Name: Un modèle murin dhémorragie sous-arachnoïdienne (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Découvrez un modèle murin standardisé d'hémorragie sous-arachnoïdienne par perforation endovasculaire. Cette méthode permet de surveiller la pression intracrânienne et la perfusion cérébrale chez la souris transgénique.

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La recherche actuelle est financé par la Fondation de recherche Solorz-Zak.

Toutes les interventions chirurgicales ont été soumis à un examen éthique et approuvés par le gouvernement de Haute-Bavière (numéro de référence: 55.2-1-54-2532.3-13-13 et -2532-136-11). Les animaux sont mâles C57BL / 6 avec un poids corporel d&#39;environ 25 g. Une. Préparation des animaux <ol><li> Induire une anesthésie en plaçant la souris dans une chambre. Rincer la chambre avec 5% d&#39;isoflurane que l&#39;animal perd conscience. </li><li> Injecter des anesthésiques par voie intrapéritonéale prémélangés: fentanyl (0,05 mg / kg), le midazolam (5 mg / kg) et la médétomidine (0,5 mg / kg). Vérifiez réflexes avant et régulièrement pendant la procédure. Réinjecter un tiers du montant initial horaire pour maintenir l&#39;anesthésie. </li><li> Intuber orotracheally avec un tube d&#39;un cathéter veineux G 11 20. Pour intubation fixer l&#39;animal sur une plate-forme inclinée (30 °), rétracter la languette avec une pince pliées, de visualiser les cordes vocales sous un microscope d&#39;opération et insérer le tube dans la trachéependant l&#39;inspiration. </li><li> Placez la souris dans une position couchée et vérifier le positionnement correct du tube avec un morceau de coton ou un microcapnograph. </li><li> Connecter le tube d&#39;intubation au respirateur. Ventiler la souris avec l&#39;air ambiant supplémenté avec 25% d&#39;oxygène avec une fréquence de 180 à 220 respirations / min et un volume d&#39;éjection de 200 à 250 pi. </li><li> Connecter le tube d&#39;intubation à la microcapnograph. Maintenir la fin d&#39;expiration pCO 2 à 30 mm de Hg en ajustant la fréquence de ventilation. </li><li> Insérer une sonde de température rectale et à placer l&#39;animal sur un coussin chauffant pour maintenir 37 ° C de la température corporelle. </li><li> Appliquer le capteur de pouls annulaire sur la patte arrière droite. </li><li> Ouvrez la peau au-dessus du crâne avec une paire de ciseaux. L&#39;incision doit être d&#39;environ 0,5 cm de long et entre l&#39;oreille et l&#39;œil. </li><li> Disséquer le muscle temporal gauche avec un scalpel à partir de l&#39;os temporal. </li><li> Collez le débitmètre laser Doppler (LDF) de la sonde surl&#39;os temporal gauche. Tenir la sonde dans une position fixe jusqu&#39;à ce que la colle durcisse. </li><li> Percez un trou d&#39;environ 1,5 mm de diamètre avec une fraise dentaire dans l&#39;os temporal gauche. Refroidir l&#39;os avec une solution saline pour prévenir les dommages de la chaleur. </li><li> Insérez la sonde ICP dans la cavité crânienne. Pousser en avant comme le dos que possible pour éviter des dommages aux tissus du cerveau et une hémorragie. </li><li> Si la sonde est à la bonne position, fixer et sceller avec du ciment. Laissez le ciment sécher pendant 5 min. </li><li> Retournez la souris avec soin pour une position couchée. </li><li> Pour la surveillance continue de la pression artérielle, cathétériser l&#39;artère fémorale gauche. </li><li> Connecter le cathéter fémoral au dispositif de surveillance de la pression sanguine. </li></ol> 2. SAH induction <ol><li> Ouvrez la peau avec une paire de ciseaux de sternum au menton (2 cm). Disséquer le tissu conjonctif et carrément pousser les glandes salivaires de côté. </li><li> Exposer l&#39;artère carotide commune gauche (CCA) et le mobiliser. Préserver