Name: Un protocole double Tracer TEP-IRM pour la mesure quantitative de la régionale cerveau substrats énergétiques absorption chez le rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 10 s
Description: Découvrez une méthode de double marquage TEP-IRM pour mesurer quantitativement l'absorption régionale du glucose et des cétones cérébrales chez le rat. Cette technique permet d'étudier le métabolisme énergétique du cerveau au cours du vieillissement.

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Cette étude a été financée par le Fonds de la recherche en santé du Québec, les Instituts de recherche en santé du Canada, la Fondation canadienne pour l’innovation et le Secrétariat des chaires de recherche du Canada (CCN). Le Centre d’imagerie moléculaire de Sherbrooke fait partie du Centre de recherche clinique Étienne-Le Bel, financé par le FRQS. Les auteurs remercient Mélanie Fortier, Jennifer Tremblay-Mercier, Alexandre Courchesne-Loyer, Dr Fabien Pifferi, Dr M'hamed Bentourkia, Dr Otman Sarrhini, Dr Jacques Rousseau, Caroline Mathieu et Mélanie Archambault pour leur généreux soutien et leur aide technique. Les auteurs tiennent à remercier la plateforme d’analyse et de visualisation d’images (http://pavi.dinf.usherbrooke.ca) pour leur aide.

Toutes les expériences ont été réalisées conformément aux directives du Comité de soins aux animaux de l'Université de Sherbrooke et du Conseil canadien de protection des animaux. Le protocole expérimental a été approuvé par le comité d'éthique institutionnel pour la recherche sur les animaux (protocole n°011-09).
1. Anatomie cérébrale par IRM
<ol>
	<li>Laisser les rats s'acclimater dans l'animalerie pendant au moins 7 jours avant le protocole. Réaliser les examens IRM cérébraux 1 à 2 semaines avant le protocole TEP à double traceur afin de permettre une récupération complète de l'anesthésie.</li>
	<li>Anesthésier le rat dans une chambre d'induction. Utiliser 2 % d'isoflurane et 1,5 L/min d'oxygène pendant tout le protocole pour l'anesthésie. Pincer la patte arrière pour s'assurer que l'animal est complètement anesthésié. PRÉCAUTION : l'inhalation d'isoflurane peut provoquer des maux de tête, des étourdissements ou une perte de conscience dans certains cas ; il doit toujours être utilisé en présence d'un système d'échange d'air, dans une pièce convenablement ventilée.</li>
	<li>Placer le rat sur la table d'examen IRM en position ventrale tête en avant, avec un cône nasal pour l'isoflurane. Positionner les sondes de respiration et rectale. Surveiller la fréquence respiratoire durant l'expérience et maintenir la température corporelle à 37 °C à l'aide d'un système automatisé de réchauffage par air.</li>
	<li>Acquérir des images IRM pondérées en T2 à l'aide d'une séquence d'écho de spin rapide avec des paramètres d'acquisition détaillés précédemment11. Placer le rat sur un tapis chauffant pendant la récupération de l'anesthésie.</li>
</ol>
2. Acquisitions TEP à double traceur
<ol>
	<li>Utiliser un scanner PET pour petits animaux équipé de détecteurs à photodiodes à avalanche, un champ de vision axial d'environ 7,5 cm et une résolution spatiale isotrope de 1,2 mm17. En raison de sa courte demi-vie physique, préparer le 11C par bombardement de protons sur de l'azote naturel (via la réaction nucléaire 14N(ρ,α)11C) dans un cyclotron sur place avant chaque expérience.</li>
	<li>Jeûner le rat pendant 18 heures avant l'analyse par PET. Le jeûne permet une meilleure captation cérébrale du 11C-AcAc et du 18F-FDG, améliorant ainsi le rapport signal/bruit.</li>
	<li>Anesthésier le rat dans une chambre d'induction. Transférer le rat sur un tapis chauffant muni d'un embout nasal pour l'isoflurane. Commencer la synthèse du 11C-AcAc à ce moment-là. La synthèse prend 18 minutes à compter de la fin du bombardement, comme décrit précédemment1.</li>
	<li>Placer le rat sur le côté. Préparer un cathéter en polyéthylène PE50 rempli d'une solution de chlorure de sodium à 0,9 % héparinée (sérum physiologique). Installer le cathéter dans la veine de la queue pour l'injection du traceur. Installer un second cathéter dans l'artère caudale médiane ventrale pour les prélèvements sanguins tout au long des acquisitions.</li>
	<li>Transférer rapidement le rat sur la table du scanner en position ventrale tête en avant, avec un embout nasal pour l'isoflurane. Positionner les sondes de respiration et rectale. Surveiller la fréquence respiratoire pendant l'expérience et maintenir la température corporelle à 37 °C à l'aide d'un système de réchauffage automatique par air. Avancer la table du scanner dans l'appareil pour assurer une imagerie simultanée adéquate du cerveau et du cœur. Comme repère anatomique, positionner le bord du champ de vision au niveau des yeux du rat (à l'aide de lignes laser).</li>
	<li>À l'aide d'une solution concentrée de 11C-AcAc (~1 GBq/ml), préparer une seringue contenant environ 50 MBq d'activité radioactive (une plage de 45 à 55 MBq est acceptable). Ajuster le volume à 300 μl avec du sérum physiologique. ATTENTION : L'activité radioactive peut être nocive pour la santé. Elle doit toujours être manipulée derrière un écran de plomb. L'expérimentateur doit porter un dosimètre corporel et un dosimètre annulaire. Un compteur Geiger doit également être utilisé pendant l'expérience.</li>
	<li>Installer la seringue sur une pompe d'injection. Commencer l'injection en bolus de 11C-AcAc à un débit de 1 ml/min (durée de l'injection : ~19 secondes). Sur une deuxième pompe, immédiatement après la fin de l'injection de 11C-AcAc, commencer l'injection de 300 μl de sérum physiologique à un débit de 1 ml/min, ce qui est important pour une injection optimale du traceur dans la circulation sanguine.</li>
	<li>Démarrer une acquisition dynamique de données PET 30 secondes avant le début de l'injection en bolus, pour une durée totale de 20,5 minutes. L'acquisition de données de 30 secondes avant l'injection du traceur fournit une mesure du bruit de fond ambiant à soustraire ultérieurement des données PET. Régler le mode d'échantillonnage standard et la fenêtre d'énergie à 250-650 keV.</li>
	<li>Prélever deux échantillons sanguins de 200 μl environ 15 et 18 minutes après le début de l'injection de 11C-AcAc. Injecter du sérum physiologique hépariné dans le cathéter après chaque prélèvement pour éviter la coagulation sanguine. Noter l'heure de début et de fin de chaque prélèvement sanguin et utiliser le temps moyen. Centrifuger à 6 000 tr/min pendant 5 minutes et recueillir le plasma. Mesurer les comptages d'activité radioactive dans le plasma à l'aide d'un compteur gamma calibré avec le scanner PET.</li>
	<li>À la fin de l'analyse par 11C-AcAc, observer une période d'attente de 20 minutes pour s'assurer que la majeure partie de l'activité radioactive a disparu par désintégration. Cette période peut varier de 15 à 30 minutes. Ne pas déplacer la table du scanner et laisser le rat sous isoflurane pendant toute cette période.</li>
	<li>Pendant ce temps, à l'aide d'une solution concentrée de 18F-FDG (~5,5 GBq/μl), préparer une seringue contenant environ 50 MBq. Procéder exactement comme indiqué aux étapes 2.6 et 2.7. Démarrer une acquisition dynamique d'une durée totale de 40,5 minutes, incluant les 30 secondes avant l'injection. Prélever deux échantillons sanguins de 200 μl environ 30 et 35 minutes après le début de l'injection de 18F-FDG.</li>
	<li>À la fin de l'acquisition par 18F-FDG, effectuer un dernier prélèvement sanguin de 200 μl. Centrifuger et recueillir le plasma. Conserver les échantillons de plasma à -80 °C pour l'analyse du glucose et de l'AcAc.</li>
	<li>Enfin, placer le rat sur un tapis chauffant pendant la période de réveil. Garder l'animal pour un suivi longitudinal, ou alternativement, euthanasier le rat pour un prélèvement cérébral et des études biochimiques ultérieures.</li>
	<li>Reconstruire les images PET selon les séquences temporelles suivantes : 1 × 30 secondes ; 12 × 5 secondes ; 8 × 30 secondes ; et n × 300 secondes, où n = 3 pour l'acquisition de 11C-AcAc et n = 7 pour l'acquisition de 18F-FDG.</li>
</ol>
3. Analyse du glucose plasmatique et des AcAc
<ol>
	<li> Mesurer le glucose plasmatique et l'acétoacétate (AcAc) à l'aide d'un analyseur de biochimie clinique. Réaliser les dosages dans les 48 heures suivant le prélèvement sanguin afin de minimiser la décarboxylation de l'AcAc en acétone. Mesurer la concentration en glucose avec le kit DF40 comme décrit précédemment18 et l'AcAc avec un canal ouvert2. Ce type d'analyseur est plus précis que les bandelettes (0,1 μM) et offre une fenêtre de détection large. </li>
