Name: Profilage Glycan des polymères végétaux de la paroi cellulaire en utilisant Microarrays (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 30 s
Description: Apprenez le profilage CoMPP des glycanes pariétaux végétaux en utilisant des microarrays et des anticorps monoclonaux spécifiques. Cette méthode permet de comparer la composition des parois cellulaires entre différentes espèces et tissus.

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IEM tient à remercier le Conseil de recherches en danois (FTP et FNU) pour le financement. ERL reconnaît le soutien d&#39;une subvention ARC DP. AB reconnaît le soutien de l&#39;ARC Centre d&#39;excellence en parois cellulaires des végétaux subvention.

1. Collection de tissus et de préparation <ol><li> Prélever 100 mg de poids frais des tissus végétaux (un minimum de 10 mg de poids sec) dans au moins trois exemplaires pour chaque tissu d&#39;intérêt. Les étapes suivantes décrivent la préparation de matériau de paroi cellulaire des tissus végétatifs. Dans le cas des tissus de réserve, non désiré par voie enzymatique de l&#39;amidon est enlevé avant de procéder à l&#39;extraction des polymères pariétaux comme décrit précédemment 13. </li><li> Homogénéiser les échantillons en une fine poudre avec de l&#39;azote liquide à l&#39;aide d&#39;un Qiagen TissueLyser II, avec 24 jeux d&#39;adaptateurs de tubes et 3 mm de tungstène carbure de perles (30 Hz, 2 x 30 sec). Alternativement, si seulement quelques échantillons sont en cours de traitement, un mortier et un pilon est utilisé. </li><li> Transférez les homogénats dans 10 ml tubes coniques en plastique. </li><li> Préparer matériau de paroi cellulaire d&#39;un lavage des homogénats de 10 ml 80% v / v d&#39;éthanol à température ambiante et vigoureusement vortex pendant 2 min. </li><li> Centrifuger les échantillons à 3500 xg et éliminer le surnageant. Répétez l&#39;éthanol à 70% se lave au moins trois fois ou jusqu&#39;à ce que le surnageant soit clair, en particulier pour les tissus contenant de la chlorophylle. </li><li> Effectuer un lavage final avec de l&#39;acétone à 100% et laisser les pastilles contenant des résidus insolubles dans l&#39;alcool (AIR) sécher à l&#39;air pendant la nuit. </li><li> Les échantillons d&#39;air à tamis avec une maille de 0,4 mm 2 pour obtenir une poudre fine et homogène et à enlever supérieure, mal particules broyées qui restent un certain temps dans l&#39;homogénat. </li><li> Peser un échantillon de 10 mg AIR dans des microtubes contenant chacun un verre de 3 mm perle pour faciliter le mélange des échantillons. </li></ol> 2. Extraction des glycanes paroi cellulaire <ol><li> Les pectines et les polymères associés aux pectines sont extraites à partir des échantillons en ajoutant 500 ul de 50 uM (pH 7,5) CDTA à chaque échantillon. </li><li> Vortex brièvement les tubes pour assurer le solvant est en contact avec le matériau d&#39;échantillon, puis mélanger à l&#39;aide du TissueLyser pendant 3 heures à 8 Hz. </li><li> Centrifuger les échantillons à 12.000 xg, soigneusement reMove les surnageants et conserver à 4 ° C. </li><li> Laver granulés dans 1 ml d&#39;eau désionisée pour diluer et éliminer tout reste de solvant, vortex et centrifuger à 13000 x g. Répétez cette étape sans perturber le culot et éliminer tout le liquide des tubes avant de passer à l&#39;étape suivante. </li><li> Réticulation glycanes sont successivement extraits du reste de la paroi cellulaire culot avec 500 ul de NaOH 4M avec 0,1% p / v NaBH4, en utilisant la même procédure décrite aux étapes de 2,1 à 2,4 pour l&#39;extraction CDTA. NaBH 4 est ajouté pour réduire l&#39;aldéhyde (ou céto) à l&#39;extrémité réductrice des polysaccharides à un alcool en empêchant ainsi la base de polysaccharides pelage. </li><li> Après centrifugation, les surnageants sont à nouveau retiré, stocké à 4 ° C, et les pastilles lavées deux fois dans de l&#39;eau désionisée avant de procéder à l&#39;extraction suivante. </li><li> En option, des polymères résiduels, tels que la cellulose sont extraites avec 500 ul cadoxen (31% v / v 1,2-diaminoethane avec 0,78 M CdO) en utilisant la même procédure que celle décrite dans les étapes de 2,1 à 2,4. Sinon, dans l&#39;absolu teneur en cellulose dans des pastilles restantes peuvent être déterminées en utilisant des tests acétique / nitrique (voir Discussion). </li></ol> 3. Microarrays d&#39;impression <ol><li> Surnageants de centrifugation contenant extrait polymères pariétaux à 13.000 xg pour éliminer toute matière particulaire. </li><li> Charger 50 ul de chaque échantillon dans un puits 384 du polypropylène plaque de microtitration en utilisant un schéma pré-établi sur mesure où les échantillons