Imagerie des tissus biologiques par désorption ionisation électrospray spectrométrie de masse

L’objectif général de l’expérience suivante est de cartographier la distribution spatiale des produits chimiques dans un tissu biologique à l’aide d’une technique de spectrométrie de masse ambiante. Ceci est réalisé en utilisant la pulvérisation pneumatique assistée de DESI pour désoriser et ioniser les molécules présentes dans le tissu. Dans un deuxième temps, la source d’ions DESI est balayée de manière contrôlée dans la zone de l’échantillon.

Ensuite, l’information spectrale de masse est corrélée au mouvement spatial de l’étage d’échantillonnage afin de tracer l’intensité de l’ion en fonction de la position X et Y. En fin de compte, créer une image chimique. Les résultats montrent qu’il existe des distributions distinctes de lipides dans les tissus cérébraux enveloppés entre la substance grise et la substance blanche, sur la base des images de spectrométrie de masse d’ions lipidiques sélectionnés.

Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur les distributions chimiques dans les tissus biologiques. Il peut également être utilisé pour une variété d’autres systèmes, y compris les plaques de chromatographie sur couche mince, les réactions de surface minérale et les algues marines. Avant de commencer cette procédure, montez le tissu sur une lame de verre de microscope à l’aide d’un essai ACEDONITE avec 1 % d’acide acétique comme solvant DESI et allumez le pousse-seringue avec un débit de cinq microlitres par minute.

Une fois que le solvant semble s’égoutter de l’embout de la source DESI, allumez le gaz de nébulisation d’azote avec une pression de 160 PS. J’allume ensuite l’alimentation haute tension connectée à la source d’ions, en appliquant 3 600 volts pour un transfert optimal des ions. Ajustez la hauteur de la platine de sorte que le capillaire de l’interface MS plane sur la surface de l’échantillon. Le capillaire doit être à moins d’un millimètre de la surface et avoir un angle de collecte d’environ 15 degrés.

Une fois la lame montée sur la platine de mouvement, positionnez la pointe à trois millimètres de la surface de l’échantillon et à cinq millimètres de l’entrée capillaire MS avec la sonde à un angle de 55 degrés par rapport à la surface de l’échantillon. Ensuite, alignez la sonde DESI dans la dimension X par rapport à l’entrée capillaire du MS de manière à ce qu’elles soient directement alignées. Utilisation de la section de mouchoir supplémentaire.

Réglez la séparation Y entre la pointe source et l’entrée du capillaire à environ quatre millimètres et la séparation Z entre la pointe et la surface de l’échantillon à environ 1,5 millimètre. Ensuite, ajustez la distance entre le capillaire interne et le capillaire externe de la source pour une sensibilité maximale et une taille minimale du point d’impact. L’éblouissement de la lumière dans la pièce sur la lame du microscope peut être utilisé pour mieux voir le point d’impact afin d’améliorer la sensibilité pendant le processus d’ionisation.

Chauffez le capillaire de transfert à l’aide d’une corde chauffante ou d’un bloc chauffant à 100 degrés Celsius. Le logiciel de contrôle VI View en laboratoire pour les conditions d’imagerie souhaitées en fonction de la taille du panache d’impact DESI et de la sensibilité optimale. Utilisez une vitesse de balayage par étage de 160 micromètres par seconde et alignez l’espacement entre les rangées de 200 micromètres.

Indiquez le chemin d’accès au répertoire et le nom de fichier pour la position et les fichiers de temps à enregistrer pendant les images dans la vue labo vi. En préparation de l’acquisition des données spectrales de masse, le logiciel calcule automatiquement le temps total nécessaire à l’entrée de l’imagerie, le temps total en minutes dans le spectromètre de masse avant de commencer l’acquisition des données. Positionnez ensuite le point d’impact du spray en haut à gauche de la zone à imager.

Commencer l’acquisition des données MS et du mouvement de la platine simultanément. À la fin de l’acquisition des données, remettez le spectromètre de masse en mode veille, éteignez la haute tension de la source DESI, éteignez l’azote gazeux et la pompe à seringue à l’aide du gestionnaire de données dans le centre de masse. Convertissez les données acquises en données TED, puis exportez-les au format CDF.

Enfin, téléchargez les données spectrales de masse brutes CDF et les deux fichiers texte pour la position et le temps sur le site Web Omnis SPECT, ou utilisez la carte biologique pour visualiser les données traitées dans Firefly. On voit ici un spectre représentatif obtenu en mode positif à partir d’une section de cerveau de rat non traitée. En mode positif, le spectre de masse est dominé par la phosphatidylcholine en raison de ses rendements élevés en fer et en ionisation, qui sont attribués au groupe ammonium quaternaire chargé positivement.

De plus, l’image ionique totale de la section tissulaire montre un signal abondant dans toute la section du cerveau. La distribution spatiale des lipides par exemple montre comment l’abondance relative des différentes espèces de phosphatidylcholine varie entre la substance grise et la substance blanche du cerveau. Par exemple, l’espèce potass phosphatidylcholine 34 à une avec un rapport de charge massique de 7 98 0,5364 montre une intensité accrue dans le cortex cérébelleux ou la matière grise.

En revanche, l’espèce potass phosphatidylcholine 36 à un avec un rapport de charge masto de 8 26 0,5558 montre une intensité accrue dans le pédoncule cérébelleux ou la substance blanche. L’image composite obtenue pour les deux ions met en évidence le contraste de distribution des lipides dans la section tissulaire. Lors de la réalisation de ce type d’expérience, il est important d’optimiser soigneusement l’étage d’échantillonnage source DSI et la géométrie d’entrée.

Ces variables sont essentielles à la réussite de l’imagerie DSI.