</ol>
4. Analyse quantitative par TEP
<ol>
	<li>Utiliser le logiciel PMOD ou un système équivalent pour l'analyse d'images TEP chez les petits animaux.</li>
	<li>Courbe d’activité sanguine en fonction du temps (TAC)
	<ol>
		<li>Charger les données de 18F-FDG. Sommer les images des 60 premières secondes suivant l'injection (période où le traceur est principalement dans le sang).</li>
		<li>À l’aide d’un outil de dessin manuel, dessiner un volume d’intérêt (VOI) sur la cavité du ventricule gauche correspondant au compartiment sanguin (un grand pool centré dans la partie inférieure des images). Tracer le VOI à environ 1 mm à l’intérieur du bord du compartiment sanguin (voxels rouges) afin d’exclure tout tissu et d’éviter la diffusion de la radioactivité tissulaire dans le compartiment sanguin (Figure 1A). Copier le VOI sur toute la série d’images dynamiques et générer une courbe de radioactivité en fonction du temps (TAC).</li>
		<li>Dans un tableur, utiliser les mesures de radioactivité des deux échantillons plasmatiques prélevés pendant l’acquisition pour corriger le TAC plasmatique (Figure 1B). Utiliser l’équation suivante : 
		<img alt="Formule de correction IDIF, méthode de correction d'image ; équations ; concept d'analyse de données scientifiques" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50761/50761eq1.jpg" width="500" data-altupdatedat="1787630408000"> 
		Une légère lissage du TAC plasmatique peut être effectué.</li>
		<li>Vérifier la présence d’une radioactivité résiduelle de 11C-AcAc durant les 30 premières secondes de l’acquisition 18F-FDG, avant l’injection. Si tel est le cas, soustraire le facteur suivant de toutes les images ultérieures du TAC : 
		<img alt="Schéma d'équation de décroissance exponentielle, R×e^{-(ln2/t_{1/2})×T}, analyse de décroissance radioactive." fo:content-width="1.5in" src="/files/ftp_upload/50761/50761eq2.jpg" width="150" data-altupdatedat="1787630408000">, 
		où R représente la radioactivité résiduelle, t1/2  la demi-vie du 11C (20,4 min) et T le temps de l’image2,13. La radioactivité résiduelle de 11C-AcAc après une période d’attente de 20 min peut atteindre jusqu’à 1,5 % des comptes maximaux de 18F-FDG.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Co-localisation 18F-FDG/IRM
	<ol>
		<li>Appliquer la co-localisation obtenue avec les images 18F-FDG aux images 11C-AcAc. Cette étape est nécessaire car les images 11C-AcAc présentent un faible rapport signal/bruit, rendant la co-localisation automatique difficile.</li>
		<li>Charger les données IRM correspondantes. Charger les 28 images temporelles 18F-FDG dans la même orientation que les images IRM (sur les trois axes).</li>
		<li>Calculer l’image sommée 18F-FDG des 28 images temporelles. Cette opération produit une image à plus haut nombre de comptes, plus facile à utiliser pour la co-localisation avec l’IRM que les images individuelles.</li>
		<li>Réaliser la co-localisation automatique de l’image sommée 18F-FDG sur les images IRM (Figure 2). Appliquer la transformation à toutes les images individuelles 18F-FDG. Enregistrer la transformation qui sera ultérieurement appliquée aux images 11C-AcAc.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Volumes d’intérêt (VOI)
	<ol>
		<li>À l’aide d’un logiciel de segmentation tel que PMOD, sélectionner les données IRM et choisir le plan préféré pour le dessin manuel. Choisir l’outil de dessin manuel ou semi-automatique selon la taille de la région cérébrale et le contraste de l’image. Localiser les structures cérébrales selon un atlas standard du cerveau de rat19.</li>
		<li>Dessiner les VOI. Comme indiqué sur la Figure 3, segmenter l’ensemble du cerveau, le cortex, l’hippocampe, le striatum et le cervelet, bien que d’autres régions puissent être choisies. Enregistrer les VOI, qui seront appliqués aux images 18F-FDG et 11C-AcAc co-localisées.</li>
		<li>Appliquer les VOI aux images 18F-FDG co-localisées. Sélectionner les statistiques des VOI pour visualiser le TAC cérébral. Si nécessaire, corriger le TAC en soustrayant la radioactivité moyenne corrigée pour la décroissance radioactive des 30 premières secondes de toutes les images ultérieures.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Calcul du taux métabolique cérébral
	<ol>
		<li>Charger les TAC cérébraux et plasmatiques correspondants.</li>
		<li>Sélectionner le modèle cinétique de la méthode de Patlak20,21. Régler la constante groupée à 0,4822 et indiquer la concentration plasmatique de glucose correspondante (Figure 4B). Fixer l’écart relatif maximal par rapport au tracé de Patlak à 5 %. Ajuster les données au modèle.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Images 11C-AcAc
	<ol>
		<li>Calculer l’image sommée 18F-FDG des 24 premières images afin d’obtenir le même nombre d’images que dans l’acquisition 11C-AcAc. Dans le cas contraire, la co-localisation 11C-AcAc/IRM échoue. Réaliser la co-localisation automatique de 18F-FDG sur l’IRM. Enregistrer le processus de transformation qui sera utilisé pour la co-localisation des images 11C-AcAc.</li>
		<li>Répéter les étapes 4.2 et 4.3 pour les images 11C-AcAc. Utiliser la transformation 18F-FDG de l’étape 4.6.1 et l’appliquer à toutes les images individuelles 11C-AcAc. Répéter les étapes 4.4 et 4.5 et utiliser les VOI 18F-FDG enregistrés. Régler la constante groupée à 1.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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<li>Blomqvist, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+acute+hyperketonemia+on+the+cerebral+uptake+of+ketone+bodies+in+nondiabetic+subjects+and+IDDM+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab%22%5BJournal%5D)">Effect of acute hyperketonemia on the cerebral uptake of ketone bodies in nondiabetic subjects and IDDM patients.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 283, 20-28 (2002).</li>
<li>Soret, M., Bacharach, S. L., Buvat, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial-volume+effect+in+PET+tumor+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Nucl.+Med%22%5BJournal%5D)">Partial-volume effect in PET tumor imaging.</a> J. Nucl. Med. 48, 932-945 (2007).</li>
<li>Jiang, L., Mason, G. F., Rothman, D. L., de Graaf, R. A., Behar, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+substrate+oxidation+during+hyperketonemia+in+the+fasted+anesthetized+rat+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cereb.+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Cortical substrate oxidation during hyperketonemia in the fasted anesthetized rat in vivo.</a> J. Cereb. Blood Flow Metab. 31, 2313-2323 (2011).</li>
<li>Melo, T. M., Nehlig, A., Sonnewald, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal-glial+interactions+in+rats+fed+a+ketogenic+diet%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochem.+Int%22%5BJournal%5D)">Neuronal-glial interactions in rats fed a ketogenic diet.</a> Neurochem. Int. 48, 498-507 (2006).</li>
<li>Yudkoff, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+brain+amino+acid+metabolism+to+ketosis%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochem.+Int%22%5BJournal%5D)">Response of brain amino acid metabolism to ketosis.</a> Neurochem. Int. 47, 119-128 (2005).</li>
<li>Matsumura, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+microPET+performance+in+analyzing+the+rat+brain+under+different+types+of+anesthesia%3A+comparison+between+quantitative+data+obtained+with+microPET+and+ex+vivo+autoradiography%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Assessment of microPET performance in analyzing the rat brain under different types of anesthesia: comparison between quantitative data obtained with microPET and ex vivo autoradiography.</a> Neuroimage. 20, 2040-2050 (2003).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Étapes critiques
Une étape critique de ce protocole TEP à double traceur est de pouvoir scanner simultanément le ventricule gauche du cœur et le cerveau en même temps. Pour ce faire, il faut disposer d’un scanner TEP d’une longueur axiale suffisante, c’est-à-dire d’au moins 7,5 cm. Quelques tests sont nécessaires pour déterminer la position exacte de la table du scanner (valeurs x, y et z), où le cerveau et le cœur sont correctement scannés.
L’injection de tra...