sont disposés selon le type de tissu et le type d&#39;extraction. </li><li> Diluer la paroi cellulaire échantillon de polymère dans une série 0, 5 et 25 × dilution en série avec de l&#39;eau déminéralisée. </li><li> Des paramètres tels que la hauteur de broche, la collecte et le temps, et les étapes de lavage sont fixés sur le logiciel contrôlant le puces à ADN. </li><li> L&#39;humidité de la chambre de l&#39;impression est contrôlée à 60% pour éviter l&#39;évaporation de l&#39;échantillon. </li><li> Le travail d&#39;impression est démarré en utilisant LabNEXT logire et un programme qui correspond à la mise en microréseau. </li><li> Le robot utilise les repères de canaux capillaires pour imprimer des solutions de l&#39;échantillon sur la plaque 20 x 20 cm membrane de nitrocellulose qui est fixé à une plaque plane dans la machine. Chaque endroit sur le tableau contient 15 nl de solution et est imprimé en trois exemplaires. </li><li> Puces identiques sont imprimées côte à côte sur la membrane et les couper en des tableaux individuels après le travail d&#39;impression est terminée. </li><li> Dans chaque expérience, les tableaux peuvent être modifiés afin de tenir compte des échantillons plus ou moins, les dilutions ou réplique. </li></ol> 4. Sondage de puces Glycan <ol><li> Après l&#39;impression, bloquer les puces individuelles dans 5% p / v lait écrémé en poudre dissous dans un tampon phosphate salin (MPBS) à température ambiante pendant 2 heures afin de réduire la liaison non spécifique. </li><li> Biopuces de sondes avec des anticorps monoclonaux spécifiques de la paroi cellulaire des épitopes glycane pendant 2 heures dans MPBS. La majorité des ANTIB monoclonalodies contre glycanes parois cellulaires sont disponibles commercialement auprès de trois sociétés; Biosupplies ( <a href="http://www.biosupplies.com.au" target="_blank">www.biosupplies.com.au</a> ), Services Carbosource ( <a href="http://www.carbosource.net" target="_blank">www.carbosource.net</a> ) et PlantProbes ( <a href="http://www.plantprobes.net" target="_blank">www.plantprobes.net</a> ). </li><li> Inclure un témoin négatif, une puce à ADN incubées avec MPBS seulement et aucun anticorps primaire. </li><li> Laver les puces à 3 fois dans du tampon phosphate salin (PBS) pendant 5 min pour éliminer la liaison non spécifique. </li><li> Sondez les puces avec un anticorps secondaire conjugué à la peroxydase de raifort (HRP) dans MPBS pour 2 heures. D&#39;anticorps monoclonaux dirigés contre les plus glycanes paroi cellulaire nécessitent anti-souris ou anti-rat Anticorps secondaires. </li><li> Répétez les étapes de lavage 3 fois avec du tampon PBS pendant 5 min pour éliminer la liaison non spécifique. </li><li> Développer les puces à l&#39;aide de chromogène (3,3-diaminobenzidine) ou chemiluminecent (luminol) substrats. </li></ol> 5. Quantification <ol><li> Après le développement, analyser les puces individuelles à l&#39;aide d&#39;une haute résolution (1200 dpi) scanner de bureau et enregistrer les images en négatifs, les fichiers TIFF 16 bits (figure 3). </li><li> Calculer l&#39;intensité intégrale de chaque point à l&#39;aide du logiciel de traitement d&#39;image Xplore (LabNEXT) équipé d&#39;un outil automatisé grille. L&#39;intensité de la tache solidaire est dérivée de la somme des pixels dans la zone entourant chaque point de grille. </li><li> Les données de la grille pour chaque puce à ADN est exportée sous forme de fichier txt et ne peut être importé manuellement dans une feuille de calcul Excel pour l&#39;analyse. Un outil en ligne ( <a href="http://arraytemplates.charliehart.com.au/" target="_blank">http://microarray.plantcell.unimelb.edu.au/</a> ) a été développée pour traduire automatiquement et traiter des données à partir de fichiers txt individuels. </li><li> L&#39;intensité de la tache intégrale est moyennée sur l&#39;impression répétitions et des dilutions pour obtenir une place «moyennel&#39;intensité de la «valeur pour chaque échantillon (Figure 2). Alternativement, les signaux correspondants sur place à une seule valeur de dilution de la matrice sont utilisées pour quantifier l&#39;abondance relative de épitope glycane pour chaque échantillon. </li><li> Les intensités relatives place moyennes entre les différents échantillons sont présentés comme un heatmap (figure 4) en utilisant des outils de mise en forme conditionnelle dans Excel HeatMapper ou en ligne ( <a href="http://bar.utoronto.ca/welcome.htm" target="_blank">http://bar.utoronto.ca/welcome.htm</a> ). Les données pour chaque type d&#39;anticorps est corrigée à 100 et une valeur de coupure de 5% est prélevée pour supprimer un signal de fond et de faux positifs. </li></ol>

