Name: Méthodes denregistrement multi-unités pour caractériser lactivité neuronale dans le Criquet ( Schistocerca americana Circuits olfactifs) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-01-25T12:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 13 s
Description: Découvrez les méthodes d'enregistrement multi-unités pour caractériser l'activité neuronale odorante dans les circuits olfactifs du criquet Schistocerca americana. Ces techniques d'électrophysiologie avancent la compréhension des mécanismes neuronaux sensoriels.

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Les auteurs tiennent à remercier les personnes suivantes pour le financement de ces travaux: généreux fonds de démarrage du département de génie biomédical à l&#39;Université de Washington, un Centre McDonnell pour Systems Neuroscience subvention, un Office of Naval Research subvention (Grant #: N000141210089) à BR

1. Préparation d&#39;odeur et de livraison <ol><li> Des solutions diluées d&#39;odeurs dans une huile minérale en volume pour obtenir le niveau de concentration désiré. Stocker un mélange 20 ml d&#39;huile minérale et la matière odorante dans une bouteille en verre 60 ml. Insérer deux aiguilles de seringue dans un bouchon en caoutchouc (calibre 19), une au fond et l&#39;autre par le haut, pour fournir une entrée et une ligne de sortie. Placer la bouteille en verre avec bouchon en caoutchouc et ce attachent une coutume conçue filtre à charbon actif à la ligne d&#39;entrée (figure 1A). </li><li> Le filtre à charbon est faite en utilisant deux 6 seringues ml. Couper les seringues en deux et jetez l&#39;extrémité du piston. Remplir chacune des pièces restantes avec du coton et du charbon actif avant de les raccorder ensemble à l&#39;aide d&#39;un tube thermorétrécissable. </li><li> Connecter la ligne de sortie de la bouteille d&#39;odeur (en utilisant des tubes de polyéthylène, ID 0,86 mm) sur le tube en matière plastique (tubes Nalgene FEP, ID 5,8 mm) qui fournit un débit d&#39;air constant à travers l&#39;antenne (figure 1B </strong&gt;). </li><li> Liaison directe carbone-filtré, l&#39;air déshumidifié (gaz porteur; débit, 0,75 L / min) en direction de la sauterelle l&#39;aide d&#39;un tube en plastique placé à l&#39;intérieur de quelques centimètres de l&#39;antenne acridienne. </li><li> Pour la stimulation de l&#39;odeur, de déplacer un volume constant (0,1 l / min) de l&#39;espace de tête statique au-dessus de la solution d&#39;odeur dans la bouteille. Ce résultat est obtenu par injection d&#39;une quantité égale d&#39;air déshumidifié dans la bouteille à l&#39;aide d&#39;une pompe à Pico (WPI, PV-820). Les vapeurs de la bouteille d&#39;odeur sont dirigés à travers la conduite de sortie sur le tube d&#39;air (figure 1B). </li><li> Retirez les vapeurs odorantes livrés en plaçant un entonnoir vide ~ 10 cm derrière l&#39;antenne acridienne. </li></ol> 2. Préparation d&#39;antenne criquet pèlerin dans l&#39;enregistrement sensille unique <ol><li> Sélectionnez un criquet jeunes adultes des deux sexes avec cuisine entièrement pousser des ailes, mais avant l&#39;étape de l&#39;accouplement d&#39;une colonie surpeuplée. Pour limiter la sauterelle, d&#39;abord amputer ses jambes. Sceller les sites d&#39;amputation avec de la colle tissulaire (Vetbond, 3M). T sécuriséil criquets dans une chambre spécialement conçu à l&#39;aide d&#39;un petit morceau de ruban électrique drapé autour de son thorax (figure 2A). </li><li> Sous un microscope de dissection, faire un sillon peu profond dans la plate-forme de cire (figure 2A) pour l&#39;installation des antennes. Placer l&#39;antenne dans la rainure et de la stabiliser à l&#39;aide de cire batik aux deux extrémités de l&#39;antenne (figure 2B; une electrowaxer est utilisée pour faire fondre la cire). </li><li> Insérez une électrode de masse (fil d&#39;argent chloruré) dans le thorax (~ 1 cm de la tête). Utiliser de la cire batik à la fois le sceau de l&#39;endroit de l&#39;incision et maintenir le fil de masse en place (figure 2A). </li></ol> 3. Enregistrement sensille unique pour surveiller odeur évoqués réponses des neurones récepteurs olfactifs (ORNs) <ol><li> Placez l&#39;antenne criquets stabilisée sous un stéréomicroscope (Leica M205C) sur une table isolation contre les vibrations (TMC) (figure 3A). Assurez-vous que la base de la sensille enregistrement est évidentment visible (figure 3B). </li><li> Utilisez un extracteur micropipette (Sutter P-1000) pour fabriquer des électrodes de verre (impédance 3-10 MQ lorsqu&#39;il est rempli de solution saline criquets 9, um Embout de diamètre 