Name: Non invasive Intratrachéal intubation pour étudier la pathologie et la physiologie des souris poumon (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-08T22:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 15 s
Description: Apprenez une intubation intratrachéale non invasive pour étudier la physiologie et la pathologie pulmonaire chez la souris. Cette méthode utilise le système BioLite pour localiser la trachée et délivrer précisément les traitements expérimentaux.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par le Programme de recherche intra-muros de l&#39;Institut national du cancer, Centre de recherche sur le cancer.

Le protocole suivant décrit une méthode non invasive, simple et rapide pour livrer les matériaux d&#39;intérêt pour les poumons de souris. Cette procédure a été approuvée par le Comité de protection et d&#39;utilisation des animaux par l&#39;Institut national du cancer. Une. Anesthésie <ol><li> Tout d&#39;abord, anesthésier la souris en utilisant un mélange de kétamine et de xylazine (100 mg / kg de poids corporel et 10 mg / kg de poids corporel, respectivement). C&#39;est le ACUC recommandé l&#39;anesthésie et de la dose. Avec ce montant, les souris sont inconscientes au moins pour ~ 20 min. </li><li> Appliquer vétérinaire pommade pour les yeux de la souris afin d&#39;éviter le dessèchement des yeux pendant l&#39;anesthésie. </li><li> Après plusieurs minutes, pincer un pied de la souris pour vérifier la conscience. Une fois confirmé inconscient, placez la souris sur un stand d&#39;intubation angle à ~ 60 ° et le maintenir en place en accrochant ses incisives supérieures sur une petite bande de caoutchouc situé en haut de la cage. </li></ol> 2. Intubation intratrachéale </p&gt; <ol><li> Rétracter doucement la langue de la souris d&#39;un côté à l&#39;aide d&#39;un coton-tige. </li><li> Lorsque vous utilisez le système d&#39;éclairage intubation Biolite, insérez avec précaution le système d&#39;intubation jusqu&#39;à ce que le larynx est visualisée à l&#39;aide du guide de lumière à fibre optique. </li><li> Une fois que l&#39;épiglotte et les cartilages aryténoïdes sont visualisés, insérer la fibre au-dessus de l&#39;épiglotte, entre les cartilages aryténoïdes, et avance jusqu&#39;à ce que la longueur appropriée de cathéter a été inséré. </li></ol> Remarque: Afin d&#39;obtenir la bonne longueur du cathéter doit être inséré, mesurer un premier temps la longueur entre la bouche et le point de bifurcation bronchique en utilisant une souris d&#39;exercice d&#39;une taille similaire à l&#39;avance (figure 1). La longueur dépend largement de la taille de la souris. L&#39;insertion du cathéter doit s&#39;arrêter au-dessus du point de bifurcation (~ 1,5 cm pour les souris avec ~ 25 g de poids corporel). Cela garantit que le matériau intubé ira à tous les lobes. Au moins 50 pratiques microe peut être nécessaire pour une personne qui effectue l&#39;intubation pour devenir compétent dans la technique (Maîtrise signifie que le taux d&#39;intubation de réussite est de plus de 95%). <ol start="4"><li> Une fois le cathéter est inséré, retirez rapidement le guide de lumière à fibres optiques de la sonde à permettre à l&#39;animal de respirer normalement. Lorsque le système d&#39;intubation d&#39;illumination n&#39;est pas utilisé, directement insérer un cathéter tel que décrit. </li><li> Ajouter une solution contenant des matériaux d&#39;intérêt pour un cathéter. Assurez-vous que la solution est aspiré dans les poumons immédiatement après l&#39;addition. Cinquante microlitres de ~ 25 g de poids corporel de la souris est couramment utilisée. </li></ol> 3. Récupération animale <ol><li> Dès que la solution est aspirée dans les poumons, prendre vers le bas de la souris de son support, et de le remettre dans la cage d&#39;origine. </li><li> Observez la souris jusqu&#39;à ce qu&#39;il commence à se déplacer. </li><li> Une fois confirmé que la souris est en bon état, retournez la cage sur une grille. </li></ol>

