Revêtements de graphène pour les implants biomédicaux

L’objectif global de cette procédure est de démontrer une méthode pour enrober le nitinol d’alliage à mémoire de forme métallique avec du graphène pour une meilleure compatibilité hémologique dans les matériaux d’implants en contact avec le sang. Ceci est accompli en cultivant d’abord du graphène sur des feuilles de cuivre en utilisant le dépôt chimique en phase vapeur. La deuxième étape consiste à graver les feuilles de cuivre et à transférer le graphène préparé sur des substrats de nitinol.

Ensuite, les substrats de nitinol enrobés de graphène sont utilisés pour la culture des cellules endothéliales et des cellules musculaires lisses. Pour quantifier la compatibilité cyto, un autre test consiste à vérifier la compatibilité hémologique en codant les deux protéines, le fibrinogène et l’albumine sur les substrats de nitinol enrobés de graphène. En fin de compte, la spectroscopie micro ramin, la microscopie confocale in vitro et l’analyse des protéines de la page SDS sont utilisées pour montrer un revêtement de graphène réussi, une morphologie cellulaire améliorée, une viabilité cellulaire améliorée et une meilleure compatibilité hémologique.

Le principal avantage de cette technique ou des techniques existantes comme le revêtement polymère, est que les revêtements de graphène sont extrêmement durables et résistants à la corrosion. Les implications de cette technique s’étendent à l’amélioration de l’origine des technologies de stent, car les propriétés matérielles inhérentes aux graphènes sont censées réduire l’absorption des protéines et réduire l’activation des facteurs de coagulation en raison du changement de confirmation des protéines. Bien que cette méthode puisse donner un aperçu du graphène, les stents en nitinol enrobés de graphène peuvent également être utilisés pour d’autres systèmes tels que les valves cardiaques ou les cathéters.

Pour commencer, placez des feuilles de cuivre d’un centimètre sur un centimètre dans un four à tube de quartz d’un pouce et chauffez à 1000 degrés Celsius en présence de 50 SCCM d’hydrogène et 450 SCC CM d’argonne. Ensuite, introduisez un et quatre SCCM de méthane dans le four à 1000 degrés Celsius à différents débits pendant 20 à 30 minutes. Refroidir les échantillons à température ambiante à l’intérieur du four sous écoulement d’hydrogène, d’argonne et de méthane.

Après avoir retiré les échantillons du four, coupez-les en carrés de 4,5 millimètres et utilisez du PMMA dilué avec 4 % d’anole pour étaler les feuilles de cuivre à 4 000 tr/min, suivi d’un traitement thermique pendant cinq minutes à 150 degrés Celsius. Gravez la feuille de cuivre à l’aide de la gravure CE 100 jusqu’à ce que la feuille de cuivre soit complètement gravée. Rincer à l’acide chlorhydrique 10 % pendant 10 minutes, puis à l’eau déminéralisée pendant 10 minutes.

Pour obtenir l’échantillon de graphène PMMA, transférez les échantillons de graphène dans des substrats de nitinol de 4,5 millimètres carrés. Ensuite, à 450 degrés Celsius avec 300 SCCM d’argon et 700 SCCM d’hydrogène pendant deux heures. Pour éliminer le PMMA, il faut enfin laver les substrats de nitinol avec de l’acétone pour dissoudre le PMMA résiduel afin d’obtenir l’échantillon de graphène, nickel et titane.

Pour commencer les essais de toxicité, ajoutez du nitinol vierge, un ou quatre substrats de nitinol de graphène SCCM à 96 plaques de puits où le SCCM indiqué correspond à l’écoulement de méthane utilisé dans la croissance par dépôt chimique en phase vapeur du graphène. Ensuite, ensemencez des cellules endothéliales aortiques de rat à 10 à la cinquième cellules par puits dans certains des puits contenant du nitinol vierge, un SCCM ou quatre SCCM. Les substrats de graphène nitinol, ensemencent les cellules musculaires lisses aortiques de rat de manière similaire dans un ensemble différent de puits.