Contexte et justification
La tomographie par émission de positons (TEP) permet l’étude peu invasive des processus fonctionnels dans le cerveau. Le glucose est le principal substrat énergétique du cerveau, mais en cas de carence en glucose, les cétones (acétoacétate [AcAc] et β-hydroxybutyrate) sont les principaux substrats énergétiques alternatifs. Le métabolisme énergétique cérébral a été largement étudié par TEP à l’aide du traceur TEP le plus courant, le 18F-fluorodésoxyglucose (18F-FDG), un analogue du glucose. Notre groupe a récemment mis au point un nouveau radiotraceur -11C-AcAc- pour mesurer le métabolisme des cétones cérébrales1. L’imagerie par résonance magnétique (IRM) est une technique de résolution beaucoup plus élevée (résolution dans le plan de 0,1 mm × 0,1 mm) que la TEP, et est nécessaire pour localiser clairement les régions anatomiques du cerveau nécessaires à l’analyse TEP régionale du métabolisme énergétique cérébral.
Les données TEP sont généralement exprimées sous forme de valeurs d’absorption normalisées (SUV)2-6. Les SUV sont la concentration d’activité tissulaire normalisée par la fraction de la dose injectée/poids unitaire, telle qu’initialement proposée il y a plus de 70 ans7. Ces unités sont encore largement utilisées car elles nécessitent des méthodologies d’acquisition et d’analyse d’images par TEP plus simples. Cependant, une limitation importante est que les SUV sont des unités relatives et non absolues, ce qui rend difficile la comparaison des résultats entre différentes études. Cette difficulté de comparaison peut contribuer à des résultats contradictoires dans la littérature sur l’absorption du glucose dans le cerveau chez les personnes âgées8. Par conséquent, le taux métabolique cérébral quantitatif (CMR ; μmol/100 g/min) présente des avantages particuliers9-11. La génération de valeurs CMR nécessite une acquisition TEP dynamique et la radioactivité du plasma compte en fonction du temps, c’est-à-dire de la courbe temps-activité (TAC) du plasma ou de la fonction d’entrée. La fonction d'entrée peut être obtenue par plusieurs prélèvements sanguins tout au long de l'acquisition de la TEP9,12 ou par la méthode IDIF (image-derived input function), dans laquelle une région d'intérêt est dessinée sur un pool sanguin (ventricule gauche du cœur ou artère principale)11,13-16.
Objectif
L'objectif de notre méthode était de comparer quantitativement pour la première fois l'absorption des deux substrats énergétiques clés du cerveau, le glucose et les cétones, en utilisant la TEP et l'IRM chez les rongeurs. 11Le C-AcAc et le 18F-FDG ont été utilisés séquentiellement chez le même animal. Le protocole a été conçu pour mesurer les absorptions régionales dans différentes structures cérébrales pertinentes (cortex, hippocampe, striatum et cervelet) clairement visibles sur les images IRM. Le protocole était également spécifiquement destiné à permettre une analyse quantitative de l’absorption cérébrale des traceurs, c’est-à-dire la CMR du 18F-FDG et du 11C-AcAc. Bien que ce protocole ait été développé pour étudier les substrats d’énergie cérébrale, les radiotraceurs que nous avons utilisés pourraient être remplacés par d’autres, et la même méthodologie peut être utilisée pour étudier différents processus fonctionnels cérébraux.
Avantages par rapport aux méthodes existantes
La TEP et l’IRM n’exigent pas que l’animal soit sacrifié après l’acquisition. Par conséquent, des études de suivi des traitements sont possibles. Ainsi, des données de référence suivies d’une condition expérimentale peuvent être mesurées chez le même animal, réduisant ainsi à la fois la variabilité biologique et le nombre d’animaux requis. L’un des principaux avantages de notre protocole TEP à double traceur est de comparer l’absorption des deux traceurs chez le même animal dans les mêmes conditions physiologiques au cours de la même séance d’imagerie, réduisant ainsi encore plus la variabilité biologique et les écarts systématiques. Ce protocole TEP à double traceur est réalisable principalement en raison de la courte demi-vie physique de 11°C (20,4 min) et du lavage biologique rapide du 11C-AcAc, qui laissent une radioactivité résiduelle minimale du 11°C lors de la deuxième acquisition avec du 18F-FDG. L’IRM est une caractéristique importante de ce protocole car elle permet d’étudier l’absorption du traceur dans des zones spécifiques du cerveau. De plus, cette méthode permet une mesure quantitative absolue de l’absorption des traceurs cérébraux par rapport aux unités relatives obtenues par la méthode SUV. Enfin, les images 11C-AcAc ont un faible rapport signal/bruit en raison de l’absorption relativement faible d’AcAc par le cerveau dans des conditions physiologiques, ce qui rend difficile l’enregistrement automatique des images 11C-AcAc et IRM. Par conséquent, comme les acquisitions de 11C-AcAc et de 18F-FDG sont séquentielles (aucun mouvement de l’animal), l’alignement de 18F-FDG sur l’IRM peut être appliqué à 11images C-AcAc.
Principaux documents où le protocole a été utilisé
Nous avons utilisé le protocole TEP à double traceur dans une étude impliquant la comparaison de l’état à jeun et du régime cétogène (KD) chez de jeunes rats2. Nous avons montré que le jeûne et le KD augmentent significativement l’absorption cérébrale de 11C-AcAc et de 18F-FDG. Cependant, il ne s’agissait pas de résultats quantitatifs, car nous n’avons pas utilisé la méthodologie d’imagerie TEP dynamique et de modélisation cinétique du traceur à ce moment-là. Par la suite, nous avons entrepris une étude régionale et quantitative du métabolisme cérébral chez des rats âgés, où l’effet du vieillissement et d’un KD ont été évalués sur l’absorption cérébrale 11C-AcAc et 18F-FDG11. Nous avons également montré que le pourcentage de distribution entre les régions cérébrales était différent entre le 11C-AcAc et le 18F-FDG. De plus, non seulement la CMR du 11C-AcAc, mais aussi celle du 18F-FDG ont été augmentées dans l’ensemble du cerveau ainsi que dans le striatum de rats âgés sur le KD.

