Name: À long terme, à haute résolution dimagerie confocal Time Lapse d Cotylédon Arabidopsis cours de germination (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 1 s
Description: Découvrez l'imagerie confocale time-lapse à haute résolution pour étudier le développement épidermique chez Arabidopsis. Cette méthode permet de visualiser la différenciation stomatique et le mouvement dynamique des protéines fluorescentes pendant la division cellulaire.

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Nous tenons à remercier Amanda Rychel pour l&#39;assistance à l&#39;élaboration du protocole laps de temps et Lynn Pillitteri pour construire POLAR POLAR ::-eGFP. Nous sommes également reconnaissants à ABRC pour fournir le h-rb construire. Ce protocole a été élaboré grâce à un soutien de l&#39;attribution du Japon PRESTO Science Technologie et de l&#39;Agence. La recherche sur POLAR a également été soutenu par l&#39;Université de Washington Banque Research Fund (RRF-4098) et la National Science Foundation (MCB-0855659). KMP est un NSF Graduate Research Fellow (DGE-0718124), et KUT est un enquêteur HHMI-GBMF.

1. La stérilisation des semences <ol><li> Préparer la solution de stérilisation des semences: eau de javel 33%, 0,1% de Triton X-100. </li><li> Placer les semences portant souhaité construction rapporteur fluorescent (s) et le génotype (s) dans 1,7 ml tube et appliquer 1 ml de solution de stérilisation. Incuber sur nutator pendant 15 min. </li><li> Dans une hotte stérile, utiliser une pipette pour éliminer la solution de stérilisation du tube, laissant derrière graines. Rincer avec 1 ml d&#39;eau stérile. Répétez quatre fois. </li><li> Incuber à 4 ° C pendant deux jours ou plus. </li></ol> 2. Préparation des diapositives Chambre médias <ol><li> Mélanger 20 ml de solution 0,5% de Bacto Agar (pur agarose) dans l&#39;eau dans une fiole jaugée de 200 ml, et à micro-ondes jusqu&#39;à dissolution complète. Soyez prudent lorsque vous la solution à ébullition. </li><li> Refroidir la solution à environ 60 ° C. </li><li> Prélever 1 ml de solution d&#39;agar avec une pipette et appliquer lentement le couvercle en verre à l&#39;intérieur de la chambre de coulissement (Lab-Tek II Chambered # 1.5 Système lamelle couvre-objet en allemand). Solution which est trop chaud ou appliquée trop rapidement peut faire fondre la colle ou du verre fissure. </li><li> Immédiatement ajouter un deuxième ml solution d&#39;agar. Gélose doit maintenant couvrir complètement le fond de la chambre de coulissement. Ce support minimal est suffisante pour soutenir le développement dans un cotylédon usine, qui contient des nutriments stockés, pendant quatre à cinq jours par le maintien de l&#39;humidité et permettant la diffusion de gaz. </li><li> Laisser refroidir sur une diapositive de table avec chambre à couvert. Si flacon est recouverte hermétiquement, la solution peut être sauvé et réchauffés pour une utilisation future. </li></ol> 3. Dissection semences <ol><li> Retirer le tube de semences stériles de 4 ° C de stockage. </li><li> Placez un mouchoir en papier sur la scène d&#39;un microscope à dissection et l&#39;humidifier avec de l&#39;eau. Réglez le tissu pour créer une surface lisse. Le tissu est utilisé pour stabiliser les graines pour la dissection. </li><li> Pipeter 20-30 graines du tube sur le tissu, en prenant soin de les placer dans le champ de la portée dissection de vue. </li><li> En utilisant des pinces pointues (Roboz, n ° 5 pointe biologie), Retirez soigneusement le tégument de l&#39;intérieur des semis. Téguments à la fois extérieur et intérieur doivent être enlevés. </li><li> Quand l&#39;imagerie du cotylédon, il est avantageux de retirer l&#39;hypocotyle et la radicule. Cotylédons contiennent des substances nutritives suffisantes pour développer pendant plusieurs jours en vertu du présent protocole. Si intacte, l&#39;hypocotyle se redresser et allonger considérablement, passant du stade cotylédon hors du champ de vision laps de temps. Utiliser un scalpel pour découper les cotylédons libres de l&#39;hypocotyle. </li><li> Tenir cotylédons disséqués immergés dans l&#39;eau, dans un microtube ou similaire. </li><li> Répéter 3.4 à 3.6 jusqu&#39;à ce que le nombre souhaité de cotylédons est atteinte. 