1-3) à l&#39;aide d&#39;un tube capillaire en verre de borosilicate (OD 1,2 mm, 0,69 mm ID). </li><li> Placer l&#39;électrode de verre dans un support micropipette qui est attaché à un micromanipulateur motorisé (Sutter MP-285). Insérez doucement l&#39;électrode dans la base d&#39;un sensille (figure 3B). Notez que chaque sensille peut contenir 3-50 ORNs des criquets 10. </li><li> Amplifier le signal (10.000 fois) à l&#39;aide d&#39;un amplificateur à courant alternatif (Grass P-55). Filtrer le signal entre 0,3 à 10,0 kHz et d&#39;acquérir à un taux d&#39;échantillonnage de 15 kHz (figure 3D) en utilisant un système d&#39;acquisition de données (LabView, PCI-MIO-16E-4 cartes d&#39;acquisition de données; National Instruments). </li></ol> 4. Procédure Dissection criquet pèlerin dans l&#39;lobe antennaire et enregistrements corps pédonculé <ol><li> Suivez le restrainiprocédures ng tel que décrit dans la section 2.1. Placez la sauterelle dans une chambre de mesure conçu comme le montre la figure 4A et B. </li><li> Pour perfuser une solution saline pendant et après la procédure de dissection, de construire une tasse de cire autour de la tête acridienne. La coupe de la cire doit commencer juste au-dessus des parties de mâchoire, et s&#39;étendent au-delà des yeux composés englobant la zone située entre les deux antennes comme représenté sur la figure 4C. </li><li> Pour permettre à l&#39;antenne de passer à travers la coupe de la cire, de créer de petits tunnels sur les deux côtés à l&#39;aide de plastique (polyéthylène) tube (5 mm de long, 0,86 mm ID). Assurez-vous que le tuyau en plastique peut glisser à travers la coupelle de cire. Celle-ci est obtenue en utilisant un joint en caoutchouc qui s&#39;enroule fermement autour du tube en matière plastique, mais est fixé à la cire tasse (figure 4C). </li><li> À l&#39;aide de résine époxy, fixer la base de l&#39;antenne à l&#39;extrémité inférieure du tube en matière plastique. Cette étape permet de s&#39;assurer que les antennes sont maintenus en place même après l&#39;entourecuticule est retiré. </li><li> Maintenez la tasse de cire remplis de solution saline 9 de ce point en avant. Commencer par enlèvement d&#39;une région rectangulaire centrale entre les deux antennes (le côté plus long du rectangle aligné avec l&#39;axe antéro-postérieur). Par la suite, enlever la cuticule dans les régions voisines sans déranger les yeux composés et les cuticules à la base de l&#39;antenne (figure 4D). </li><li> En utilisant des pinces fines, retirer délicatement les sacs aériens et des organismes de graisse entourant le cerveau. A la fin de cette étape, le cerveau antiacridienne doit être clairement visible (figure 4D). On notera que les régions du cerveau qui traitent l&#39;information olfactive (avec pigmentation jaune clair) sont situés entre les deux antennes. </li><li> Dans l&#39;intestin criquets passe sous le cerveau et le long de la longueur du corps. Pour empêcher le mouvement de l&#39;intestin à partir de potentiellement déstabilisant la préparation, tirez doucement sur l&#39;intestin antérieur et le couper à l&#39;aide de ciseaux fins. Faire une petite incision dans l&#39;abdomen, justeau-dessus du rectum et retirer l&#39;intestin en tirant le gros intestin avec des pinces grossières. Pour éviter une fuite de solution saline, attachez l&#39;abdomen juste avant l&#39;incision avec des fils de suture. </li><li> Utiliser une petite plate-forme constitué d&#39;un fil mince revêtu d&#39;une fine couche de cire pour élever le cerveau et la stabiliser au cours de l&#39;électrophysiologie 11 comme représenté sur la Figure 4D. </li><li> Le cerveau d&#39;insecte est recouvert d&#39;une gaine isolante mince qui doit être éliminée avant les expériences. Pour desheath le cerveau, écartez doucement une petite quantité d&#39;une enzyme (0,3-0,4 mg de protéase, Sigma Aldrich) sur la surface du cerveau à l&#39;aide de pinces fines 9. Après s ~ 5-10 enzyme d&#39;application, laver soigneusement le cerveau avec une solution saline. Utilisation ultra-fines pinces très doucement pincer et tirer la gaine et ensuite déchirer l&#39;ouvrir sur les lieux d&#39;enregistrement (AL et MB; montré dans la figure 4E, F). </li></ol> 5. Multi-unit enregistrements du lobe antennaire etle Conseil de champignons <ol><li> Placez la préparation criquets (figure 5A) sous un stéréomicroscope suspendu à un pied perche placée sur une table isolation contre les vibrations. </li><li> Maintenir un taux de perfusion constante de solution saline (environ 0,04 L / h) tout au long de l&#39;expérience. Utilisez un fil