<table><tbody><tr><td>Scanner IRM</td><td>Varian</td><td></td><td>7 Tesla</td></tr><tr><td>Scanner TEP pour petits animaux</td><td>Gamma Medica</td><td></td><td>Lab-PET/-Triumph</td></tr><tr><td>Tapis chauffant</td><td>Sunbeam</td><td>PN 143937</td><td></td></tr><tr><td>Heater system</td><td>SA Instruments</td><td>761 100 Rev B</td><td></td></tr><tr><td>Respiratory gating</td><td>SA Instruments SAII’s</td><td>P-resp</td><td></td></tr><tr><td>Analyseur de chimie clinique</td><td>Siemens Healthcare Diagnosis</td><td>765000.931</td><td>Dimension Xpand Plus</td></tr><tr><td>Tube en polyéthylène 50&nbsp ;</td><td>Becton Dickinson</td><td>427411</td><td></td></tr><tr><td>Pompe d’injection</td><td>KD Scientific</td><td>Model 210</td><td></td></tr><tr><td>Compteur gamma</td><td>GMI</td><td>Packard Cobra II</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse</td><td>Thermo Scientific</td><td>75002416</td><td>Heraeus Pico 21</td></tr><tr><td>Logiciel</td><td>PMOD Technologies</td><td></td><td>PMOD 3.2 version</td></tr><tr><td>Compteur Geiger Fluke</td><td>Biomedical</td><td>ASM-990</td><td>Réactif</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr> de radiamètre avancé <tr><td>Isoflurane</td><td>Abbott Laboratories, Ltd</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>0,9 % NaCl solution</td><td>Hospira</td><td>4888010</td><td></td></tr><tr><td>Héparine</td><td>Sandoz</td><td>1004336</td><td></td></tr><tr><td>Acétate d’isopropényle</td><td>Aldrich</td><td>11778</td><td>99 %</td></tr> <tr><td>Méthyllithium</td><td>Aldrich</td><td>197343</td><td>1,6 M</td></tr><tr><td>THF</td><td>Aldrich</td><td>87371</td><td></td></tr><tr><td>Cartouche de réactif Flex glucose</td><td>Siemens Healthcare Diagnosis</td><td>DF40</td><td></td></tr><tr><td>Base Trizma</td><td>Sigma</td><td>T6066-500G</td><td>préparer tampon tris 100 mM pH 7,0</td></tr><tr><td>Oxamate de sodium</td><td>Sigma</td><td>O2751</td><td>20 mM</td></tr><tr><td>NADH</td><td>Roche</td><td>10128015001</td><td>0,15 mM</td></tr><tr><td>b-Hydroxybutyrate déshydrogénase</td><td>Toyobo</td><td>HBD-301</td><td>1 U/ml</td></tr></tbody></table>