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</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

COMPP est une méthode rapide et sensible pour le profilage de la composition glycane de centaines d&#39;origine végétale échantillons dans une affaire de jours. Cette méthode vient compléter les déjà bactériennes ou de mammifères plates-formes de tableaux glycanes de criblage à haut débit des interactions avec les hydrates de carbone glycane protéines de liaison telles que les lectines, des récepteurs et anticorps 16. Avec une grande diversité de sondes disponibles pour détecter glycanes paroi cellulaire, il ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires (optionnel) </td></tr><tr><td> 3 mm de tungstène Carbure de perles </td><td> Qiagen </td><td> 69997 </td><td></td></tr><tr><td> Microtubes de collecte (1,2 mm) </td><td> Qiagen </td><td> 19560 </td><td> 1,5 ml microtubes peuvent également être utilisés </td></tr><tr><td> Qiagen TissueLyser II </td><td> Qiagen </td><td> 85300 </td><td></td></tr><tr><td> 3 billes de verre mm </td><td> Sigma Aldrich </td><td> Z143928 </td><td></td></tr><tr><td> CDTA </td><td> Sigma Aldrich </td><td> 34588 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;oxyde de cadmium </td><td> Sigma Aldrich </td><td> 202894 </td><td></td></tr><tr><td> 1,2-diaminoéthane </td><td> Sigma Aldrich </td><td> 03550 </td><td></td></<html> tr&gt; <tr><td> Membrane de nitrocellulose (0,22 um taille des pores) </td><td> GE-Water &amp; Process Technologies </td><td> EP2HY00010 </td><td> différentes membranes à pores de taille sont adaptés à différents types de broches </td></tr><tr><td> Xact II de puces à ADN robots </td><td> Labnext </td><td> 001A </td><td> l&#39;Xact II robot a été équipé d&#39;une coutume en plaque 20 x 20 cm en céramique à laquelle la membrane de nitrocellulose est attaché </td></tr><tr><td> Xtend broches microarray RM </td><td> Labnext </td><td> 0037-350 </td><td> broches doivent être adaptés à taches sur des membranes </td></tr><tr><td> Plaques 384 puits de microtitration (polypropylène) </td><td> Greiner </td><td> 781207 </td><td></td></tr><tr><td> Anti-glycanes anticorps monoclonaux </td><td> Sondes de plantes / CarboSource / Biosupplies </td><td></td><td> Sites Web; PlantProbes ( <a href="http://www.plantprobes.net" target="_blank">www.plantprobes.net</a> ), Carbosource (ww.carbosource.net &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; www.carbosource.net) et Biosupplies ( <a href="http://www.biosupplies.com.au" target="_blank">www.biosupplies.com.au</a> ). </td></tr><tr><td> Anti-Rat IgG (molécule entière) - anticorps peroxydase produite chez la chèvre. </td><td> Sigma </td><td> A9037 </td><td> le type d&#39;anticorps secondaire dépend de l&#39;anticorps primaire utilisé (par exemple soulevé chez le rat, la souris de chèvre etc,). </td></tr><tr><td> SIGMA FAST 3,3 &#39;-diaminobenzidine comprimés </td><td> Sigma </td><td> D4293 </td><td> le type de développement réactif dépend des anticorps secondaires utilisés et la méthode de détection (colorimétrique ou chemiluminecent). </td></tr><tr><td> Substrat SuperSignal West Pico chimiluminescence </td><td> Thermoscientific </td><td> 34080 </td><td> voir ci-dessus </td></tr><tr><td> Xplore logiciel de traitement d&#39;image </td><td> LabNext </td><td> 008 </td><td> types de logiciels avec de nombreux outils automatiques de maillage sont disponiblespour mesurer la valeur de pixel de taches de biopuces. </td></tr><tr><td> Polysaccharides végétaux </td><td> Sigma / Megazyme </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