d&#39;argent chloruré immergé dans la tasse de cire rempli de solution saline dans l&#39;électrode de masse. </li><li> Pour les enregistrements PN, utiliser un 16-canal en silicium sonde (Technologies NeuroNexus, article # a2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, figure 5B). Avant chaque expérience, la galvanoplastie les électrodes d&#39;or pour atteindre impédances dans la gamme 200-300 kW. Utilisez le circuit représenté sur la figure 7 pour la galvanoplastie. </li><li> Placez l&#39;électrode près de la surface du lobe antennaire et doucement l&#39;insérer dans le tissu à l&#39;aide d&#39;un micromanipulateur manuel (WPI, M3301R) (figure 5D). </li><li> Avancer l&#39;électrode dans ~ 10 étapes um. Attendez 2-3 min à chaque étape et d&#39;évaluer l&#39;acquisitionla qualité du signal d. Dans un site d&#39;enregistrement idéal, les signaux extracellulaires sera repris par plusieurs canaux d&#39;enregistrement et aura un fort rapport signal sur bruit (SNR&gt; 3-5 fois le bruit DS). </li><li> Pour les enregistrements KC, utilisez une tétrode sur mesure torsadée (figure 5C; procédé de fabrication étape par étape présentée dans la section 6). Galvanoplastie ces électrodes comme indiqué à l&#39;étape 5.3. Placez la tétrode sur la surface de la MB (figure 5E) comme KC somata sont limitées à la couche superficielle de la MB 8. </li><li> Les deux PN et enregistrements KC peut être faite en même temps de la préparation criquets comme représenté schématiquement sur ​​la figure 5A. </li><li> Attendre au moins 15 minutes après avoir trouvé l&#39;emplacement d&#39;enregistrement pour permettre la stabilisation des électrodes. </li><li> Acquérir tous les signaux extracellulaires à 15 kHz, filtre entre 0,3 à 6 KHz, et amplifier (10000 fois) en utilisant un amplificateur à 16 canaux AC (Biologie Electronics Boutique, Caltech, Pasadena, CA) (La figure 6A, B). </li></ol> 6. Procédures pour rendre fil-électrode Twisted pour les enregistrements KC <ol><li> Pour concevoir une électrode multi-unités pour les enregistrements KC, utilisez un fil isolé nickel-chrome (RO800, 0,0005 &quot;filament) 8. </li><li> Si huit électrodes sont souhaitées, puis enrouler le fil autour d&#39;un morceau de 10-15 cm de long sur carton 4 fois. Les extrémités du carton peut être recouverte avec un tube en matière plastique pour éviter que les bords de coupe du fil. Bien emballage, assurez-vous il ya peu de jeu, mais faire en sorte que le fil n&#39;est pas tendu. Manipuler le fil avec précaution car il se casse facilement. </li><li> Bunch les fils ensemble en haut du carton et utiliser un morceau de ruban adhésif (bande du temps, T-534-RP) pour les maintenir ensemble. Couper les brins à l&#39;autre extrémité. Retirer les brins de fil et les fils du groupe à l&#39;extrémité coupée et une autre pièce à l&#39;aide de la bande. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un titre Agitateur de plaque (Thermo Scientific, Modèle 4625Q), le vent les brins ensemble (~ 72 tr / min pendant 3min) pour former un fil torsadé. Le fond des brins enregistrées peuvent être coupés à la plaque de rotor titre et le haut peut être fixé à un pied perche. Pendant le bobinage, le fil doit avoir peu de mou, mais ne pas être tendu. </li><li> Faire fondre l&#39;isolation avec un pistolet à air chaud (Weller 6966C) pour coller les brins ensemble et forment un seul fil. 3-4 passes lentes (3-4 sec pièce) sur la longueur du fil doit être suffisante pour chauffer et fondre les brins ensemble. Relâchez ensuite le fil du bas et lui permettre de se détendre. Coupez le fil près des extrémités pour retirer la cassette. </li><li> Insérer une extrémité du fil à travers un tube de verre 5-6 cm de long, capillaire (OD 1,0 mm, 0,58 mm ID). Démêler le fil torsadé à une extrémité à l&#39;aide des pinces fines et retirer le revêtement en très brièvement le feu à la fin à l&#39;aide d&#39;une flamme. Cette étape doit être effectuée avec soin; exposer le fil à la flamme pendant trop longtemps entraîne les fils pour faire fondre et sans enchevêtrement. </li><li> Séparez délicatement les 8 brins à l&#39;extrémité d&#39;une flambéee à souder chaque brin séparément dans une prise à 8 broches IC. Manteau de la partie supérieure de la douille IC avec un époxy pour tenir les fils de verre et capillaire en place. Également placer une petite goutte d&#39;époxy à l&#39;autre extrémité du capillaire pour maintenir le fil en place (Figure 5C). </li><li> Enfin, couper le bout du fil à un angle de 45 degrés avec des ciseaux carbure d&#39;environ 0,5 cm de l&#39;extrémité du capillaire. </li></ol>