un protocole double tracer tep-irm pour la mesure quantitative de la régionale cerveau substrats énergétiques absorption chez le rat

A Dual Tracer PET-MRI Protocol for the Quantitative Measure of Regional Brain Energy Substrates Uptake in the Rat

Nous présentons une méthode pour comparer l'absorption des deux substrats énergétiques clés du cerveau : le glucose et les cétones (acétoacétate [AcAc] dans ce cas) chez le rat. La méthode mise au point est un protocole de tomographie par émission de positons (TEP) chez les petits animaux, dans lequel 11C-AcAc et 18F-fluorodésoxyglucose (18F-FDG) sont injectés séquentiellement dans chaque animal. Cette acquisition PET à double traceur est possible en raison de la courte demi-vie de 11°C (20,4 min). Les rats subissent également une acquisition d’imagerie par résonance magnétique (IRM) sept jours avant le protocole TEP. Avant l’analyse des images, les images TEP et IRM sont co-enregistrées pour permettre la mesure de l’absorption cérébrale régionale (cortex, hippocampe, striatum et cervelet). Une mesure quantitative de l’absorption cérébrale de 11C-AcAc et de 18F-FDG (taux métabolique cérébral ; μmol/100 g/min) est déterminée par modélisation cinétique à l’aide de la méthode IDIF (Image-derived input function). Notre nouveau protocole PET à double traceur est robuste et flexible ; Les deux traceurs utilisés peuvent être remplacés par des radiotraceurs différents pour évaluer d’autres processus dans le cerveau. De plus, notre protocole est applicable à l'étude de l'approvisionnement en carburant cérébral dans de multiples conditions telles que le vieillissement normal et les pathologies neurodégénératives telles que les maladies d'Alzheimer et de Parkinson.

Comme on le voit dans la figure 2, la captation de 11C-AcAc est faible au niveau du cerveau lui-même. Comme mentionné précédemment, la consommation de corps cétoniques par le cerveau est très faible lors d'un jeûne à court terme. La captation de 11C-AcAc est plus élevée dans les muscles de la langue et des joues. En effet, les corps cétoniques sont rapidement captés par les muscles squelettiques du rat23. En revanche, la captation de 18F-FDG est principalement ...

La tomographie par émission de positons sur de petits animaux permet d'évaluer les deux principaux substrats énergétiques du cerveau : le glucose et les cétones. Dans la présente méthode, le 11-C-acétoacétate et le 18F-fluorodésoxyglucose sont injectés séquentiellement dans chaque animal, et leur absorption est mesurée quantitativement dans des régions spécifiques du cerveau déterminées à partir des images par résonance magnétique.

Un protocole double Tracer TEP-IRM pour la mesure quantitative de la régionale cerveau substrats énergétiques absorption chez le rat

We present a method for comparing the uptake of the brain&#39;s two key energy substrates: glucose and ketones (acetoacetate [AcAc] in this case) in the ...