profilage glycan des polymères végétaux de la paroi cellulaire en utilisant microarrays

Glycan Profiling of Plant Cell Wall Polymers using Microarrays 

Parois des cellules végétales sont des matrices complexes de glycanes hétérogènes qui jouent un rôle important dans la physiologie et le développement des plantes et de fournir les matières premières pour les sociétés humaines (par exemple, les industries du bois, du papier, du textile et de biocarburants) 1,2. Cependant, la compréhension de la biosynthèse et la fonction de ces composants reste difficile. Glycanes parois cellulaires sont chimiquement et conformation diverse en raison de la complexité de leurs blocs de construction, les résidus glycosylés. Ces liens forment en des positions multiples et diffèrent en structure cyclique, la configuration anomérique ou isomérique, et en plus, sont substitués par un réseau de résidus de sucre non. Composition Glycan varie en cellule et / ou types de tissus ou même des sous-domaines d&#39;une seule cellule paroi 3. En outre, leur composition est également modifiée au cours du développement 1, ou en réponse à des signaux environnementaux 4. En exprocessus de 2.000 gènes ont des parois cellulaires végétales sont des matrices complexes de glycanes hétérogènes été prévus pour être impliqués dans la biosynthèse de la paroi cellulaire et la modification glycane dans 5 Arabidopsis. Cependant, relativement peu de gènes de biosynthèse ont été fonctionnellement caractérisé 4,5. Approches de génétique inverse sont difficiles parce que les gènes sont souvent exprimés de façon différentielle, souvent à des niveaux faibles, entre les types de cellules 6. En outre, des études mutants sont souvent entravées par la redondance génique ou les mécanismes compensatoires pour assurer la fonction appropriée paroi cellulaire est maintenu 7. Ainsi, de nouvelles approches sont nécessaires pour caractériser rapidement la diversité des structures des glycanes et de faciliter approches de génomique fonctionnelle de biosynthèse de la paroi cellulaire et la compréhension de modification. Les anticorps monoclonaux (Acm) 8,9 ont émergé comme un outil important pour déterminer la structure des glycanes et la distribution des plantes. Ceux-ci reconnaissent distInTC épitopes présents dans les principales catégories de glycanes parois cellulaires végétales, y compris les pectines, les xyloglucanes, les xylanes, les mannanes, les glucanes et arabinogalactanes. Récemment, leur utilisation a été étendue à des expériences de criblage à grande échelle pour déterminer l&#39;abondance relative des glycanes dans un large éventail de plantes et types de tissus simultanément 9,10,11. Nous présentons ici une méthode de dépistage basé sur un microréseau glycane appelé complète Microarray Polymer profilage (COMPP) (figures 1 et 2) 10,11 qui permet de multiples échantillons (100 sec) pour être contrôlés au moyen d&#39;une plate-forme de puces à ADN miniaturisé avec le réactif réduit et des volumes d&#39;échantillon. Les signaux de place sur la puce peuvent être formellement quantifié pour donner données semi-quantitatives sur glycane épitope événement. Cette approche est bien adaptée à suivre l&#39;évolution des glycanes dans des systèmes biologiques complexes 12 et fournissant un aperçu global de la composition de la paroi cellulaire en particulier lorsque les connaissances antérieures of ce n&#39;est pas disponible.