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Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Stimuli sensoriels les plus évoquer des réponses combinatoires qui sont distribués sur des ensembles de neurones. Par conséquent, la surveillance simultanée de plusieurs neurones activité est nécessaire de comprendre comment relance des informations spécifiques sont représentées et traitées par des circuits neuronaux dans le cerveau. Ici, nous avons démontré extracellulaires techniques d&#39;enregistrement à logements multiples pour caractériser les odeurs réponses évoquées au cours des trois premiers centres de traitem...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Equipement d&#39;électrophysiologie </td></tr><tr><td> AC amplificateur </td><td> GRASS </td><td> Modèle P55 </td><td> pour les enregistrements sensille unique </td></tr><tr><td> Audio moniteur (modèle 3300) </td><td> Systèmes AM </td><td> 940000 </td><td></td></tr><tr><td> Custom-made 16 canaux pré-amplificateur et amplificateur </td><td> Californie Tech. Biologie Electronics Boutique </td><td></td><td> pour les enregistrements et AL MB </td></tr><tr><td> Unité d&#39;acquisition de données </td><td> National Instruments </td><td> BNC-2090 </td><td></td></tr><tr><td> Éclairage à fibres optiques </td><td> WPI </td><td> SI-72-8 </td><td> &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> Source lumineuse 115 V </td><td> WPI </td><td> NOVA </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipulateur Manuel </td><td> WPI </td><td> M3301R </td><td> pour les enregistrements du cerveau criquets </td></tr><tr><td> Stereomicroscope1 sur la perche </td><td> Leica </td><td> M80 </td><td> pour les enregistrements du cerveau criquets </td></tr><tr><td> Stereomicroscope2 </td><td> Leica </td><td> M205C </td><td> pour les enregistrements sensille unique </td></tr><tr><td> Vibrations isolement de table </td><td> TMC </td><td> 63-500 série </td><td></td></tr><tr><td> Micromanipulateur motorisé </td><td> Sutter Instruments </td><td> MP285 / T </td><td></td></tr><tr><td> Oscilloscope </td><td> Tektronix </td><td> TD2014B </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Électrodes / Outils de Construction &lt;/ Td&gt; </tr><tr><td> 16-canal électrode </td><td> NeuroNexus </td><td> A2x2-tet-3mm-150-121 </td><td> pour les enregistrements lobe antennaire </td></tr><tr><td> Borosilicate tubes capillaires à filament, ID 0,69 mm </td><td> Sutter Instruments </td><td> BF120-69-10 </td><td> pour la fabrication d&#39;électrodes de verre </td></tr><tr><td> Micropipette extracteur </td><td> Sutter Instruments </td><td> P-1000 </td><td></td></tr><tr><td> Générateur de fonction </td><td> Multimètre Entrepôt </td><td> SG1639A </td><td> pour surréglementation électrodes </td></tr><tr><td> Solution de placage d&#39;or (non cyanure) </td><td> SIFCO Industries </td><td> NC SPS 5355 </td><td></td></tr><tr><td> Testeur d&#39;impédance </td><td> BAK Electronics Inc </td><td> IMP-2 </td><td> pour surréglementation électrodes </td></tr><tr><td> Commutateur rotatif </td><td> Electroswitch </td><td> C7D0123N </td><td> de l&#39;or-jélectrodes ating </td></tr><tr><td> Pulse isolateur </td><td> WPI </td><td> A365 </td><td> pour surréglementation électrodes </td></tr><tr><td> Porte-électrode Q série </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-1091 </td><td></td></tr><tr><td> Fil d&#39;argent 0,010 &quot;de diamètre </td><td> Systèmes AM </td><td> 782500 </td><td> électrode de masse </td></tr><tr><td> 8 broches DIP IC socket </td><td> Digikey </td><td> ED90032-ND </td><td></td></tr><tr><td> Borosilicate tubes capillaires à filament, ID 0,58 mm </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0787 </td><td> torsadée construction tétrode fil </td></tr><tr><td> Pistolet à air chaud </td><td> Weller </td><td> 6966C </td><td></td></tr><tr><td> Rediohm-800 fil </td><td> Kanthal Precision Technologies </td><td> PF002005 </td><td></td></tr><tr><td> Titre Agitateur de plaque </td><td> ThermoScientifique </td><td> 4625Q </td><td> fils de torsion </td></tr><tr><td> Ciseaux Carbure, 4,5 &quot; </td><td> Recherche biomédicale Instr </td><td> 25-1000 </td><td> pour la coupe de fils torsadés tétrode </td></tr><tr><td> Pince à épiler à pointe fine </td><td> HECO </td><td> 