l&#39;nerf vague, qui se déroule dans la même gaine de tissu conjonctif comme le CCA. Déplacez crânienne et exposer et mobiliser l&#39;ICA et la Cour des comptes en utilisant la même technique. </li><li> Ligaturer le CEA autant crânienne que possible. </li><li> Convenir deux autres ligatures pour filament autour de la CEA. </li><li> Obstruer la CCA et la CIA temporairement microclips. Placez les microclips avec un applicateur de microclip. Assurez-vous que les clips sont correctement appliquées en les tirant doucement le dos. </li><li> Coupez un trou pour l&#39;insertion du filament dans le CEA avec un navire ciseaux. </li><li> Insérez un filament Prolene 5-0 avec 12 mm de longueur dans le CEA. </li><li> Fermer le site d&#39;insertion avec une ligature préétabli. </li><li> Retirez les microclips avec un applicateur de microclip de la CCA et la CIA. </li><li> Avancer le filament avec une pince dans l&#39;ICA jusqu&#39;à la PIC augmente. Une hausse soudaine de l&#39;ICP indique saignement induction. </li><li> Retirer le filament immédiatement et ligaturer le CEA en fermant les deux prligatures earranged consécutivement. Cela empêche le saignement sur le site d&#39;insertion. </li><li> Suturer la plaie de la peau. </li><li> Surveiller les paramètres physiologiques de l&#39;animal pour un autre 20 min. </li><li> Retirer ICP et les sondes de FDL et suturer la plaie de la peau. </li></ol> 3. Fin de l&#39;expérience <ol><li> Perfuser l&#39;animal transcardiaque avec 20 ml d&#39;une solution saline (à température ambiante), suivi par 20 ml de PFA à 4% dans du PBS (4 ° C). </li><li> Disséquer le cerveau sur le crâne. Couper le crâne sur la ligne médiane et entre les cavités orbitales. Puis peler l&#39;os du cerveau. </li><li> Évaluer la distribution du sang dans l&#39;espace sous-arachnoïdien. </li></ol> 4. Considérations en cas de chirurgie de survie (non représenté dans la vidéo) <ol><li> Injecter Carprofen (4 mg / kg par voie sous cutanée) pour l&#39;analgésie postopératoire directement après induction de l&#39;anesthésie. Au cours de la période d&#39;observation postopératoire carprofène (4 mg / kg sous-cutanée) est injecté à tous les 24 h. </li&gt; <li> Au lieu de la mesure de la pression artérielle invasive font usage d&#39;un système de surveillance de pression sanguine non invasive. </li><li> Pour la terminaison de l&#39;anesthésie injection sous-cutanée, les agents antagonistes: la naloxone (1,2 mg / kg), le flumazénil (0,5 mg / kg) et de l&#39;atipamézole (2,5 mg / kg). </li><li> Extubation l&#39;animal. </li><li> Après avoir repris des réflexes mettre l&#39;animal dans une chambre préchauffé. Garder l&#39;animal à environ 32 ° C pendant 24 heures. </li><li> Les animaux sont contrôlés régulièrement pour la respiration spontanée et leur état général durant les premières heures après la chirurgie. Si la tige de cerveau est affecté animaux ont des problèmes respiratoires et doivent être euthanasiés. </li><li> Les animaux sont contrôlés quotidiennement pour leur état ​​général et le poids du corps ainsi que des déficits neurologiques et sensoriels 15. </li></ol>

<ol><li>Cahill, J., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage%3A+is+it+time+for+a+new+direction%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage: is it time for a new direction.</a> Stroke. 40, 86-87 (2009).</li>
<li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage.</a> Lancet. 369, 306-318 (2007).</li>
<li>Lin, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage-induced+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm.</a> J. Neurosci. Methods. 123, 89-97 (2003).</li>