15-20 dissections succès sont recommandées avant le montage. </li></ol> 4. Cotylédons de montage dans la chambre de coulissement <ol><li> L&#39;utilisation d&#39;un couvre-petit (18 mm 2), couper à travers les médias d&#39;agar et soulever toute la couche de base en verre jusqu&#39;à la chambre de coulissement du. </li><li> Pipeter disséqué cotylédons avec un minimum d&#39;eau à partir de maintenanttube dans la chambre de coulissement, sous la couche de gélose levée. </li><li> Abaissez doucement la gélose sur les cotylédons. Si l&#39;excès d&#39;eau est présente, la tremper loin avec un tissu, en prenant soin de ne pas déranger les cotylédons. Les échantillons doivent plus se déplacer facilement quand montage est terminé. </li><li> Placer le couvercle sur la diapositive chambre et faites glisser pour déplacer la platine du microscope. </li></ol> 5. Time Lapse d&#39;imagerie <ol><li> Mise en place inversée microscope confocal à l&#39;image du fluorophore désiré (s). LSM700 paramètres utilisés: pour la GFP, l&#39;excitation à 488 nm et la collecte avec un filtre passe-bande à 440-530 nm; d&#39;appel d&#39;offres, l&#39;excitation à 555 nm et la collecte avec un filtre passe-bande à 570-610 nm. </li><li> Inspectez spécimens naturalisés pour les dommages. Programmer les emplacements des intact, bien monté cotylédons dans le logiciel de microscope. Dans le Zen 2009: Focus sur un cotylédon avec objectif 20x et objectif déplacer au centre de la chambre de coulissement. Sous Mode d&#39;acquisition, changer Zoom à 0,5 et hauteur d&#39;axe &lt;/ Em&gt; à 48x48 pixels. Cochez la case Positions et l&#39;image de synthèse Scan ... bouton sous positions, puis augmenter le nombre de carreaux horizontaux et verticaux à 30-35. Lorsque la numérisation est terminée, cliquez sur le bouton positions sous l&#39;onglet Dimensions et réticule lieu à chaque cotylédon à observer. </li><li> Mettre en place la série z englobant l&#39;épiderme cotylédon de tous Zen samples.In 2009: Cochez la case Z-Stack. Sélectionnez chaque position dans la liste Position, puis cliquez sur le bouton Déplacer vers. Concentrez-vous sur le plan supérieur de l&#39;épiderme des cotylédons et cliquez sur le bouton Set abord sous Z-Stack. Focus sur la position la plus basse à laquelle épiderme est utilement visible et cliquez sur le bouton Set dernier. Cliquez sur le bouton situé à côté optimale, ce qui montre le meilleur z-épaisseur de coupe, à définir. Vérifiez chaque cotylédon à confirmer que ces paramètres englobent tous les échantillons, les paramètres z ne peut pas être réglé pour indivpositions idual en 2009 Zen. </li><li> Mettre en place des séries chronologiques à la résolution souhaitée et la longueur. Intervalles de 15-30 minutes pendant trois jours sont efficaces pour la dynamique des protéines dans la division cellulaire épidermique. Cet intervalle peut être modifié selon les besoins. Dans le Zen 2009: Cliquez sur la case de séries chronologiques. En vertu de séries chronologiques, Cycles mis pour le nombre d&#39;images de votre choix à l&#39;aide du curseur ou en tapant dans le champ de texte. Définition de la fréquence à 30 et utilisez le menu déroulant pour sélectionner min. </li><li> Commencez xyzt multi-position de balayage. Notez que le nombre de postes doit être limitée par les spécifications de numérisation, si le temps de cycle total est supérieur à l&#39;intervalle souhaité, les points dans le temps ne sera pas correcte. Un maximum de six positions simultanées sont possibles lorsque l&#39;imagerie GFP et RFP à 59 z tranches dans un intervalle de 30 min à l&#39;aide de notre système. Dans le Zen 2009: Taille de l&#39;image Changement de la résolution souhaitée, puis cliquez sur Démarrer expérience. </li></ol> 6. Montage vidéo <ol><li> A partir du fichier confocal données, effectuez une intensité maximale z-projection de chaque combinaison temps / position et l&#39;exportation sous forme de fichiers image dans un format sans perte comme TIFF. Les noms de fichiers doivent être dans une série par poste (par exemple, POLAR-GFP_pos1_0001, POLAR-GFP_pos1_0002, etc, ne POLAR-GFP_0001_pos1) pour les logiciels pour les combiner en un film. Dans le Zen 2009: Copie Utilisation: sous-ensemble sous l&#39;onglet Traitement de diviser positions dans des fichiers séparés, puis projection d&#39;intensité maximale. Enfin, l&#39;exportation au format TIFF (fichier Export, pleine fenêtre resolution image - série). </li><li> Utilisez FIDJI 7,8 pour aligner les images successives en exécutant la macro bUnwarpJ 9 (Plugins: Inscription: bUnwarpJ). Changer le mode d&#39;enregistrement en Mono. Toutes les options avancés peuvent utiliser des valeurs par défaut. Pour les longues séquences laps de temps, téléchargez et installez la macro &quot;Affine + Conformément Inscription élastique image 2D», qui s&#39;appliquera bUnwarpJ à une série d&#39;images automatiquement et ouvert ynos données à l&#39;aide du fichier: Import: Séquence d&#39;images de l&#39;utiliser. Décochez MOPS sites d&#39;extraction et de course. </li><li> Utilisez FIDJI / ImageJ ou Quicktime Pro pour ouvrir la séquence d&#39;images alignées et enregistrer au format vidéo de votre choix (AVI est un bon choix). </li></ol>