91-EF5-SA </td><td> pour les fils tétrode taquiner dehors </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Livraison odeur </td></tr><tr><td> 6 ml seringue </td><td> Kendall </td><td> 1180600777 </td><td> spécialement conçu pour filtre à charbon actif </td></tr><tr><td> Bouteilles d&#39;odeur Brown </td><td> Pêcheur </td><td> 08-912-165 </td><td></td></tr><tr><td> Charbon de bois </td><td> <a href="http://BuyActivatedCharcoal.com" target="_blank">BuyActivatedCharcoal.com</a> </td><td> GAC-48C </td><td></td></tr><tr><td> Déshydratant </td><td> Drierite </td><td> 23005 </td><td></td></tr><tr><td> Drierite gaz de séchage pot </td><td> Fischer Scientific </td><td> 09-204 </td><td></td></tr><tr><td> Tubes thermorétrécissables </td><td> 3M </td><td> EPS-200 </td><td> préparation filtre à odeurs </td></tr><tr><td> Moyeu en aluminium aiguille hypodermique, de calibre 19 </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td> pour fournir des lignes d&#39;entrée et de sortie pour les bouteilles d&#39;odeur </td></tr><tr><td> Huile minérale </td><td> Produits chimiques Mallinckrodt </td><td> 6357-04 </td><td> dilution de l&#39;odeur </td></tr><tr><td> Nalgene tubes en plastique, 890 FEP </td><td> Thermo Scientific </td><td> 8050-0310 </td><td> pour la livraison de gaz porteur </td></tr><tr><td> Pneumatique picopump </td><td> WPI </td><td> sys-pv820 </td><td> pour la livraison d&#39;odeur </td></tr><tr><td> Tube ID polyéthylène 0,86 mm </td><td> Intramedic </td><td> 427421 </td><td> l&#39;odeur bouteille sortie de connections et des tubes profusion solution saline </td></tr><tr><td> Échec </td><td> Lab pur </td><td> 97041 </td><td> pour assurer l&#39;étanchéité des bouteilles d&#39;odeur </td></tr><tr><td> La durée de bande </td><td> PDC </td><td> T-534-RP </td><td></td></tr><tr><td> Tubes Luer </td><td> Cole-Parmer </td><td> 30600-66 </td><td></td></tr><tr><td> Tube à vide </td><td> McMaster-Carr </td><td> 5488K66 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Préparation / Dissection </td></tr><tr><td> 100 x 15 mm boîte de Pétri </td><td> VWR International </td><td> 89000-304 </td><td></td></tr><tr><td> 18 AWG toronné en cuivre </td><td> Lapp Kabel </td><td> 4510013 </td><td> isolation des fils est utilisé comme joints en caoutchouc </td></tr><tr><td> 22 AWG branchement brin </td><td> Alphawire </td><td> 1551 </td><td> cerveauplate-forme </td></tr><tr><td> Batik cire </td><td> Jacquard </td><td> 7946000 </td><td></td></tr><tr><td> Cire dentaire périphérie </td><td> Henry Schein </td><td> 6652151 </td><td></td></tr><tr><td> Electrowaxer </td><td> Almore international </td><td> 66000 </td><td></td></tr><tr><td> Epoxy, 5 min </td><td> Permatex </td><td> 84101 </td><td></td></tr><tr><td> Moyeu en aluminium aiguille hypodermique </td><td> Kendall </td><td> 8881-200136 </td><td></td></tr><tr><td> Protéase de Streptomyces griseus </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P5147 </td><td> pour dégainage cerveau criquets </td></tr><tr><td> Fil de suture non stérile </td><td> Pêcheur </td><td> NC9087024 </td><td> pour attacher l&#39;abdomen après l&#39;élimination intestinale </td></tr><tr><td> Vetbond </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td><td> pour assurer l&#39;étanchéité amputation des sites </td></tr><tr><td> Dumont # 1 pince (grossier) </td><td> WPI </td><td> 500335 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont n ° 5 de titane forceps (fin) </td><td> WPI </td><td> 14096 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont # 5SF forceps (super fine) </td><td> WPI </td><td> 500085 </td><td> dégainage cerveau criquets </td></tr><tr><td> 10 cm dissection ciseaux </td><td> WPI </td><td> 14393 </td><td> de suppression de pattes et les ailes </td></tr><tr><td> Ciseaux Vannas (fin) </td><td> WPI </td><td> 500086 </td><td> pour enlever les cuticules, coupe l&#39;intestin antérieur </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Profusion Saline </td></tr><tr><td> Kit d&#39;extension avec régulateur de débit </td><td> Moore Medical </td><td> 69136 </td><td> pour réguler l&#39;écoulement salin </td></tr><tr><td> Administration IV réglé avecSite d&#39;injection Y </td><td> Moore Medical </td><td> 73190 </td><td> pour réguler l&#39;écoulement salin </td></tr></tbody></table>