<li>Altay, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+subarachnoid+hemorrhage+to+induce+vasospasm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A novel method for subarachnoid hemorrhage to induce vasospasm in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 183, 136-140 (2009).</li>
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<li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26, 1279-1283 (1995).</li>
<li>Kamii, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amelioration+of+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+in+transgenic+mice+overexpressing+CuZn-superoxide+dismutase%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Amelioration of vasospasm after subarachnoid hemorrhage in transgenic mice overexpressing CuZn-superoxide dismutase.</a> Stroke. 30, 867-871 (1999).</li>
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<li>Broderick, J. P., Brott, T. G., Duldner, J. E., Tomsick, T., Leach, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+and+recurrent+bleeding+are+the+major+causes+of+death+following+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Initial and recurrent bleeding are the major causes of death following subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 25, 1342-1347 (1994).</li>
<li>Thal, S. C., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+intraoperative+monitoring+of+blood+pressure+and+arterial+pCO2+during+surgical+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-invasive intraoperative monitoring of blood pressure and arterial pCO2 during surgical anesthesia in mice.</a> J. Neurosci. Methods. 159, 261-267 (2007).</li>
<li>Hockel, K., Trabold, R., Scholler, K., Torok, E., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anesthesia+on+pathophysiology+and+mortality+following+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Transl.+Stroke+Med%22%5BJournal%5D)">Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Exp. Transl. Stroke Med. 4, 5(2012).</li>
<li>Wang, Z., Schuler, B., Vogel, O., Arras, M., Vogel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+is+the+optimal+anesthetic+protocol+for+measurements+of+cerebral+autoregulation+in+spontaneously+breathing+mice%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">What is the optimal anesthetic protocol for measurements of cerebral autoregulation in spontaneously breathing mice?</a> Exp. Brain Res. 207, 249-258 (2010).</li>
<li>Schwartz, A. Y., Masago, A., Sehba, F. A., Bederson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%3A+a+refinement+of+the+endovascular+filament+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Experimental models of subarachnoid hemorrhage in the rat: a refinement of the endovascular filament model.</a> J. Neurosci. Methods. 96, 161-167 (2000).</li>
<li>Feiler, S., Plesnila, N., Thal, S. C., Zausinger, S., Scholler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contribution+of+matrix+metalloproteinase-9+to+cerebral+edema+and+functional+outcome+following+experimental+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Cerebrovasc.+Dis%22%5BJournal%5D)">Contribution of matrix metalloproteinase-9 to cerebral edema and functional outcome following experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Cerebrovasc. Dis. 32, 289-295 (2011).</li>
</ol>

Les auteurs ont rien à révéler.

Les options de traitement après HSA sont rares et la plupart du temps inefficaces. Par conséquent, la physiopathologie de lésions cérébrales post-hémorragique doit encore être compris afin d&#39;identifier de nouvelles cibles thérapeutiques et de développer de nouvelles approches thérapeutiques. Standardisés et des modèles animaux et reproductibles chez les animaux génétiquement modifiés, à savoir les souris, sont cruciales pour ces enquêtes. Le modèle CWP est devenu un modèle largement utilisé pour SAH comme e...