<ol><li>Sulston, J. E., Schierenberg, E., White, J. G., Thomson, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Embryonic+Cell+Lineage+of+the+Nematode+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The Embryonic Cell Lineage of the Nematode Caenorhabditis elegans.</a> Developmental Biology. 100, 64(1983).</li>
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</ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Cette technique time-lapse confocale permet des études longitudinales sur l&#39;expression des protéines marquées par fluorescence et la localisation dans des cellules individuelles de l&#39;épiderme cotylédon Arabidopsis, qui dans le cas de la polaire et d&#39;autres protéines changent dynamiquement est essentielle à une bonne compréhension de leur fonction. Auparavant, soutenue laps de temps d&#39;imagerie a été utilisée pour examiner l&#39;infection fongique racine d&#39;Arabidopsis 11 et...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> Bacto Agar </td><td> BD </td><td> 214010 </td><td></td></tr><tr><td> Une chambre de tiroir </td><td> Nunc (Thermo Scientific) </td><td> 155360 </td><td> Ou deux chambre (155 379) </td></tr><tr><td> Microscope à balayage laser confocal </td><td> Zeiss </td><td> LSM700 </td><td> Zen 2009 logiciels </td></tr><tr><td> 20x objectif </td><td> Zeiss </td><td> 420650-9901 </td><td> NA 0,8, Plan-Apochromat </td></tr><tr><td> Microscope à dissection </td><td> Benz (National) </td><td> 431TBL </td><td> S&#39;allume ci-dessous </td></tr><tr><td> N ° 5 forceps, la biologie de pointe </td><td> Roboz instruments chirurgicaux </td><td> RS-4978 </td><td> Pointes très finessont essentiels </td></tr></tbody></table>

À long terme, à haute résolution d&#39;imagerie confocal time lapse d&#39;<em&gt; cotylédon arabidopsis</emepiderme&gt; cours de germination

