (2008).</li>
<li>Chancellor, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preliminary+results+of+myoblast+injection+into+the+urethra+and+bladder+wall%3A+a+possible+method+for+the+treatment+of+stress+urinary+incontinence+and+impaired+detrusor+contractility%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourology+and+urodynamics%22%5BJournal%5D)">Preliminary results of myoblast injection into the urethra and bladder wall: a possible method for the treatment of stress urinary incontinence and impaired detrusor contractility.</a> Neurourology and urodynamics. 19, 279-287 (2000).</li>
<li>Hadaschik, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+validated+mouse+model+for+orthotopic+bladder+cancer+using+transurethral+tumour+inoculation+and+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+international%22%5BJournal%5D)">A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumour inoculation and bioluminescence imaging.</a> BJU international. 100, 1377-1384 (2007).</li>
<li>Fu, C., Apelo, C. A., Torres, B., Thai, K. H., Hsieh, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+Bladder+Wall+Injection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Mouse Bladder Wall Injection.</a> J. Vis. Exp. (53), e2523(2011).</li>
<li>Dobek, G. L., Godbey, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Orthotopic+Model+of+Murine+Bladder%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer.+J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">An Orthotopic Model of Murine Bladder.</a> Cancer. J. Vis. Exp. (48), 2535(2011).</li>
<li>Dinney, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+characterization+of+metastatic+variants+from+human+transitional+cell+carcinoma+passaged+by+orthotopic+implantation+in+athymic+nude+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+urology%22%5BJournal%5D)">Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice.</a> The Journal of urology. 154, 1532-1538 (1995).</li>
</ol>

LCL est un inventeur nommé dans l&#39;attente des demandes de brevet liées à SARNA qui ont été déposés par l&#39;Université de Californie à San Francisco et autorisé à Alnylam Pharmaceuticals.

Nous présentons un protocole pour la mise en place d&#39;une souris modèle de xénogreffes tumorales de la vessie orthotopique suivie d&#39;un traitement par voie intravésicale des tumeurs avec SARNA TNL formulé qui cible le promoteur de p21 CIP1/WAF1 (p21) pour l&#39;activation transcriptionnelle. 2, 3 Les tumeurs qui en résultent peuvent être confirmée et surveillée par imagerie bioluminescente et l&#39;échographie de la vessie. Modèles orthotopiques peut être supérieure à intrapéritonéale, sous-c...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires (optionnel) </td></tr><tr><td> KU-7-luc-cellules GFP </td><td> Caliper </td><td> 128091 </td><td></td></tr><tr><td> thymiques chez la souris nude (nu / nu) </td><td> Laboratoires Simonsen </td><td> 6-7 semaines </td><td> Sim: (RCN) nu / nu Fisol </td></tr><tr><td> Appareil à ultrasons </td><td> Visualsonics </td><td> Vevo 770 </td><td> RMV-704 de sonde </td></tr><tr><td> Unité de bioluminescence </td><td> Caliper </td><td> IVIS spectre </td><td></td></tr><tr><td> Exel safelet cathéter </td><td> Pêcheur </td><td> 14-841-21 </td><td> 24G X ¾ &quot; </td></tr><tr><td> Le nitrate d&#39;argent </td><td> Sigma </td><td> S8157 </td><td></td></tr><tr><td> Hamilton seringue </td><td> Hamilton company </td><td> 80301 </td><td></td></tr><tr><td> TNL-SARNA </td><td> Pharmaceuticals Alnylam </td><td></td><td></td></tr></tbody></table> Tableau 1. Réactifs et équipements spécifiques.

un modèle de la vessie orthotopique tumorale et l&#39;évaluation de sarna traitement intravésicale