méthodes d&#39;enregistrement multi-unités pour caractériser l&#39;activité neuronale dans le criquet (<em&gt; schistocerca americana</em&gt; circuits olfactifs)

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Détection et interprétation des signaux olfactifs sont essentiels pour la survie de nombreux organismes. Remarquablement, les espèces à travers phylums ont étonnamment semblables systèmes olfactifs qui suggère que l&#39;approche biologique pour la détection chimique a été optimisé au fil du temps l&#39;évolution 1. Dans le système olfactif des insectes, agents odorants sont transduites par les neurones récepteurs olfactifs (ORN) à l&#39;antenne, qui convertit les stimuli chimiques dans des trains de potentiels d&#39;action. La stimulation sensorielle des ORNs est ensuite relayée à l&#39;lobe antennaire (AL; une structure analogue au bulbe olfactif des vertébrés). Dans l&#39;AL, représentations neuronales des odeurs prendre la forme de schémas spatio-temporels de tir répartis dans des ensembles de neurones principaux (PNS; aussi appelé neurones de projection) 2,3. La sortie AL est ensuite traitée par des cellules de Kenyon (KCS) dans le corps de champignon aval (MB), une structure associée à la mémoire et de l&#39;apprentissage olfactif 4,5. Sone, nous présentons les techniques d&#39;enregistrement électrophysiologiques pour contrôler les odeurs évoquées réponses neuronales dans ces circuits olfactifs. Tout d&#39;abord, nous présentons une méthode unique d&#39;enregistrement sensille pour étudier les odeurs réponses évoquées au niveau des populations de ORNs 6,7. Nous discutons de l&#39;utilisation de pipettes en verre remplis de solution saline aiguisés comme des électrodes pour surveiller les réponses extracellulaire RRO. Ensuite, nous présentons une méthode pour surveiller les réponses extracellulaire PN en utilisant un spot publicitaire de 16 canaux électrode 3. Une approche similaire en utilisant une tétrode sur mesure fil 8-channel torsadée est démontré pour les cellules de Kenyon enregistrements 8. Nous fournissons des détails de notre dispositif expérimental et présentent des traces d&#39;enregistrement représentatifs de chacune de ces techniques.