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imagerie in vivo de la dynamique du comportement cellulaire dans une séquence de développement peut être un outil puissant pour comprendre les mécanismes de structuration des tissus. Au cours du développement animal, la prolifération cellulaire et les événements clés de structuration se produire très rapidement. Par exemple, dans Caenorhabditis elegans toutes les divisions cellulaires nécessaires au plan de corps de la larve sont terminés dans les six heures après la fécondation, avec sept cycles mitotiques 1; les mitoses seize ou plus de l&#39;embryogenèse chez la drosophile se produire en moins de 24 heures 2. En revanche, les divisions cellulaires au cours du développement des plantes est lente, typiquement de l&#39;ordre d&#39;une journée 3,4,5. Cela impose un défi unique et un besoin à long terme imagerie en temps réel pour documenter les comportements dynamiques de la division cellulaire et la différenciation des événements pendant l&#39;organogenèse végétale. Épiderme Arabidopsis est un excellent modèle pour la signalisation de l&#39;enquête, le devenir cellulaire et le développement des plantes. Dans le cotylédon, ce tissu est constitué de cellules d&#39;air et résistant à l&#39;eau des chaussées entrecoupés de stomates uniformément répartie, soupapes qui s&#39;ouvrent et se ferment pour contrôler les échanges gazeux et la perte d&#39;eau. Un espacement correct de ces stomates est essentielle à leur fonction et leur développement suit une séquence de division asymétrique et les étapes de différenciation des cellules pour produire de l&#39;épiderme organisé (Fig. 1). Ce protocole permet l&#39;observation des cellules et des protéines de l&#39;épiderme pendant plusieurs jours de développement. Ce laps de temps permet une documentation précise des cellules souches divisions et la différenciation des cellules épidermiques, y compris les stomates et des cellules épidermiques de la chaussée. Protéines fluorescentes peuvent être fusionnés à des protéines d&#39;intérêt pour évaluer leur dynamique au cours de la division cellulaire et les processus de différenciation. Cette technique nous permet de comprendre la localisation d&#39;une protéine nouvelle, POLAR 6, pendant la phase de prolifération des cellules de la lignée des stomates en eépiderme cotylédon e Arabidopsis, où il est exprimé dans les cellules précédant les événements de la division asymétrique et se déplace vers une zone caractéristique du cortex cellulaire se produit peu de temps avant la division. Les images peuvent être enregistrées et vidéo simplifié facilement produit en utilisant un logiciel du domaine public de visualiser la localisation des protéines dynamique et types cellulaires comme ils changent au fil du temps.

<html> Un ensemble de points dans le temps informatifs recueillies par cette méthode est illustré à la figure 3. Les membranes cellulaires sont étiquetés avec DP (h-rb) et la GFP est fusionnée à la protéine POLAR sous son promoteur natif (POLAR POLAR ::-GFP) 6 A l&#39;échelle de temps de 30 minutes, nous voyons des divisions cellulaires, ainsi que les changements dans la localisation des protéines qui les ont précédés. Divisions cellulaires asymétriques sous la forme lignée des stomat...

Nous décrivons un protocole utilisant des lames de chambre et des médias pour immobiliser cotylédons des plantes pour l&#39;imagerie confocale de l&#39;épiderme pendant plusieurs jours de développement, la documentation différenciation des stomates. Protéines fluorophore-marqués peuvent être suivis de manière dynamique par l&#39;expression et la localisation subcellulaire, accroître la compréhension de leurs rôles possibles lors de la division cellulaire et la différenciation de type.

À long terme, à haute résolution d&#39;imagerie confocal Time Lapse d&#39;<em&gt; Cotylédon Arabidopsis</emEpiderme&gt; cours de germination

L'imagerie in vivo de la dynamique du comportement cellulaire tout au long d'une séquence développementale peut constituer une technique puissante pour comprendre la mécanique des tissus...