Cultivez les cellules pendant trois jours ou sept jours dans un incubateur à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone en échangeant des milieux tous les deux jours. À la fin, retirez le milieu des puits contenant des cellules musculaires lisses et ajoutez un milieu frais contenant 0,5 milligramme par millilitre de MTT à chacun. Bien incuber les cellules pendant trois heures supplémentaires.

Ensuite, retirez délicatement le média et ajoutez 100 microlitres de diméthylsulfoxyde dans chaque puits. Après avoir laissé 10 minutes aux cristaux de MTT se dissoudre, transférez la solution dans une autre plaque de puits. Pour le test MTS, prélever le milieu des puits contenant les cellules endothéliales au point temporel final.

Remplacer par 120 microlitres de solution MTS et incuber pendant trois heures. Transférez ensuite le contenu du puits dans une nouvelle assiette. Lisez l’absorbant à 490 nanomètres et déterminez le pourcentage de viabilité en normalisant l’absorbence à l’absorbance moyenne de l’échantillon de nitinol vierge.

Répétez cette étape au moins cinq fois pour chaque échantillon. Pour l’imagerie confocale des cellules musculaires lisses de l’aorte du rat, placez les substrats dans une lame à huit chambres, en laissant une chambre vide comme contrôle. Ensuite, ensemencez les cellules dans toutes les chambres à raison de 25 000 cellules par chambre et incubez pendant trois jours à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone.

Après avoir retiré le support des lames, collez les cellules sur le substrat avec 4 % de formaldéhyde dans un tampon PBS pendant 20 minutes. Laver avec du PBS, puis perméer avec 0,1 % de Triton X pendant une minute. Après le lavage avec du PBS, ajoutez 100 microlitres de la solution LOR 4 88 PHIN à 1,9 millilitre de tampon PBS.

Pour visualiser l’acton, colorez les cellules avec 250 microlitres de LOR 4 88 Phin pendant 45 minutes, puis lavez-les deux fois avec un tampon PBS. Ensuite, colorez les noyaux avec un milieu d’enrobage fluorescent contenant du dpi. Collectez des images confocales à l’aide d’un ti confocal Nikon.

Avant de commencer les expériences d’absorption des protéines d’albumine et de fibrinogène, mesurez les dimensions du substrat à l’aide d’un pied à coulisse. Prenez trois mesures pour chaque côté des échantillons à peu près carrés et faites la moyenne. Pour obtenir la longueur et la largeur, placez l’échantillon de nitinol vierge, l’échantillon de nitinol de graphène SCCM et les quatre échantillons de nitinol de graphène SCCM en deux 12.

Les plaques de puits ajoutent un tampon PBS contenant un milligramme par millilitre d’albumine. Ajoutez la température ambiante dans l’une des assiettes et incubez pendant trois heures séparément. Incuber les trois types d’échantillons avec un tampon PBS contenant un milligramme par millilitre.

Fibrinogène à température ambiante pendant trois heures après le lavage des échantillons avec du PBS, combinez les échantillons similaires dans un microtube à centrifuger avec 200 microlitres de tampon d’échantillon réducteur et faites bouillir pendant cinq minutes. Diluez les échantillons dans un rapport volume-volume de un à neuf de tampon SDS de T glycine à de l’eau désionisée et passez à travers un gel d’électrophorèse de poly acrylamide de quatre à 15 % à 90 volts pendant 100 minutes. Diluer la solution mère de spro red dans un rapport de un à 5 000 dans de l’acide acétique à 7,5 %.

Ensuite, colorez les gels pendant 60 minutes avec la solution rouge spro diluée. Enveloppez dans une feuille d’aluminium pour protéger le rouge spro des gels d’image légers à l’aide d’un Fluor chem SP et quantifiez l’intensité fluorescente à l’aide du logiciel Image J. Normalisez ensuite l’intensité fluorescente de chaque échantillon par la surface totale du substrat et comparez l’absorption du fibrinogène à l’absorption de l’albumine.