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

Nous présentons une nouvelle méthode pour traiter le cancer de la vessie avec intravésicale livré activation petit ARN (SARNA) dans un modèle de xénogreffe de souris tumeur orthotopique de la vessie. Le modèle de la souris est mis en place par cathétérisme urétral sous anesthésie générale par inhalation. Brûlure chimique est ensuite introduit à la muqueuse de la vessie à l&#39;aide intravésicale solution de nitrate d&#39;argent pour perturber la couche glycosaminoglycane de la vessie et permet aux cellules d&#39;attacher. Après plusieurs lavages à l&#39;eau stérile, cancer de la vessie humaine KU-7-luc2-GFP cellules sont inculquées à travers le cathéter dans la vessie pour habiter pendant 2 heures. La croissance ultérieure de tumeurs de la vessie est confirmée et surveillée par échographie de la vessie dans l&#39;imagerie in vivo et bioluminescente. Les tumeurs sont alors traitées par voie intravésicale avec SARNA formulée dans des nanoparticules lipidiques (LNPs). La croissance tumorale est contrôlée par échographie et la bioluminescence. Toutes les étapes de cette procédure sont mises en évidence dans la vidéo qui l&#39;accompagne.

L&#39;établissement d&#39;un modèle de la vessie orthotopique tumeur à évaluer les effets antitumoraux de Sarna par voie intravésicale livré et suivi de la croissance tumorale par échographie et l&#39;imagerie bioluminescente.

Un modèle de la vessie orthotopique tumorale et l&#39;évaluation de Sarna traitement intravésicale

Nous présentons une nouvelle méthode de traitement du cancer de la vessie utilisant de petits ARN activateurs (saRNA) administrés par voie intra-vésicale dans un modèle de xénogreffe orthotopique de vessie de souris...