L'objectif de l'expérience suivante est de visualiser les premiers événements du développement épidermique après la germination des graines au niveau cellulaire. Cela est réalisé en premier lieu en retirant l'enveloppe de la graine afin de permettre une observation claire des kosin, puis en montant les kosin sous une couche de milieu agaré qui les immobilise et soutient leur développement. Ensuite, une imagerie en temps réel est effectuée pendant plusieurs jours afin d'observer la croissance et la division des cellules épidermiques in vivo.Des résultats ont été obtenus, montrant une expression génique dynamique et une localisation protéique basée sur la fluorescence visible. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que les images fixes de coloration Gus ou les fusions GFP, est qu'elle permet d'observer le mouvement dynamique des protéines au cours de la division cellulaire et de la différenciation. Les graines d'Arabidopsis utilisées pour cette expérience sont stérilisées dans une solution de stérilisation composée de 33 % d'eau de Javel ménagère et de 0,1 % de Triton X-100 ; placer les graines portant les constructions rapporteuses fluorescentes et les génotypes souhaités dans un tube de 1,7 millilitre et ajouter un millilitre de solution de stérilisation, puis incuber sur un agitateur pendant 15 minutes.Dans une hotte stérile, utilisez une pipette pour retirer la solution de stérilisation du tube en laissant les graines à l’intérieur. Rincez avec un millilitre d’eau stérile. Répétez l’opération quatre fois après le quatrième rinçage.Incuber à quatre degrés Celsius pendant deux jours ou plus. Pour préparer le milieu pour lame à chambre, mélanger 20 millilitres d'une solution à 0,5 % de bacto-agar dans l'eau dans un flacon de 200 millilitres et chauffer au micro-ondes jusqu'à dissolution. Faire attention lors de l'ébullition de la solution.Chauffer la solution à environ 60 degrés Celsius. Une solution trop chaude ou appliquée trop rapidement pourrait faire fondre la colle ou fissurer le verre de la lame à chambre. Lorsque la solution d'agar est suffisamment refroidie, prélever un millilitre à l’aide d’une pipette et l’appliquer lentement sur le verre de couverture à l’intérieur de la lame à chambre immédiatement.Ajoutez un deuxième millilitre de solution d'agar. Le milieu d'agar doit maintenant recouvrir complètement le fond de la lame à chambre. Ce milieu minimal est suffisant pour soutenir le développement d'un oléine végétal, qui contient des nutriments stockés pour quatre à cinq jours, en maintenant l'humidité et en permettant la diffusion des gaz.Placer la lame avec la chambre couverte sur le plan de travail. Pour commencer cette procédure, retirer le tube de graines stériles du stockage à quatre degrés Celsius. Placer une feuille de papier essuie-tout sur la platine d'un microscope stéréoscopique, l'humidifier avec de l'eau et l'ajuster pour obtenir une surface lisse.Le tissu sert à stabiliser les graines pendant la dissection. À l’aide d’une pipette, déposer de 20 à 30 graines du tube sur le tissu, en prenant soin de les placer dans le champ de vision du microscope stéréoscopique. La dissection du co leadin constitue l’aspect le plus difficile de cette procédure.Utiliser un faible grossissement et des pinces fines, tout en faisant très attention, permettra d'assurer une dissection réussie. À l'aide de pinces fines, retirer soigneusement l'enveloppe du tégument du plantule à l'intérieur ; les deux téguements, interne et externe, doivent être enlevés. Ensuite, utiliser un scalpel pour détacher le cotylédon de l'hypocotyle et du radicule.Il est utile d'enlever l'hypocote et le radicule pour l'imagerie, car s'ils sont intacts, l'hypocote s'alignera et s'allongera de manière importante. En déplaçant le Koss Leadin hors du champ de vision du laps de temps, maintenir le cos leadin disséqué immergé dans l'eau. Répéter la dissection des graines jusqu'à ce que le nombre souhaité d'Olean soit atteint.15 à 20 dissections réussies sont recommandées avant de monter l'olean sur la lame à cavité. Pour préparer la lame à cavité pour le montage du cotan, utilisez une petite lamelle pour découper le milieu gélosé et soulever l'ensemble de la couche depuis la base en verre de la chambre. Transférez à l’aide d’une pipette le cotan disséqué, avec un minimum d’eau, depuis le tube de maintien vers la chambre.Faites glisser sous la couche d'agar soulevée. Abaissez délicatement l'agar sur les sédiments. S'il y a un excès d'eau, absorbez-le avec un mouchoir en papier.Veiller à ne pas perturber les sédiments une fois le montage terminé. Les échantillons ne doivent plus bouger facilement. Poser la lame couvre-objet sur la lame à chambre et transférer la lame sur la platine du microscope.Avant l’imagerie, configurez le microscope confocal inversé pour visualiser le fluorophore souhaité. Les paramètres du LSM 700 prévoient une excitation de la GFP à 488 nanomètres