L&#39;abondance relative des glycanes dans six types de tissus (filaments anthère, pollen, les ovaires, les pétales, les sépales et les stigmates) de Nicotiana alata fleurs a été déterminée à l&#39;aide COMPP. La figure 3a montre un micro-réseau représentant que a été sondé avec mAb spécifique pour JIM5 partiellement (faible) methylesterified homogalacturonan (HG), un épitope qui se produit sur ​​des polysaccharides pectiques 14. L&#39;épitope JIM5 est détectée dans les extraits CDTA de tous les tiss...

Une technique appelée<strong&gt; C</strong&gt; Omprehensive<strong&gt; M</strong&gt; Icroarray<strong&gt; P</strongProfilage olymer&gt; (COMPP) pour la caractérisation des glycanes paroi cellulaire végétale est décrit. Cette méthode combine la spécificité des anticorps monoclonaux dirigés contre des épitopes définis glycane-avec une plate-forme puces à ADN miniature analytique permettant le dépistage de l&#39;apparition glycane dans un large éventail de contextes biologiques.

Profilage Glycan des polymères végétaux de la paroi cellulaire en utilisant Microarrays

Les parois cellulaires végétales sont des matrices complexes de glycanes hétérogènes qui jouent un rôle important dans la physiologie et le développement des plantes et assurent le...