L'objectif général de l'expérience suivante est de comparer de manière quantitative l'absorption régionale des deux substrats énergétiques clés du cerveau, le glucose et les corps cétoniques, à l'aide de la TEP et de l'IRM chez les rongeurs. Cela est réalisé en premier lieu par l'acquisition d'une image par résonance magnétique du cerveau afin de localiser les régions anatomiques cérébrales. Dans un deuxième temps, des acquisitions TEP au carbon 11 acétoacétate et au fluoro-2-désoxy-D-glucose (FDG) sont réalisées, fournissant des images de la captation cérébrale des corps cétoniques et du glucose. Ensuite, les images TEP et IRM sont co-registrées.Afin de mesurer la captation cérébrale régionale des deux traceurs TEP, des résultats sont obtenus qui montrent la vitesse métabolique cérébrale régionale pour le glucose et les corps cétoniques, basée sur les courbes d'activité en fonction du temps du cerveau et du plasma. Cette technique peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du métabolisme énergétique cérébral au cours du vieillissement, notamment si le déclin du métabolisme du glucose avec l'âge s'observe également avec les corps cétoniques, principaux carburants alternatifs du cerveau. Le champ de vision réel du scanner constituera un facteur et une contrainte importants afin d'acquérir correctement des images du cerveau et du cœur.Le modèle animal actuel nécessitera un champ de vision de 7,5 centimètres afin de tenir compte de la distribution des organes ciblés. Des balayages d'essai permettront de déterminer la position finale de la table du scanner. Nous avons d'abord eu l'idée de cette méthode lorsque nous avons pris conscience que les cétones jouaient un rôle important dans le métabolisme énergétique cérébral, bien que presque rien ne soit connu à ce sujet.Comment le cerveau les utilise sera démontré par la procédure qui sera examinée avec calme. Une professionnelle de recherche et Michelle Ett, étudiante diplômée du Centre d'Imagerie Moléculaire de Sherbrooke, commencent par laisser les rats s'acclimater à la facility animale pendant un minimum de sept jours avant de commencer ce protocole, puis effectuent des examens IRM cérébrale une à deux semaines avant la TEP à double traceur afin de permettre au animal une récupération complète de l'anesthésie. Positionnez le rat sur la table d'examen IRM en position prônée tête la première et placez un embout nasal pour l'isoflurane.Positionnez également les sondes de respiration et rectales de manière à pouvoir surveiller la fréquence respiratoire et maintenir la température corporelle à 37 degrés Celsius à l’aide d’un système de réchauffage d’air automatisé. Acquérez des images IRM pondérées en T2 du cerveau en utilisant une séquence d’impulsions en écho de spin rapide. Une fois l’imagerie terminée, placez le rat sur un tapis chauffant et surveillez sa récupération de l’anesthésie. Jeûnez le rat pendant 18 heures avant l’imagerie par TEP, une à deux semaines après l’IRM.Utilisez un scanner pour petits animaux équipé de détecteurs à photodiodes à avalanche et d'un champ de vision axial d'environ 7,5 centimètres, avec une résolution spatiale isotrope de 1,2 millimètre. Commencez par placer le rat dans une chambre d'induction. Ensuite, transférez le rat sur un tapis chauffant muni d'un embout nasal pour l'isoflurane et assurez-vous que l'animal est complètement anesthésié avant l'imagerie.Commencer la synthèse de l'acétoacétate de carbone 11 à ce moment, car la synthèse prend 18 minutes à compter de la fin de la bombarde. Préparer également un cathéter en polyéthylène PE 50 rempli d'une solution de chlorure de sodium à 0,9 % héparinisée. Placer le rat sur le côté et introduire le cathéter dans la veine de la queue pour l'injection du traceur.Installer un deuxième cathéter dans l'artère caudale ventrale moyenne pour les prélèvements sanguins tout au long des acquisitions. Transférer maintenant rapidement le rat sur la table du scanner en position prona tête en avant, avec le cône nasal en place. Ensuite, introduire la table du scanner dans l'appareil pour assurer une imagerie adéquate du cerveau et du cœur simultanément ; comme repère anatomique, positionner le bord du champ de vision au niveau des yeux du rat.Surveillez la fréquence respiratoire et maintenez la température corporelle à 37 degrés Celsius tout au long de l'expérience. Ensuite, à l'aide d'une solution concentrée d'acétoacétate de carbone 11 d'environ un giga ERL par millilitre, préparez une seringue contenant environ 50 mégabecquerels d'activité radioactive. Une plage de 45 à 55 mégabecquerels est acceptable.Ensuite, ajuster le volume à 300 microlitres avec du sérum physiologique. Installer la seringue dans une pompe d'injection et régler l'injection en bolus du traceur radioactif à un débit d'un millilitre par minute pendant une durée d'injection d'environ 19 secondes. Puis configurer une deuxième pompe pour administrer immédiatement 300 microlitres de sérum physiologique à un débit d'un millilitre par minute afin de garantir une injection optimale du traceur dans la circulation sanguine.Régler le mode d'échantillonnage standard et la fenêtre énergétique entre 250 et 650 kiloélectrons-volts, puis démarrer l'acquisition dynamique des données TEP 30 secondes avant l'injection du bolus. La durée totale de l'examen doit être de 20 minutes et 30 secondes. L'acquisition numéro 32, réalisée avant l'injection du traceur, permet de mesurer le fond ambiant, qui sera ultérieurement soustrait des données TEP.Prélevez deux échantillons sanguins de 200 microlitres environ 15 et 18 minutes après le début de l'injection d'acétoacétate marqué au carbone 11, et injectez une solution saline héparinée dans le cathéter après chaque prélèvement afin d'éviter la coagulation sanguine. Notez l'heure au début et à la fin de chaque prélèvement sanguin, puis calculez l'heure moyenne. Les échantillons doivent être centrifugés à 6 000 tr/min pendant cinq minutes pour recueillir le plasma.Ensuite, mesurer les comptes d'activité radioactive à l'aide d'un compteur gamma étalonné avec le scanner TEP. Après l'exploration à l'acétoacétate marqué au carbone 11, prévoir une période d'attente de 20 minutes afin de s'assurer que la majeure partie de l'activité radioactive a décru. Pendant ce temps, à l'aide d'une solution concentrée de FDG, préparer une seringue d'environ 50 mégaBq.