Décollement de la rétine modèle chez les rongeurs par injection sous-rétinienne de hyaluronate de sodium

L'objectif général de cette procédure est de créer des décollements expérimentaux de la rétine avec une hauteur de décollement reproductible et durable, sans hémorragie sous-rétinienne. Cela est réalisé en incisant d'abord la conjonctive temporale au niveau du limbe postérieur afin de séparer la conjonctive de la sclère. Dans une deuxième étape, la pointe d'une aiguille de calibre 30 est utilisée pour réaliser une incision sclérale auto-obturante ainsi qu'une ponction cornéenne.

Ensuite, l'urinate de sodium est injecté dans l'espace sous-rétinien afin de détacher la rétine neurosensorielle de l'épithélium pigmentaire rétinien sous-jacent. Dans la dernière étape, de la colle de cyanoacrylate est appliquée sur la plaie sclérale et la conjonctive est réattachée à sa position d'origine, réduisant ainsi le risque de fuite d'urinate de sodium. Enfin, le fond d'œil est examiné à l'aide d'une lame de verre pour confirmer la création d'un détachement rétinien en bolus, sans hémorragie sous-rétinienne.

Les méthodes existantes pour induire un décollement de la rétine chez le rongeur peuvent entraîner une variabilité de la hauteur et de la persistance du décollement, conduisant à des mesures incohérentes des taux de mort cellulaire. Grâce à cette technique, des décollements rétiniens bulleux et persistants peuvent être créés de manière reproductible, avec un risque réduit d'hémorragies sous-rétiniennes, permettant ainsi un modèle fiable de décollement de la rétine chez les rongeurs. L'induction expérimentale d'un décollement rétinien chez le rongeur est relativement simple à réaliser, présente une durée raisonnable et est très similaire à la maladie humaine.

Il s'agit donc d'un excellent modèle pour l'étude des mécanismes de mort cellulaire des photorécepteurs et des thérapies visant à prévenir la perte de vision. Dans les troubles dégénératifs de la rétine, sachant que la mort cellulaire des photorécepteurs varie dans la rétine détachée, il est avantageux de provoquer un détachement reproductible sans hémorragie sous-rétinienne. En effet, une durée prolongée du détachement rétinien ou la survenue d'une hémorragie sous-rétinienne peut influencer la mort des cellules photoréceptrices.

Après avoir anesthésié une souris âgée de huit semaines, couper les vibrisses de l'animal, puis dilater la pupille à l'aide d'une solution contenant 5 % de phényléphrine et 0,5 % de tropicamide sous un microscope chirurgical. Inciser la conjonctive cléicale, appliquer une anesthésie topique à base de solution ophtalmique de chlorhydrate de proparacaine 0,5 %. Placer la souris en position latérale, le museau tourné vers le chirurgien, puis inciser la conjonctive temporale au niveau du limbus postérieur, en séparant la conjonctive de la sclérotique à l’aide d’une paire de forceps.

Saisir la conjonctive au niveau du limbe pour contrôler l'œil. Ensuite, tenir une aiguille de calibre 30 avec le biseau orienté vers le haut. Utiliser la pointe de l'aiguille pour créer un tunnel à travers la sclérotique, en pénétrant la sclérotique jusqu'à la choroïde sans traverser la rétine.

Ensuite, en tenant l’aiguille de calibre 30 parallèlement à l’iris, percer la cornée pour réduire la pression intraoculaire. Orienter maintenant le tranchant vers le bas. Insérer une aiguille de calibre 33 reliée à une seringue Hamilton de 10 microlitres dans l’espace sous-rétinien, puis injecter 3,5 microlitres de sodium urinate.

Cela détachera environ 50 % de la rétine neurosensorielle de l'épithélium pigmentaire rétinien sous-jacent. À l'aide de pinces, déplacer la cornée autour de la perforation cornéenne pour permettre à l'humeur aqueuse de s'écouler par la perforation cornéenne, puis utiliser une sonde chirurgicale en cellulose pour confirmer l'absence de fuite au niveau de la plaie sclérale afin de réduire le risque de fuite d'urine sodée. Appliquer une colle de cyanoacrylate sur la plaie sclérale, puis réinsérer la conjonctive à sa position d'origine.

Utilisez un verre de couverture pour examiner le fond de l’œil et confirmer la formation d’un détachement rétinien en bolus sans hémorragie sous-rétinienne. Enfin, appliquez une pommade antibiotique sur l’œil afin de réduire le risque d’infection. Maintenez la souris sur un tapis chauffant pour éviter une baisse de la température corporelle.

Après une baisse de la pression artérielle. Remettez l’animal dans sa cage après qu’il se soit réveillé de l’anesthésie. Afin d’évaluer la persistance du détachement rétinien provoqué par ce protocole, des coupes cryostatiques ont été réalisées aux jours trois, sept et quatorze après l’induction du détachement.

Six yeux ont été utilisés pour chaque point temporel, hématoxyline et éosine. La coloration a permis de visualiser les sections, dont chacune montrait un bol alimentaire. Détachement rétinien s'approchant du cristallin.

Aucun œil ne présentait de signes d'infection ou de lésion du cristallin. Une fois maîtrisée, cette chirurgie peut être réalisée en environ cinq minutes. Lors de l'exécution de cette procédure, il est important d'effectuer chaque étape délicatement afin d'éviter toute fuite de sodium, tout saignement sous-rétinien important ou toute lésion du cristallin, qui pourraient tous influencer la mort des cellules réceptrices dans la rétine détachée. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment créer un détachement rétinien expérimental chez les rongeurs, avec une hauteur de détachement reproductible et durable, sans hémorragie sous-rétinienne.