<ol><li>Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">A simple method of mouse lung intubation.</a> J. Vis. Exp. (73), e50318(2013).</li>
<li>Miller, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+murine+intranasal+dosing+efficiency+using+luminescent+Francisella+tularensis%3A+effect+of+instillation+volume+and+form+of+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Visualization of murine intranasal dosing efficiency using luminescent Francisella tularensis: effect of instillation volume and form of anesthesia.</a> PLoS One. 7, e31359(2012).</li>
<li>Rayamajhi, M., Redente, E. F., Condon, T. V., Gonzalez-Juarrero, M., Riches, D. W., Lenz, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-surgical+intratracheal+instillation+of+mice+with+analysis+of+lungs+and+lung+draining+lymph+nodes+by+flow+cytometry%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry.</a> J. Vis. Exp. (51), e2702(2011).</li>
<li>Riesenfeld, E. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhaled+salmeterol+and%2For+fluticasone+alters+structure%2Ffunction+in+a+murine+model+of+allergic+airways+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Respir.+Res%22%5BJournal%5D)">Inhaled salmeterol and/or fluticasone alters structure/function in a murine model of allergic airways disease.</a> Respir. Res. 11, 22(2010).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp.+Top.+Lab+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemp. Top. Lab Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).</li>
<li>Bonniaud, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progressive+transforming+growth+factor+beta1-induced+lung+fibrosis+is+blocked+by+an+orally+active+ALK5+kinase+inhibitor%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Res.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Progressive transforming growth factor beta1-induced lung fibrosis is blocked by an orally active ALK5 kinase inhibitor.</a> Am. J. Res. Crit. Care Med. 171, 889-898 (2005).</li>
<li>Bivas-Benita, M., Zwier, R., Junginger, H. E., Borchard, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+pulmonary+aerosol+delivery+in+mice+by+the+endotracheal+route%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Pharm.+Biopharm%22%5BJournal%5D)">Non-invasive pulmonary aerosol delivery in mice by the endotracheal route.</a> Eur. J. Pharm. Biopharm. 61, 214-218 (2005).</li>
<li>Haegens, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myeloperoxidase+deficiency+attenuates+lipopolysaccharide-induced+acute+lung+inflammation+and+subsequent+cytokine+and+chemokine+production%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Myeloperoxidase deficiency attenuates lipopolysaccharide-induced acute lung inflammation and subsequent cytokine and chemokine production.</a> J. Immunol. 182, 7990-7996 (2009).</li>
<li>Jackson, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exposure+of+pregnant+mice+to+carbon+black+by+intratracheal+instillation%3A+toxicogenomic+effects+in+dams+and+offspring%5BTitle%5D)+AND+%22Mutat.+Res%22%5BJournal%5D)">Exposure of pregnant mice to carbon black by intratracheal instillation: toxicogenomic effects in dams and offspring.</a> Mutat. Res. 745, 73-83 (2012).</li>
<li>Bodewes, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogenesis+of+Influenza+A%2FH5N1+virus+infection+in+ferrets+differs+between+intranasal+and+intratracheal+routes+of+inoculation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Pathogenesis of Influenza A/H5N1 virus infection in ferrets differs between intranasal and intratracheal routes of inoculation.</a> Am. J. Pathol. 179, 30-36 (2011).</li>
<li>Winslow, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+lung+adenocarcinoma+progression+by+Nkx2-1%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Suppression of lung adenocarcinoma progression by Nkx2-1.</a> Nature. 473, 101-104 (2011).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Intubation intratrachéale décrit ici est une méthode non invasive simple, mais excellente pour fournir uniformément des matériaux d&#39;intérêt pour les poumons de souris. Cette méthode permet l&#39;étude de l&#39;effet et / ou le rôle de la substance administrée sur la physiologie et / ou pathologie de cancer du poumon. Les matériaux administrés peuvent être des molécules endogènes tels que les cytokines, ou des matériaux exogènes tels que les produits chimiques xénobiotiques / médicaments, les substances cancérigènes,...