L'objectif général de cette procédure est de comparer la composition des polymères de la paroi cellulaire chez un large éventail de plantes ou de types de tissus à l'aide de puces à glycannes. Dans un premier temps, récoltez les tissus végétaux d'intérêt. Après homogénéisation, préparez les résidus insolubles dans l'alcool.Ensuite, extraire séquentiellement les glycannes pariétaux à l'aide de CDTA et d'hydroxyde de sodium. Puis imprimer les extraits de glycannes pariétaux sur une micropuce à l'aide d'un robot. Probinguer les micropuces avec des anticorps monoclonaux dirigés contre les glycannes pariétaux, et quantifier les signaux des taches sur les micropuces.En fin de compte, les résultats peuvent être utilisés pour déterminer l'abondance relative des épitopes glycaniques au sein d'un ensemble d'échantillons d'intérêt. Nous avons mis au point cette méthode de microarray lorsque nous avons identifié le besoin de fournir une vue d'ensemble de la présence de glycanes pariétaux à travers plusieurs types de tissus végétaux simultanément et de détecter les différences compositionnelles. Ainsi, le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes traditionnelles, telles que l'analyse des monosaccharides, réside dans son caractère de plateforme basée sur un microarray permettant d'analyser des centaines d'échantillons simultanément. Il s'agit d'une méthode rapide et complète de profilage de la composition des parois cellulaires. Pour chaque tissu d'intérêt, commencez par des échantillons en triple exemplaire de 100 milligrammes de poids frais de tissus végétaux, en utilisant de l'azote liquide.Homogénéisez les échantillons en une poudre fine, puis transférez l'homogénat dans des tubes coniques en plastique de 10 millilitres afin de préparer le matériau de paroi cellulaire. Resuspendez l'homogénat dans 10 millilitres d'éthanol à 80 % à température ambiante et vortexez vigoureusement pendant deux minutes. Centrifugez les échantillons à 3 500 ×g et jetez le surnageant.Répétez les lavages avec de l'éthanol à 70 % au moins trois fois ou jusqu'à ce que le surnageant soit clair. Effectuez ensuite un lavage final avec de l'acétone à 100 %. Récupérez les résidus insolubles dans l'alcool et laissez sécher à l'air toute la nuit pour obtenir une poudre fine et homogène. Tamisez les échantillons de résidus insolubles dans l'alcool à l'aide d'un tamis de 0,4 millimètre carré.Ensuite, peser 10&nbsp;milligrammes d'échantillons de résidus insolubles dans l'alcool dans des microtubes contenant chacun un billet de verre de trois&nbsp;millimètres pour le mélange. Pour l'extraction des pectines et des polymères associés aux pectines, ajouter 500&nbsp;microlitres de CDTA à 50&nbsp;millimolaires à chaque échantillon, vortexer brièvement les tubes, puis mélanger à l'aide du tissue izer pendant trois&nbsp;heures à huit&nbsp;hertz. Centrifuger les échantillons à 12&nbsp;000&nbsp;g.G. Soigneusement, retirez les surnageants et conservez-les à quatre degrés Celsius. Lavez les culots deux fois avec un millilitre d'eau déionisée. Éliminez tout liquide des tubes contenant le culot de paroi cellulaire restant.Procéder à l'extraction des glycanes de réticulation avec 500 microlitres de soude à quatre molaire contenant 0,1 % d'hydrure de sodium. En utilisant le protocole d'extraction décrit précédemment, conserver les surnageants contenant les glycanes de réticulation à quatre degrés Celsius. Laver les culots deux fois dans de l'eau déionisée.Ensuite, à l’aide de 500 microlitres de Cain, extraire les polymères résiduels tels que la cellulose par centrifugation, afin de récupérer les surnageants contenant les polymères de paroi cellulaire extraits, et éliminer toute matière particulaire. Puis, déposer 50 microlitres de chaque échantillon dans une plaque microtitration polypropylène de 384 puits, selon un agencement personnalisé prédéfini dans lequel les échantillons sont organisés en fonction du type de tissu et du type d’extraction.Ensuite, diluez les échantillons de polymères de paroi cellulaire avec de l'eau déionisée afin de préparer des dilutions sérielles cinq fois et 25 fois. Réglez les paramètres tels que la hauteur de la broche, la collecte, le temps de séjour et les étapes de lavage pour le microarray. Contrôlez l'humidité de la chambre d'impression à 60 % pour prévenir l'évaporation des échantillons.Démarrer maintenant l’impression. Le robot utilise des pointes à canal capillaire pour imprimer des solutions depuis la plaque d’échantillons sur une membrane en nitrocellulose fixée sur une plaque plane dans l’appareil. Chaque point sur le réseau contient 15 nanolitres de solution et est imprimé en triple exemplaire.Imprimez des micro-réseaux identiques côte à côte sur la membrane et découpez-les en réseaux individuels. Pour réduire la liaison non spécifique, bloquez chaque micro-réseau dans une solution à 5 % de poudre de lait écrémé à température ambiante pendant deux heures.Ajoutez les anticorps monoclonaux spécifiques des glycanes de la paroi cellulaire, des épitopes, et incubez pendant