Nous présentons une méthode permettant d'établir un modèle de tumeur vésicale orthotopique chez des souris immunodéprimées. Le traitement de ces tumeurs par ARN double brin de petite taille administré par voie intravasculaire et la surveillance des tumeurs par échographie vésicale et imagerie de bioluminescence. Une anesthésie générale est induite à l'aide d'isofluorane vaporisé, et une pommade ophtalmique stérile est appliquée.L’animal est ensuite placé en position dorsale, et l’anesthésie est maintenue à l’aide d’isoflurane administré par cône nasal. Ensuite, l’animal doit être canulé. Nous utilisons un cathéter intraveineux de calibre 24 dont le mandrin aiguille a été retiré.La cathétérisation est souvent l'étape la plus difficile et la plus imprévisible du protocole. Une lubrification abondante avec du gel KY et une technique correcte sont essentielles pour réussir la cathétérisation. On voit ici la région de la vulve de la souris.L'urètre se situe juste en dessous des plis vulvaires. Après lubrification, les forceps à cathéter sont utilisés pour saisir et stabiliser délicatement la vulve et l'urètre. Initialement, un angle plus prononcé de 45 degrés est utilisé pour canuler l'urètre, mais une fois dans l'urètre, un angle plus faible est adopté afin de pénétrer en douceur dans la vessie.Nous allons montrer ce processus ici. Une pression pelvienne douce pour redresser l'urètre peut souvent aider, et il faut faire attention à ne pas pousser trop fort contre une résistance, car cela pourrait entraîner une perforation de l'urètre ou de la vessie. La présence d'urine observée ici dans le cathéter confirme son emplacement dans la lumière vésicale.L'urine présente dans le cathéter est ensuite retirée à l'aide de l'aiguille mandrin, et le cathéter reste désormais en place. Environ cinq millimètres de cathéter doivent rester visibles à l'extérieur de l'urètre afin que l'extrémité du cathéter demeure dans la lumière de la vessie et non contre la paroi vésicale. Si le cathéter est introduit trop profondément, son extrémité risque de s'incruster dans la paroi de la vessie et d'empêcher les injections.Pour toutes les injections ultérieures, une seringue chargée sur l'aiguille stylet est introduite par le cathéter. Cela permet d'injecter des volumes précis en éliminant l'espace mort à l'intérieur du cathéter et rend inutile la répétition des cathétérismes pour créer une lésion thermique de la paroi vésicale.10 microlitres de nitrate d'argent 0,5 molaire sont injectés et laissés en séjour pendant 10 secondes. Le nitrate d'argent peut former un précipité blanc avec l'urine résiduelle présente dans la vessie. Ce précipité ainsi que la solution restante sont éliminés du cathéter.Nous procédons ensuite au lavage de la vessie avec 100 microlitres d'eau stérile, quatre fois, en retirant à chaque fois le liquide du lumen du cathéter. Après ce premier lavage, le précipité blanc est encore visible à l'intérieur du cathéter, mais à chaque lavage, le liquide devient de plus en plus clair. Un fil de soie 4-0 est utilisé pour occlure l'urètre, et nous sommes maintenant prêts à injecter les cellules cancéreuses.Les cellules sont chargées dans une seringue fixée à une aiguille stylet, puis injectées dans la vessie. Le cathéter est retiré et l'urètre reste ligaturé pendant que la souris est sous anesthésie pendant deux heures. À des intervalles prédéfinis, la progression tumorale est surveillée.À l'aide de l'imagerie bioluminescente in vivo, les souris reçoivent d'abord une injection intrapéritonéale de luciférine et de substrat. Après induction d'une anesthésie générale par isoflurane vaporisé, les souris sont placées en position supine dans la machine ivis. La bioluminescence est mesurée en unités de photons par seconde.La présence de sept cellules KU dans la vessie des souris est facilement visible et l'intensité bioluminescente peut être suivie au fil du temps. La présence et la progression de tumeurs vésicales peuvent également être surveillées par imagerie échographique. Après induction d'une anesthésie générale à l'aide d'isoflurane vaporisé, une pommade ophtalmique stérile est appliquée.La souris est placée en position supine sur la table d'échographie. L'anesthésie d'entretien est obtenue à l'aide d'isoflurane administré par cône nasal. Les pattes postérieures de la souris peuvent être fixées à la table afin d'éviter tout mouvement excessif du corps lors de la manipulation de la sonde échographique.Une fois cette étape terminée, du gel échographique est appliqué sur la partie médiane du pelvis de l'animal. Après l'application du gel, une sonde de 40 mégahertz est fixée au dispositif de maintien et lentement abaissée sur le corps de l'animal. La vessie est clairement visible sous la forme d'une structure hypoéchogène ronde située en regard de la ligne médiane.Si l'animal n'a pas subi d'irritation importante avant l'anesthésie, la vessie est généralement déjà distendue et nous avons constaté qu'il n'était pas nécessaire de cathétériser la souris pour obtenir une distension vésicale. Des images transversales et longitudinales peuvent être obtenues ici. Une tumeur est facilement visible dans la lumière de la vessie.Si une tumeur est détectée, des images peuvent être enregistrées afin de mesurer les dimensions de la tumeur. Après la mise en place de la tumeur vésicale, les souris sont traitées par voie intravésicale avec de petits ARN double brin formulés dans des nanoparticules lipidiques. Une anesthésie générale est induite et la pommade ophtalmique est à nouveau appliquée.L'animal est ensuite placé en position supine et une cathétérisation urétrale est réalisée. Comme nous l'avons décrit précédemment, une suture en soie de 4/0 est utilisée pour occlure l'urètre autour du cathéter. Généralement, deux nœuds sont faits comme illustré ici.Une seringue vide montée sur une aiguille munie d'un stylet est utilisée pour évacuer complètement la vessie. Cinquante microlitres d'ARN double brin de petite taille sont instillés par voie intravésicale, pour une dose totale de trois milligrammes par kilogramme. L'aiguille et le cathéter sont ensuite retirés.La souris restera anesthésiée avec l'urètre obstrué pendant un total de deux heures. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre une méthode permettant de créer un modèle orthotopique de tumeur de la vessie chez la souris, de surveiller la tumeur par imagerie de bioluminescence et par échographie, et de traiter la tumeur par administration intravésicale de petits ARN. Cette technique comporte quelques subtilités qui nécessitent un peu d'entraînement, en particulier pour la cathétérisation, mais dans l'ensemble, il s'agit d'un protocole facilement reproductible.Nous avons obtenu de bons résultats en implantant des tumeurs de la vessie chez la souris, et les effets du traitement par l'ARN petit sont très prometteurs. Toutefois, ce qu'il y a de plus intéressant dans ce protocole, c'est que, bien que nous ayons traité les souris avec un ARN petit, la même technique peut être utilisée pour tester toute thérapie intravésicale contre le cancer de la vessie.

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Modélisation d’une tumeur orthotopique de la vessie dans un modèle murin : une procédure d’administration intravésicale de cellules cancéreuses dans la vessie murine

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