Poumon est un organe où de nombreuses maladies dévastatrices sont généralement diagnostiqués. Parmi eux, le cancer du poumon est le deuxième cancer le plus diagnostiqué chez les hommes et les femmes, et la cause la plus fréquente de décès par cancer. Maladie pulmonaire obstructive chronique, également connu sous l&#39;emphysème et la bronchite chronique, une maladie très grave et la troisième cause de décès aux Etats-Unis. En 2011, il a été estimé que 25,9 millions d&#39;Américains avaient l&#39;asthme, y compris 7,1 millions d&#39;enfants de moins de 18 ans. L&#39;asthme est la troisième cause d&#39;hospitalisation chez les enfants de moins de 15 ans (American Lung Association, <a href="http://www.lung.org" target="_blank">http://www.lung.org</a> ). Afin d&#39;étudier la physiopathologie et / ou l&#39;étiologie de ces maladies dévastatrices et leurs mécanismes sous-jacents, l&#39;utilisation de modèles précis est essentiel, en liaison avec l&#39;administration pratique et non invasif de divers matériaux d&#39;intérêt pour les poumons. Souris offrent l&#39;un des meilleurs modèles deétudier les mécanismes moléculaires qui sous-tendent la pathologie et la physiologie des maladies pulmonaires en raison de la disponibilité croissante des huitièmes de finale et des souris transgéniques et une grande quantité d&#39;informations génétiques disponibles. Diverses méthodes ont été utilisées par un certain nombre de chercheurs dans différents contextes pour livrer le matériel d&#39;intérêt pour les poumons de souris, y compris l&#39;inhalation, l&#39;instillation intranasale, instillation intratrachéale, et l&#39;intubation trachéale 1-4. Cette dernière procédure n&#39;a pas été utilisée en routine car il est considéré comme assez difficile à réaliser. Intubation intratrachéale décrite ici est une méthode non invasive, simple et rapide pour livrer les matériaux d&#39;intérêt pour les poumons de souris afin d&#39;étudier l&#39;effet des matériaux livrés sur les profils d&#39;expression génique, la pathologie et / ou la physiologie de poumon 5. Cette technique assure la livraison de matériaux exogènes à un ensemble de poumon et n&#39;implique pas une intervention chirurgicale de survie et donc sera likely être approuvé par les comités de protection des animaux et l&#39;utilisation institutionnels.

<table><tbody><tr><td>KetaVed</td><td>Vedco</td><td></td><td>Kétamine</td></tr><tr><td>AnaSed Injection 20 mg</td><td>LLOYD</td><td></td><td>Xylazine</td></tr><tr><td>BioLite Stand</td><td>Braintree Scientific</td><td>RIS100</td><td>Pour souris</td></tr><tr><td>Système d’éclairage d’intubation BioLite</td><td>Braintree Scientific</td><td>BIO MI-KIT</td><td>Pour souris</td></tr><tr><td>22 G, 1 pouce cathéter i.v.</td><td>Terumo</td><td>SR-OX2225CA</td><td>Pour souris <fort>dessous</fort> 30 g. Le cathéter n’est utilisé que dans le cas où le système d’éclairage par intubation n’est pas utilisé.</td></tr><tr><td>20 g, cathéter intraveineux de 1 pouce</td><td>Terumo</td><td>SR-OX2025CA</td><td>Pour souris <forte>sur</forte> 30 g. Le cathéter n’est utilisé que dans le cas où le système d’éclairage par intubation n’est pas utilisé.</td></tr></tbody></table>

non invasive intratrachéal intubation pour étudier la pathologie et la physiologie des souris poumon