deux heures. Pour éliminer la liaison non spécifique, lavez les puces à microcristaux trois fois dans le PBS pendant cinq minutes. Ensuite, sondez les puces à microcristaux avec un anticorps secondaire conjugué à la peroxydase de raifort pendant deux heures, après trois lavages de cinq minutes dans le PBS.Développer les puces à ADN en utilisant des substrats chromogènes ou chimiluminescents. Numériser les puces individuelles à l’aide d’un scanner de bureau haute résolution. Enregistrer les images sous forme de fichiers TIFF négatifs de 16 bits.Calculez l'intensité intégrale de chaque point à l'aide d'un logiciel de traitement d'image doté d'un outil de grille automatisé. Ensuite, exportez les données de la grille pour chaque microréseau sous forme de fichier texte. Importez manuellement le fichier de données dans un tableur Excel pour analyse.Moyennisez l'intensité intégrale du spot entre les réplicats d'impression et les dilutions afin d'obtenir une valeur moyenne d'intensité de spot pour chaque échantillon. Représentez graphiquement les intensités moyennes relatives des spots entre différents échantillons sous forme de carte thermique à l'aide du formatage conditionnel dans Excel ou d'un outil en ligne de création de cartes thermiques. Utilisez des outils permettant d'éliminer le signal de fond et les faux positifs pour chaque type d'anticorps, corrigez les données à 100 et appliquez une valeur seuil de 5 %.Un profilage complet par puces à polymères a été utilisé pour mesurer l'abondance relative des glycanes dans six types de tissus : filaments d'anthère, pollen, ovaires, pétales, agrafes et stigmate provenant de Nicotiana. Un grand nombre de fleurs ayant été analysé, la puce a été hybridée avec l'anticorps monoclonal JIM5, spécifique d'un épitope des polysaccharides pectiques. À noter que l'épitope JIM5 est détecté dans les extraits CDTA de tous les tissus floraux.Cependant, il est le plus élevé dans le pollen et le plus faible dans le tissu du stigmate. De manière intéressante, l'épitope JIM5 est également détecté dans les extraits d'hydroxyde de sodium du pollen, mais pas dans ceux des autres tissus. Des informations quantitatives sont obtenues par la génération de courbes standards à partir des différents polysaccharides purifiés, utilisés comme étalons internes sur la matrice microstructurée dans le tissu ovarien.Environ 157 microgrammes de hoog contenant l'épitope JIM cinq étaient présents dans chaque échantillon, représentant environ 1,5 % des résidus totaux de paroi cellulaire, tandis que 625 microgrammes de hoog Ronin contenant l'épitope JIM cinq étaient présents dans le tissu pollinique, représentant environ 6,25 % du résidu total de paroi cellulaire. L'abondance relative de 15 épitopes de glycanes dans tous les types de tissus est résumée sous forme de carte thermique. L'intensité des barres de couleur est proportionnelle à l'intensité moyenne ajustée du spot pour chaque échantillon.Une représentation schématique de ces données permet une interprétation rapide des différences d'occurrence des épitopes glycaniques entre les différents tissus floraux. Ces résultats indiquent que chaque épitope glycanique est distribué de manière unique parmi les différents types de fleurs. Par exemple, l'épitope LM 13 est particulièrement abondant dans les filaments anthéroïdes et les tissus SE L par rapport aux autres tissus.Ce profil contraste fortement avec celui des épitopes à chaîne plus courte détectés de préférence par l'anticorps monoclonal LM6. Les glycannes réticulés présentent également des profils d'occurrence distincts dans de nombreuses fleurs. Par exemple, l'épitope LM10 est abondant dans le tissu du stigmate par rapport aux autres tissus, mais est absent du tissu ovarien.Les épitopes glucidiques LM 15 xog sont les plus abondants dans les pétales et les filaments des anthères par rapport aux autres tissus, tandis que les hétéromannanes sont les plus élevés dans les filaments des anthères. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'extraire et de déterminer l'abondance relative des glycannes de la paroi cellulaire chez un large éventail de plantes et de types de tissus. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en trois jours à l'aide de puces à microarray.Il est important de se rappeler de traiter les échantillons et les réplicats de manière cohérente à chaque étape suivant cette procédure. D'autres méthodes, comme les dosages à l'acide acétique-nitrique, peuvent être réalisées pour répondre à des questions supplémentaires. Par exemple, quelle est la teneur absolue en cellulose restante après l'extraction séquentielle des pectines et des hémicelluloses à l'aide de CDTA et d'hydroxyde de sodium ?Cette technique possède une large applicabilité dans le domaine de la biologie cellulaire végétale pour comparer rapidement la présence de glycanes chez des plantes modèles telles qu'Arabidopsis et Fisca, Nutella, ainsi que d'autres espèces comme le cotonnier, le blé, l'eucalyptus et le tabac.

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