et une collecte avec un filtre passe-bande de 440 à 530 nanomètres, ainsi qu’une excitation de la RFP à 555 nanomètres et une collecte.Avec un filtre passe-bande de 570 à 610 nanomètres et un objectif de 20 fois. Mettez au point sur l'entrée ACO et déplacez l'objectif au centre de la chambre. En mode acquisition, réduisez le zoom à 0,5 et la taille de l'image à 48 sur 48 pixels.Sélectionnez la case à cocher positions et numérisez l'image d'aperçu, puis augmentez les nombres de tuiles horizontales et verticales de 30 à 35. Cliquez sur le bouton de numérisation pour commencer la numérisation. Lorsque la numérisation est terminée, cliquez sur le bouton positions sous l'onglet dimensions et placez les réticules croisés à chaque extrémité du cordon pour observer.Examinez les spécimens montés à la recherche de dommages. Supprimez les positions correspondant aux coss leadin endommagés afin de ne conserver que les spécimens appropriés pour l'imagerie. Ensuite, configurez une série en Z englobant l'épiderme des coss leadin de tous les échantillons.Cliquez sur la case à cocher Zack. Sélectionnez chaque position dans la liste des positions, puis cliquez sur le bouton déplacer vers. Placez le focus sur le plan le plus superficiel du plomb cos dans l'épiderme et cliquez sur le bouton définir premier sous Zack.Se concentrer sur la position la plus basse à laquelle l'épiderme est visiblement utile. Puis cliquer sur le bouton définir comme dernière. Cliquer sur le bouton situé à côté de optimal, qui indique l'épaisseur optimale de coupe Z à régler.Vérifiez chaque entrée kos afin de confirmer que ces paramètres incluent tous les échantillons. Les paramètres Z ne peuvent pas être définis pour des positions individuelles. Dans le logiciel Zen 2009 utilisé ici, configurez des séries temporelles avec une résolution souhaitée et des intervalles de durée de 15 à 30 minutes pendant trois jours, ce qui s'avère efficace pour l'étude de la dynamique protéique lors de la division cellulaire épidermique, mais les intervalles peuvent être modifiés selon les besoins.Cliquez sur la case à cocher série temporelle dans l'ensemble des cycles de séries temporelles pour le nombre d'images souhaité en saisissant dans le champ de texte l'intervalle défini à 30 et utilisez le menu déroulant pour sélectionner MIN afin de démarrer la numérisation multiposition XY, ZT ; modifiez la taille de l'image à la résolution souhaitée et démarrez l'expérience. Notez que le nombre de positions doit être limité par les spécifications de numérisation. Si la durée totale de numérisation est supérieure à l'intervalle souhaité, les points temporels ne seront pas corrects.À l’aide de ce système, un maximum de six positions simultanées est possible lors de l’imagerie de GFP et de RFP sur 59 coupes Z à intervalles de 30 minutes. Un exemple de série de points temporels informatifs acquis avec cette méthode est présenté ici. Les membranes cellulaires sont marquées avec RFP et GFP fusionnées à une protéine polaire sous son promoteur natif.Les images de la série A montrent que la GFP polaire apparaît initialement uniformément répartie, puis environ deux heures avant les divisions asymétriques indiquées par des flèches. La GFP polaire se sépare du site de l’OID méistère naissant dans la série B, suite à la première division asymétrique indiquée par la flèche à 47 heures. La GFP polaire disparaît dans les deux cellules.Le mérisoïde implique une transition rapide vers l'état de cellule mère des cellules de garde ; la cellule mère des cellules de garde, indiquée par l'astérisque, se divise de manière symétrique et se différencie pour former les cellules de garde stomatiques, tandis que la cellule cysto retrouve une expression polaire de la GFP, probablement en prévision d'une division asymétrique ultérieure. On observe ici une vidéo simplifiée et alignée montrant la localisation polaire de la GFP durant l'amplification et la mise en espacement d'une cellule précurseur stomatique. Initialement, la GFP polaire apparaît de façon uniforme dans la cellule 39 heures après la germination.Elle se polarise fortement juste avant une division à 40 heures, plaçant une petite cellule fille à l'extrémité opposée de la cellule. La cellule plus grande située à droite retrouve également son identité de lignée stomatique et, à 45 heures, la localisation de Polar GFP se déplace adjacente au précurseur stomatique. La division survenue à 47 heures produit un nouveau stéroïde à droite, orienté vers l'extérieur par rapport au méristoïde existant situé à gauche, issu du premier méristoïde.Le résultat final est deux stomates séparés par une cellule. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'utiliser un enregistrement temporel prolongé d'une graine en cours de germination pour évaluer l'expression génique et la localisation des protéines dans l'épiderme au cours du développement.

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