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

L&#39;utilisation d&#39;un modèle qui reproduit l&#39;état de maladies pulmonaires chez les humains est essentielle pour l&#39;étude de la pathophysiologie et / ou de l&#39;étiologie d&#39;une maladie particulière et pour développer une intervention thérapeutique. Avec la disponibilité croissante de knock-out et transgéniques dérivés, avec une grande quantité d&#39;information génétique, les souris offrent l&#39;un des meilleurs modèles pour étudier les mécanismes moléculaires qui sous-tendent la pathologie et la physiologie des maladies pulmonaires. Inhalation, l&#39;instillation intranasale, instillation intratrachéale, et l&#39;intubation trachéale sont les techniques les plus couramment utilisées par un certain nombre de chercheurs pour administrer des matériaux d&#39;intérêt pour les poumons de souris. Il ya des avantages et des inconvénients de chaque technique en fonction des objectifs de l&#39;étude. Voici une méthode d&#39;intubation trachéale non invasive qui peut directement livrer les matériaux exogènes aux poumons de souris est présentée. Cette technique a été appliquée à administrer de la bléomycine poumons de souris en tant que modèle pour l&#39;étude de la fibrose pulmonaire. &lt;/ P&gt;

Initialement, solution vert-teinte a été utilisé pour intuber les souris pour la pratique. Le poumon a été réséquée immédiatement après l&#39;intubation pour examiner le degré d&#39;uniformité de la couleur a été distribué dans les poumons (Figure 2). Cette technique a été appliquée à l&#39;étude de la fibrose pulmonaire induite par la bléomycine en utilisant souris C57BL / 6. Lorsque les souris ont été intubés par voie intratrachéale avec 1,2 U / kg de bléomycine ou de solution saline en tant que témoi...

L&#39;utilisation d&#39;un modèle qui reproduit l&#39;état de maladies pulmonaires chez les humains est essentielle pour l&#39;étude de la pathophysiologie et / ou de l&#39;étiologie d&#39;une maladie particulière et pour développer une intervention thérapeutique. Voici une méthode d&#39;intubation trachéale non invasive qui peut directement livrer les matériaux exogènes aux poumons de souris est présentée.

Non invasive Intratrachéal intubation pour étudier la pathologie et la physiologie des souris poumon