À nouveau, ajustez le volume avec du sérum physiologique et configurez la pompe d'infusion comme décrit précédemment. Démarrez maintenant une acquisition dynamique d'une durée totale de 40,5 minutes, incluant à nouveau 30 secondes avant l'injection. Prélèvez deux échantillons sanguins de 200 microlitres chacun environ 30 et 35 minutes après le début de l'injection de FDG.Ensuite, à la fin de l'acquisition de FDG, prélevez un dernier échantillon sanguin de 200 microlitres. Une fois l'analyse terminée, reconstruisez les images TEP selon le déroulement suivant : séquences une par 30, douze par cinq, huit par 30, et n par 300 secondes, où n est égal à trois pour l'acquisition d'acétoacétate marqué au carbone 11 et n est égal à sept pour l'acquisition de FDG. Pour commencer l'analyse, utilisez le logiciel P mode ou un système équivalent pour l'analyse d'images TEP chez les petits animaux afin de générer une courbe d'activité temporelle plasmatique.Tout d'abord, chargez les données de FDG, puis quelques images correspondant aux 60 premières secondes suivant l'injection, période durant laquelle le traceur se trouve principalement dans le sang. Ensuite, à l’aide d’un outil de dessin manuel, dessinez une région d’intérêt ou VOI dans la cavité du ventricule gauche, environ un millimètre à l’intérieur de la limite du pool sanguin. Cela garantit l’exclusion des tissus et évite la diffusion de la radioactivité tissulaire vers le pool sanguin.Ensuite, copiez le VOR dans l'ensemble de la série d'images dynamiques et générez une courbe de radioactivité en fonction du temps. Puis, dans un tableur, utilisez les comptages de radioactivité des deux échantillons de plasma prélevés pendant l'acquisition pour corriger la courbe d'activité temporelle du plasma. Utilisez l'équation indiquée ici.Vérifiez également si une radioactivité résiduelle provenant de l'acétoacétate de carbone 11 est présente durant les 30 premières secondes de l'acquisition FDG avant l'injection. Dans l'affirmative, soustrayez le facteur suivant de toutes les fenêtres temporelles ultérieures de la courbe d'activité temporelle. Ensuite, chargez les 28 fenêtres temporelles FDG dans la même orientation que les images IRM et calculez l'image sommée FDG.Ensuite, effectuez la co-registration automatique de l'image FDG sommée sur les images IRM. Appliquez la transformation à toutes les images individuelles du FDG et enregistrez la transformation, qui sera par la suite appliquée aux images au carbon 11 acétoacétate. Cette étape est nécessaire en raison du carbon 11.Les images d'acétoacétate présentent un faible rapport signal sur bruit, et la co-registration automatique est difficile. Ensuite, à l'aide d'un logiciel de segmentation, sélectionnez les données IRM et choisissez le plan préféré pour le tracé manuel. L'outil de dessin manuel ou semi-automatique peut être utilisé selon le cerveau, la taille de la région et le contraste de l'image.Localisez les structures cérébrales selon un segment standard d'atlas cérébral de rat : le cortex cérébral entier, l'hippocampe, le sat, et le cervelet, comme indiqué ici, ou d'autres régions si nécessaire. Enregistrez les volumes d'intérêt (VOI), qui seront appliqués aux images d'acétocétate marqué au carbone 11 et de FDG correctement superposées. Appliquez d'abord les VOI aux images de FDG correctement superposées.Sélectionnez les statistiques VO i pour visualiser la courbe d'activité cérébrale en fonction du temps si nécessaire. Corrigez la courbe en soustrayant l'activité radioactive moyenne corrigée de la désintégration des 30 premières secondes de toutes les périodes ultérieures afin d'effectuer un calcul du taux métabolique cérébral, puis chargez les courbes d'activité en fonction du temps pour le cerveau et le plasma correspondant. Ensuite, sélectionnez le modèle cinétique de tracé LAC et réglez la constante groupée à 0,48 ainsi que la concentration plasmatique correspondante.Fixer la déviation relative maximale par rapport au tracé plac à 5 % et ajuster les données au modèle. Ensuite, procéder à la co-registration de l'acétoacétate marqué au carbone 11 avec l'IRM. Commencer par calculer l'image sommée de la FDG des 24 premières fenêtres temporelles afin d'obtenir le même nombre de cadres que celui de l'acquisition par l'acétoacétate marqué au carbone 11.Ensuite, utilisez le processus de transformation FDG par IRM pour la co-localisation des images de l'acétoacétate marqué au carbone 11. Répétez les calculs de la courbe d'activité plasmatique en fonction du temps et les étapes de co-localisation pour les images de l'acétoacétate marqué au carbone 11. Appliquez la transformation FDG à toutes les images individuelles de l'acétoacétate marqué au carbone 11.Enfin, utilisez les voies FDG enregistrées et recalculez à nouveau le débit métabolique cérébral, en fixant la constante regroupée à un. Ici, on peut observer qu'au cours du processus de co-registration, les images IRM sont fixes et que les images TEP se déplacent en raison d'un alignement dans le plan axial. Ce graphique montre la modélisation cinétique de la fixation cérébrale globale du FDG.À l’aide du logiciel en mode P après l’absorption cérébrale, un état d’équilibre est atteint. La courbe obtenue est une droite dont la pente représente le flux entrant dans le cerveau. Les valeurs typiques du flux entrant cérébral et du volume de distribution dans l’ensemble du cerveau pour le FDG sont respectivement d’environ 0,0165 par minute à la puissance moins un et environ 0,6425 millilitre de sang par millilitre de tissu.Le taux métabolique cérébral attendu pour le glucose dans l'ensemble du cerveau est d'environ 25 micromoles par minute et par 100 grammes selon cette procédure. D'autres méthodes, telles que l'analyse du sang veineux, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires. Par exemple, l'expression des transporteurs cérébraux du glucose et des corps cétoniques est-elle modifiée dans une condition spécifique ?Grâce au développement de cette technique, nous avons ouvert une nouvelle fenêtre aux chercheurs intéressés par le métabolisme des antigènes cérébraux pour étudier les processus physiologiques et pathologiques impliqués dans le vieillissement, les maladies neurodégénératives et le développement ainsi que le traitement des tumeurs chez les rongeurs et d'autres modèles animaux. Le travail avec les rayonnements nécessite des précautions supplémentaires. Manipuler le traceur radioactif derrière un écran en plomb.Le port d'un dosimètre corporel et d'un dosimètre à anneau est obligatoire pour cette expérience. Il est essentiel de réaliser des contrôles du personnel et des relevés de zone à l'aide d'un compteur Geiger afin de maintenir un poste de travail exempt de contamination.