Réponses aux odeurs évoquées d&#39;une ORN unique à deux alcools différents sont présentés dans la figure 3D. Selon le lieu d&#39;enregistrement (type sensilles, le placement de l&#39;électrode) à unités multiples enregistrements peuvent être réalisés. Une forme d&#39;onde brute extracellulaire partir d&#39;un enregistrement AL est illustré à la figure 6A. Les potentiels d&#39;action ou les pics d&#39;amplitudes variables provenant de différentes unités de r...

Nous démontrons variations de la technique d&#39;enregistrement multi-unité extracellulaire de caractériser les odeurs réponses évoquées dans les trois premières étapes de la voie olfactive invertébrés. Ces techniques peuvent être facilement adaptés pour examiner l&#39;activité d&#39;ensemble dans d&#39;autres systèmes neuronaux ainsi.

Méthodes d&#39;enregistrement multi-unités pour caractériser l&#39;activité neuronale dans le Criquet (<em&gt; Schistocerca americana</em&gt; Circuits olfactifs)

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

L’objectif global de cette procédure est d’enregistrer l’activité neuronale multi-unités révoquée par l’odeur des trois premiers centres de traitement du signal de la voie olfactive de l’insecte. Pour ce faire, il suffit d’abord de retenir un criquet dans une chambre conçue sur mesure et de stabiliser l’une de ses antennes pour les enregistrements électrophysiologiques. La deuxième étape consiste à fabriquer une micro-électrode en verre et à l’insérer à la base d’un soleil pour surveiller les réponses évoquées par les odeurs.Ensuite, pour enregistrer l’activité neuronale du cerveau de sauterelle. Une procédure de dissection en plusieurs étapes est suivie pour exposer le tissu neural, qui traite l’entrée des neurones sensoriels olfactifs. La dernière étape consiste à placer correctement les réseaux de multi-électrodes pour enregistrer l’activité neuronale de l’ensemble du lobe du criquet et de l’antenne et du corps du champignon.En fin de compte, les méthodes d’enregistrement extracellulaire démontrées ici sont utilisées pour caractériser les réponses évoquées par les odeurs dans les trois premiers centres de traitement le long de la voie olfactive des insectes. Bien que cette métho

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Multiélectrodes array (MEA) enregistrements fournissent une méthode pour étudier l'activité électrique des grandes populations de neurones. Ici, nous présentons les détails d'une préparation de la MEA pour enregistrer à partir de l'épithélium de souris voméronasal tout en stimulant le tissu.

Enregistrements tableau multiélectrodes de l&#39;épithélium Vomeronasal

Insecte systèmes olfactifs offrent des occasions uniques pour l'enregistrement odorant réponses induites dans les formes de electroantennograms (EAG) et les enregistrements sensillum unique (SSR), qui sont résumées les réponses de tous les neurones récepteurs olfactifs (Orns) situé sur l'antenne et de ceux logés dans différents sensilles, respectivement.

Mesures électrophysiologiques à partir d&#39;un système de Moth olfactive

Signaux olfactifs médiation de nombreux comportements différents chez les insectes, et sont des mélanges souvent complexes composées de quelques dizaines à quelques centaines de composés volatils. Chromatographie en phase gazeuse avec multi-canal d'enregistrement dans le lobe antennaire des insectes, nous décrivons une méthode pour l'identification de composés bioactifs.