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

L'objectif général de cette procédure est d'utiliser l'intubation intratrachéale pour étudier les effets de traitements expérimentaux sur la physiologie et la pathologie du poumon homolatéral. Cela est réalisé en mesurant d'abord un souris témoin de taille similaire à celle de la souris expérimentale, de la bouche jusqu'au point de bifurcation bronchique du poumon. Ensuite, utilisez le système d'éclairage d'intubation BioLite pour localiser la trachée.La fibre optique est ensuite rapidement retirée après l'insertion, laissant le cathéter en place. Dans la dernière étape, une solution contenant le traitement expérimental est administrée aux poumons par le biais du cathéter. Enfin, la répartition uniforme de la molécule d'intérêt peut être visualisée dans tout le poumon à l'aide d'un colorant vert associé.L'avantage principal de cette technique par rapport aux autres méthodes d'intubation est qu'avec notre technique, le système d'élimination à fibre optique facilite le repérage de la trachée ainsi que le positionnement du cathéter, assurant une administration optimale du matériau d'intérêt dans le poumon. La démonstration de la procédure sera effectuée sur place par un post-OC de mon laboratoire. Avant de commencer la procédure, mesurer la longueur entre la bouche et le point bronchique à l'aide d'une souris d'entraînement de taille similaire afin de déterminer la longueur appropriée du cathéter à insérer lors de l'intubation. Appliquer ensuite une pommade vétérinaire sur les deux yeux de l'animal expérimental anesthésié.Après plusieurs minutes, pincez une patte pour confirmer la sédation, puis placez l'animal sur un dispositif d'intubation. Placez-vous en biais à environ 60 degrés. Accrochez les incisives supérieures à une petite bande de caoutchouc située en haut du support afin de maintenir l'animal en place, puis utilisez un coton-tige pour rétracter doucement la langue de la souris sur le côté.L'aspect le plus difficile de cette procédure consiste à localiser clairement la trachée, qui est distincte de l'asso Fergus et dans laquelle le cathéter doit être inséré. Pour réussir, assurez-vous que le larynx est bien éclairé par la fibre optique, et soyez attentif à la direction dans laquelle le cathéter doit être inséré. Insérez soigneusement le système d'intubation jusqu'à ce que le larynx soit visualisé à l'aide du guide en forme de fibre optique.Une fois l'épiglotte et les cartilages hyoïdes visualisés, insérez la fibre au-dessus de l'épiglotte et entre les cartilages hyoïdes, en avançant le système jusqu'à ce que la longueur de cathéter déterminée précédemment soit insérée. Lorsque le cathéter est en place, retirez rapidement la fibre optique servant de guide afin de permettre à l'animal de respirer normalement, puis administrez la solution d'intérêt dans le cathéter. Une bonne intubation se traduit par une aspiration immédiate de la solution à travers le tube vers les poumons.Dès que la solution est aspirée dans les poumons, retirez la souris du support et remettez-la dans sa cage d'origine. Observez la souris jusqu'à ce qu'elle commence à bouger. Une fois l'état de santé de l'animal confirmé, replacez la cage sur son support.Dans les expériences initiales, une solution de colorant vert a été utilisée pour s'entraîner à l'intubation des souris. Les poumons ont été immédiatement résectés après l'intubation afin d'examiner la répartition du colorant. Le colorant a été observé dans la plupart des parties du poumon, indiquant une intubation réussie.La technique a ensuite été appliquée à l'étude de la fibrose pulmonaire induite par la bléomycine, en utilisant des souris C57BL/6, trois semaines après une intubation intratrachéale avec de la bléomycine ou du sérum salin comme témoin. Les poumons ont été examinés par analyse histologique afin d'évaluer le développement de la fibrose induite par la bléomycine. Aucune fibrose n'était visible, ni en faible ni en forte augmentation, dans les poumons des animaux traités au sérum salin.En revanche, les souris intubées avec de la bléomycine ont développé une fibrose généralisée dans les poumons, comme en témoignent les images à faible et à forte amplification. La teneur en hydroxyproline était plus élevée dans les poumons de souris traitées à la bléomycine par rapport à ceux de souris traitées au sérum salin. Cela démontre davantage que les souris traitées à la bléomycine développent une fibrose pulmonaire.La zone lésée a ensuite été recouverte d'une grille en treillis de 121 points, et le nombre d'intersections ou de points situés au-dessus des zones fibreuses a été décompté et exprimé en pourcentage par rapport au total de 121 points. Le pourcentage des zones lésées ainsi déterminé était proportionnel à la quantité de bléomycine administrée. Veillez à vous faire une idée à l'avance de la profondeur à laquelle le cathéter doit être inséré dans la trachée et à confirmer que la solution est aspirée à travers le cathéter et pénètre dans le poumon aussitôt qu'elle est ajoutée.

noninvasive-intratracheal-intubation-to-study-pathology-physiology

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Des mesures répétées de la physiologie respiratoire rongeurs et prélèvement de cellules inflammatoires des voies respiratoires sont souhaitables, mais généralement pas possible. Nous décrivons ici une méthode reproductible pour intubation par voie orale souris qui permet des mesures répétées de l'hyperréactivité des voies aériennes et prélèvement de cellules inflammatoires des voies aériennes.

Une réversible, méthode non-invasive pour les mesures de résistance des voies aériennes et d&#39;échantillonnage du liquide de lavage broncho-alvéolaire chez des souris

Nous illustrons non-chirurgical de livraison du matériel de test dans les poumons des souris anesthésiées par la trachée. Cette méthode permet l'exposition des poumons à des agents pathogènes bactériens et viraux, les cytokines, des anticorps, des perles, des produits chimiques, ou des colorants. En outre, nous décrivent la récolte et la transformation des poumons et les ganglions lymphatiques drainant pulmonaires (LDLNs) pour la cytométrie de flux.

Non-chirurgicale instillation intratrachéale de souris avec analyse des poumons et les ganglions lymphatiques drainant poumon par cytométrie en flux

Nous avons développé une méthode simple, fiable et relativement peu coûteux pour l'intubation endotrachéale chez des souris par laryngoscopie directe en utilisant un otoscope avec un 2.0 mm spéculum. Cette technique est atraumatique et peut être utilisé pour des mesures répétées dans des expériences chroniques. Nous trouvons supérieure de trachéotomie ou précédemment rapporté des techniques non chirurgicales.