La méthode de dépôt chimique en phase vapeur a permis d’obtenir des échantillons de graphène polycristallin qui imitent les grains de cristal de cuivre. La spectroscopie Ramen a été utilisée pour confirmer la présence de graphène monocouche sur un échantillon SCCM et quatre échantillons SCCM. L’échantillon SCCM présente une bande GPR intense indiquant la nature monocouche du graphène tel que préparé. En revanche, les quatre échantillons SCCM montrent une bande GPR relativement plus faible, ce qui confirme la présence de quelques couches de graphène illustrée ici est une image de microscopie à force atomique de graphène transférée sur des substrats de nitinol.

Des mesures détaillées de l’échantillon ont donné une valeur de rugosité de surface d’environ cinq nanomètres. Montré. Voici les images de microscopie optique confocale pour des cellules musculaires lisses cultivées sur une lame de verre contrôlée sur des substrats de nitinol vierges, sur un substrat de graphène nitinol SCCM et sur quatre substrats de graphène nitinol SCCM. Les cellules sont denses et sphériques sur les deux surfaces du graphène nitinol, ce qui démontre une meilleure morphologie cellulaire.

Les tests MTT et MTS montrent qu’un et quatre substrats de nitinol de graphène SCCM ne présentent pas de différence significative dans la viabilité des cellules musculaires lisses par rapport au nitinol vierge. Les tests MTS montrent que la viabilité cellulaire à trois jours des cellules endothéliales n’était pas significativement différente de celle des témoins. Les images de microscopie électronique à balayage montrent que les cellules endothéliales cultivées sur des substrats de nitinol vierges sont clairsemées et allongées alors qu’elles sont ellipsoïdales et denses sur les un et quatre substrats de nitinol de graphène SCCM.

Ces résultats démontrent que les revêtements de graphène conduisent à une meilleure morphologie cellulaire sphérique des cellules endothéliales, un échantillon de nitinol de graphène SCCM et quatre échantillons de nitinol de graphène SCCM présentent un faible rapport d’albumine de fibrinogène par rapport à l’échantillon de nitinol vierge, suggérant une meilleure compatibilité hémologique résultant du graphène. L’équilibre du niveau de Fermi est montré par le diagramme de niveau d’énergie pour le fibrinogène et la densité des états électroniques pour le graphène. Un transfert d’électrons du fibrinogène au nitinol de graphène n’est possible qu’à partir des états électroniques occupés de la molécule de fibrinogène vers des états électroniques vides du nitinol de graphène au même niveau d’énergie.

Le graphène monocouche et le graphène à quelques couches sont des semi-métaux à température ambiante avec une faible densité électronique au niveau de la fureur, ce qui entraîne un faible transfert de charge du fibrinogène au graphène. Le graphène ne présente aucun changement dans la forme ou la fréquence de la ligne de la bande GB, indiquant un faible transfert de charge des protéines plasmatiques. Les pics alvéolés en D obtenus à partir de l’ajustement de la courbe sont représentés en noir pour démontrer l’utilité et la viabilité du graphène en tant que revêtement d’implant

Un penny en cuivre recouvert de graphène a été exposé à 5 % de peroxyde d’hydrogène. La partie recouverte de graphène du penny est restée inchangée tandis que la partie découverte a été décolorée par la solution de peroxyde d’hydrogène. De plus, le nitinol de graphène immergé dans de l’acide nitrique à 70 % n’a montré aucun changement dans la fréquence de la bande GB, confirmant que le revêtement de graphène est extrêmement durable.

De plus, le revêtement de graphène dans le nitinol de graphène a été réduit au taux X du cuivre sous-jacent, ce qui indique l’imperméabilité des membranes de graphène. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de transférer du graphène et des implants biomédicaux pour améliorer leur biocompatibilité.