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Neuroscience

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Les lésions cérébrales résultant d’une ischémie cérébrale peuvent être imagées de manière non invasive et étudiées chez le rat à l’aide d’une tomographie par émission de positrons préclinique couplée à la sonde radioactive injectable, le 18F-fluorodésoxyglucose. De plus, l’utilisation d’outils logiciels modernes qui incluent des modèles de volume d’intérêt (VOI) pour le cerveau augmente considérablement les informations quantitatives recueillies dans le cadre de ces études.

Imagerie non invasive et analyse des ischémie cérébrale chez les rats de vie en utilisant la tomographie par émission de positons avec<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG

La méthode présentée ici utilise simultanément la tomographie par émission de positrons et l'imagerie par résonance magnétique. Dans le modèle hypoxie-ischémie cérébrale, des changements dynamiques dans le métabolisme du glucose et de diffusion se produisent pendant et après une blessure. Les dommages évolutive et reproductible dans ce modèle nécessite l'acquisition simultanée si les données d'imagerie multi-modaux significatifs doivent être acquis.

Imagerie simultanée PET / IRM cérébrale Pendant souris hypoxie ischémie

Nous avons appliqué une stimulation magnétique transcrânienne répétitive (rTMS) à l’hémisphère unilatéral du cerveau du rat, en plaçant une bobine en forme de 8 de 25 mm à 1 cm du sommet sur la ligne biauriculaire et en angulant la bobine de 45°. Un système de refroidissement par eau interne a été utilisé pour le rTMS pendant plus de 20 min.

Répétitif stimulation magnétique transcrânienne à l&#39;Unilatérale hémisphère de cerveau de rat

La synthèse des protéines est un processus biologique essentiel pour les cellules. Dans le cerveau, il est nécessaire pour les changements adaptatifs. La mesure des taux de synthèse des protéines dans le cerveau intact nécessite des considérations méthodologiques soignelées. Ici nous présentons la méthode autoradiographique quantitative de L-[1-14C]-leucine pour déterminer des taux régionaux de synthèse cérébrale de protéine in vivo.

Méthode autoradiographique quantitative pour la détermination des taux régionaux de synthèse des protéines cérébrales In Vivo

Après avoir vérifié par sang-oxygène-dépendante du niveau fonctionnel de l’imagerie par résonance magnétique (IRMf BOLD) que la superficie correspondante de cortex champ de baril somatosensoriel (appelée S1BF) est bien activée, le principal objectif de cette étude est de quantifier la teneur en lactates fluctuations dans le cerveau de rat activés par spectroscopie de résonance magnétique de proton localisé (1H-MRS) à 7 T.

La spectroscopie par résonance magnétique fonctionnelle à 7 T dans le Cortex de baril de Rat pendant l’Activation de Whisker

Ce manuscrit décrit deux protocoles d'administration de radiotracer pour FDG-PET (infusion constante et bolus plus perfusion) et les compare à l'administration de bolus. Les résolutions temporelles de 16 s sont réalisables en utilisant ces protocoles.

Radiotracer Administration for High Temporal Resolution Positron Emission Tomography of the Human Brain: Application to FDG-fPET Radiotracer Administration for High Temporal Resolution Positron Emission Tomography of the Human Brain: Application to FDG-fPET Radiotracer Administration for High Temporal Resolution Positron Emission Tomography of the Human Brain: Application to FDG-fPET Radiotracer

Ce protocole a pour but de surveiller les changements in vivo de myéline (démyélinisation et remylination) par imagerie par tomographie par émission de positons (TEP) dans un modèle animal de sclérose en plaques.

Imagerie par tomographie par émission de positons pour la mesure in Vivo de la teneur en myéline dans le modèle rat de lysolecithine de la sclérose en plaques

Ce protocole décrit une méthode permettant d’obtenir des données d’imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf- rs) stables à l’état de repos d’un rat en utilisant de l’isoflurane à faible dose en association avec de la dexmèdetomidine à faible dose.

Acquisition de données d’imagerie par résonance magnétique fonctionnelle à l’état de repos chez le rat

Nous présentons ici un protocole d’imagerie expérimentale pour la quantification de la fonction cardiaque et de la morphologie à l’aide de la tomographie par émission de positons à haute résolution / tomodensitométrie pour les petits animaux. Les souris et les rats sont pris en compte, discutant des différentes exigences des agents de contraste par tomodensitométrie pour les deux espèces.

Tomographie cardiaque à émission de positons à haute résolution/tomodensitométrie pour petits animaux

Les mesures quantitatives du métabolisme de l’oxygène et du glucose par TEP sont des technologies établies, mais les détails des protocoles pratiques sont peu décrits dans la littérature. Cet article présente un protocole pratique mis en œuvre avec succès sur un scanner de tomographie par émission de positons à la pointe de la technologie.

Etudes multi-traceurs du métabolisme de l’oxygène et du glucose dans le cerveau à l’aide d’un scanner par tomographie par émission de positons à temps de vol

L’acquisition de données de tomographie par émission de positons (TEP) dynamique et la reconstruction en cadres temporels permettent d’analyser la connectivité métabolique du cerveau au niveau d’un seul sujet. Nous décrivons une méthode pour acquérir des données TEP dynamiques [18F]FDG du cerveau du rat et obtenir une matrice de connectivité par extraction de courbes temps-activité de volumes d’intérêt.

Étude de la connectivité métabolique du cerveau à l’aide de la tomographie dynamique par émission de positrons 2-désoxy-2-[18F]fluoro-D-glucose au niveau d’un seul sujet

Découvrez une méthode de double marquage TEP-IRM pour mesurer quantitativement l'absorption régionale du glucose et des cétones cérébrales chez le rat. Cette technique permet d'étudier le métabolisme énergétique du cerveau au cours du vieillissement.

Un protocole double Tracer TEP-IRM pour la mesure quantitative de la régionale cerveau substrats énergétiques absorption chez le rat (Vidéo) | JoVE Journal

Un protocole double Tracer TEP-IRM pour la mesure quantitative de la régionale cerveau substrats énergétiques absorption chez le rat

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