Intubation endotrachéale chez des souris<em&gt; Par</em&gt; Laryngoscopie directe en utilisant un otoscope

Le présent document décrit une méthode striaghforward et efficace de l'intubation des souris pour les mesures de la fonction pulmonaire ou l'instillation pulmonaire, qui permet aux souris de récupérer et être étudié à temps postérieurs. La procédure implique une source de lumière à fibre optique peu coûteux qui éclaire directement la trachée.

Une méthode simple d&#39;intubation poumon de souris

Le but de cet article est de décrire les méthodes simples qui va grandement aider dans la configuration et l'analyse des poumons de souris avec le cancer du poumon ou d'autres pathologies. Nous présentons 3 protocoles d'effectuer simplement et de manière fiable sur instillations pulmonaires, la fixation, et les mesures de volume pulmonaire.

Instillation et la fixation méthodes utiles en recherche sur le cancer du poumon de souris

Cet article présente une méthode rapide et simple pour l'administration de la bléomycine directement dans la trachée de souris par intubation. Les principaux avantages de cette méthode est qu'il est hautement reproductible, facile à maîtriser, et ne nécessite pas d'équipement spécialisé ou de longs temps de récupération.

Une méthode améliorée pour Rapid intubation de la trachée chez la souris

L'administration intratrachéale (IT) des agents expérimentaux chez les souris a souvent comme conséquence la livraison asymétrique aux poumons distal.  Dans ce rapport, nous décrivons une approche intrabronchique directe (IB) pour cannuler chaque poumon dans les souris vivantes non-opératoirement.  Cette approche peut être utilisée pour administrer sélectivement des agents à un poumon ou peut être adaptée pour améliorer l'administration d'agents symétriques aux deux poumons.

Administration intrabronchique directe pour améliorer le dépôt sélectif d'agent dans le poumon de souris

Le but de cet article est de décrire une méthode raffinée d’intubation de la souris de laboratoire. La méthode est non invasive et, par conséquent, idéale pour les études qui nécessitent une surveillance en série de la fonction respiratoire et / ou l’instillation des traitements dans le poumon.

Intubation orotracheal répétée chez les souris

Un modèle chirurgical murin pour créer une lésion de reperfusion d’ischémie pulmonaire gauche (IR) tout en maintenant la ventilation et en évitant l’hypoxie.

Un modèle murin d’intubation orotrachéale et de chirurgie de reperfusion d’ischémie pulmonaire ventilée

Ici, nous proposons un protocole pour l’administration intratrachéale de lipopolysaccharides (LPS) via une intubation endotrachéale oropharyngée non invasive. Cette méthode minimise le traumatisme de l’intervention chirurgicale pour l’animal et délivre avec précision le LPS à la trachée, puis aux poumons.

Instillation intratrachéale non invasive de lipopolysaccharides chez la souris

Le modèle de transplantation trachéale intrapulmonaire (IPTT) murine est précieux pour l’étude de la maladie oblitérante des voies respiratoires (OAD) après une transplantation pulmonaire. Il offre un aperçu du comportement immunologique et angiogénique spécifique du poumon dans l’oblitération des voies respiratoires après allotransplantation avec une reproductibilité élevée. Nous décrivons ici la procédure IPTT et ses résultats attendus.

Transplantation trachéale intrapulmonaire murine : un modèle pour étudier la maladie oblitérante des voies respiratoires après une transplantation pulmonaire

Apprenez une intubation intratrachéale non invasive pour étudier la physiologie et la pathologie pulmonaire chez la souris. Cette méthode utilise le système BioLite pour localiser la trachée et délivrer précisément les traitements expérimentaux.

Non invasive Intratrachéal intubation pour étudier la pathologie et la physiologie des souris poumon

Explorer plus de vidéos