L&#39;identification des composés volatils olfactifs chromatographie en phase gazeuse-à logements multiples enregistrements (GCMR) dans le lobe antennaire des insectes

Cet article décrit le cafard ventrale dissection du nerf de la moelle et des enregistrements extracellulaires du nerf et connecteurs cercal. Réponses évoquées sont générés par la stimulation électrique du nerf cercal ou stimulation mécanique directe de la cerques.

Des circuits neuronaux enregistrement à partir d&#39;un cancrelat système nerveux Intact

L'implantation des réseaux organisés de microfils pour une utilisation dans une seule unité enregistrements électrophysiologiques présente un certain nombre de défis techniques. Méthodes pour effectuer cette technique et l'équipement nécessaire sont décrits. En outre, l'usage bénéfique des baies de microfilaires organisés pour enregistrer des sous-régions distinctes de neurones avec une grande sélectivité spatiale est discutée.

Une procédure d&#39;implantation de tableaux organisés de microfils pour enregistrements unitaires dans Awake, se comportant Animaux

Enregistrements à long terme extracellulaires simultanée de deux neuropiles différentes du cerveau ou deux voies anatomiques différents ont été établis dans les abeilles. Ces enregistrements permettent l'enquête des aspects temporels de traitement neuronal dans différentes zones du cerveau à l'unique neurone ainsi que sur le plan d'ensemble dans un animal se comporter.

Les enregistrements simultanés à long terme à deux étapes de traitement neuronal à se conduire abeilles

L’analyse des propriétés physiologiques des neurones sensoriels olfactifs se heurte encore à des limites techniques. Ici, nous les enregistrons à l’aide d’un patch-clamp perforé dans une préparation intacte de l’épithélium olfactif chez des souris ciblées par des gènes. Cette technique permet de caractériser les propriétés membranaires et les réponses à des ligands spécifiques de neurones exprimant des récepteurs olfactifs définis.

Perforé patch-clamp enregistrement des souris neurones sensoriels olfactifs dans neuroépithélium Intact: Analyse fonctionnelle des neurones exprimant un récepteur odorant Identifié

Nous présentons des méthodes de construction d’électrodes pour enregistrer simultanément l’activité neuronale extracellulaire et libérer plusieurs substances neuroactives au voisinage des sites d’enregistrement chez les souris éveillées. Cette technique permet l’analyse détaillée des entrées synaptiques locales présumées vers le neurone d’intérêt.

Extracellulaires enregistrement de l&#39;activité neuronale Combiné avec Microiontophoretic Application des substances neuroactifs chez la souris Awake

Nous présentons trois nouvelles méthodes pour étudier le codage gustatif . En utilisant un animal simple, la mite Manduca sexta ( Manduca ) , nous décrivons un protocole de dissection, l'utilisation de tétrones extracellulaires pour enregistrer l'activité de plusieurs neurones récepteurs gustatifs et un système pour délivrer et surveiller précisément des impulsions chronométrées.

Nouvelles méthodes pour étudier le codage désintoxiqué

Cet article décrit un protocole détaillé et très efficace pour les enregistrements de sensille unique de la basiconica de sensilles sur les palpes des insectes pièces buccales.

Sensille unique Recordings pour Locust Palp sensilles basiconiques

L’enregistrement extracellulaire à plusieurs unités du nerf olfactif est une méthode sensible, robuste et reproductible pour évaluer la sensibilité olfactive chez les poissons marins. Il enregistre l’entrée sensorielle primaire et est indépendant de la salinité externe.

Enregistrement extracellulaire multi-unités du nerf olfactif des téléosts

Découvrez les méthodes d'enregistrement multi-unités pour caractériser l'activité neuronale odorante dans les circuits olfactifs du criquet Schistocerca americana. Ces techniques d'électrophysiologie avancent la compréhension des mécanismes neuronaux sensoriels.

Méthodes denregistrement multi-unités pour caractériser lactivité neuronale dans le Criquet ( Schistocerca americana Circuits olfactifs) (Vidéo) | JoVE Journal

Méthodes d'enregistrement multi-unités pour caractériser l'activité neuronale dans le Criquet (

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