SAH est le sous-type de course avec le résultat le moins bénéfique pour les patients: 40% des patients meurent dans le mois suivant le saignement 1 et survivants ont rarement un résultat clinique favorable. La grande majorité des SEP spontanées (80%) sont causés par la rupture des anévrismes intracrâniens qui sont principalement situés le long de la partie antérieure et artère communicante postérieure, l&#39;artère basilaire, et de l&#39;artère cérébrale moyenne (MCA) 2. Ces anévrismes sont difficiles à modéliser chez l&#39;animal et par conséquent des modèles animaux de SEP sont effectuées par injection de sang dans l&#39;espace sous-arachnoïdien ventricules cérébraux / ou par perforation endovasculaire d&#39;un vaisseau sous-arachnoïdienne. Injection de sang autologue dans la grande citerne est facile à réaliser et reproductible que le volume de sang peut être commandé directement 3. Malheureusement, certains aspects de la physiopathologie SEP, par exemple lela lésion du vaisseau, ne peut être modélisée par cette procédure. Une autre approche technique pour l&#39;induction de SAH est l&#39;ouverture d&#39;une veine intracisternale 4. Toutefois, le CWP intraluminal à la succursale MCA semble être la procédure que les modèles de la physiopathologie chez l&#39;homme le plus étroitement 5. La méthode a été développée et décrite pour la première chez le rat par Bederson et collègues, et en même temps par Veelken et collègues 6,7. Plus tard, le modèle de perforation intraluminal a été adapté aux souris 8,9. Un filament est inséré dans l&#39;artère carotide externe (CEA) et avancé à la base du crâne par l&#39;artère carotide interne (ACI). A l&#39;endroit de la MCA de branchement du filament perfore la cuve et provoque un saignement dans l&#39;espace sous-arachnoïdien de la base du crâne. Le sang distribue ensuite dans l&#39;espace sous-arachnoïdien restant le long des fissures et des vaisseaux sanguins. Saignement est arrêté par la formation de caillots sur le site de perforation, mais rebleedings, which sont souvent préjudiciable chez les patients 10, peuvent se produire. Par conséquent, le modèle de filament endovasculaire est devenu un modèle SAH largement utilisé au cours des dernières années. L&#39;inconvénient le plus souvent mentionné le modèle filament de perforation est que le volume de saignement peut pas être contrôlée directement et peut donc être variable. Cette variabilité peut être significativement réduite par un contrôle strict de la physiologie animale et post-hémorragique ICP. Les souris ont le grand avantage d&#39;un grand nombre de souches génétiquement modifiées sont disponibles. Toutefois, en raison de leur petite taille les procédures chirurgicales ont tendance à être plus complexe que dans les plus grandes espèces, par exemple les rats ou les lapins. Par conséquent, la mise à l&#39;échelle des techniques développées pour les rats à des souris souvent n&#39;entraîne pas les résultats escomptés, par exemple que les souris ont une des techniques non invasives très limitées de poids de corps et de volume de sang pour la pression sanguine et l&#39;analyse des gaz du sang ainsi que pour la saturation de l&#39;hémoglobine et de la surveillance de la fréquence cardiaquedoivent être appliquées dès que possible. Par conséquent, le but de la présente publication est de décrire le modèle de perforation de filament pour SAH chez les souris et pour montrer comment ce modèle peut être effectuée d&#39;une manière normalisée et hautement reproductible.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>operation microscope</td><td>Leica</td><td>KL2500</td><td></td></tr><tr><td>vaporisateur isoflurane</td><td>Harvard Instruments</td><td>Vaporisateur à flux continu</td> Respirateur <td></td></tr><tr><td></td><td>Hugo Sachs</td><td>Minivent 845</td><td></td></tr><tr><td>microcapnographe</td><td>Hugo Sachs</td><td>Type 340</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>FHC DC Contrôleur</td><td></td>de température</tr><tr><td>Foret dentaire Paggen</td><td></td><td>Labset- N</td><td></td></tr><tr><td>Moniteur ICP</td><td>Moniteur ICP Codman</td><td>Moniteur</td><td></td>ICP</tr><tr><td>Tensiomètre</td><td>AD Instruments</td><td>Bridge Amp FE221</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à seringue</td><td>World Precision Instruments</td><td>SP101IZ</td><td></td></tr><tr><td>pulsoximètre</td><td>Kent Scientific</td><td>MouseSTAT</td><td></td></tr><tr><td>LDF</td><td>Perimed Periflux</td><td>5000</td><td></td></tr><tr><td>moniteur de données analogique</td><td>AD Instruments</td><td>Power Lab 16/35</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Material</td></tr><tr><td>ciment pour fixation de sonde ICP</td> Colle de <td>ciment</td><td></td>carboxylate <td>Speiko</td></tr><tr><td>pour fixation de sonde LDF</td><td>Bob Smith Industries</td><td>Colle cyanoacrylate (Maxi Cure et Insta Set)</td><td></td></tr><tr><td>cathéter veineux</td><td>Johnson Johnson</td><td>Jelco cathéter i.v. ailé ; REF 4076</td> tube <td>d’intubation modifié</td></tr><tr><td>pour cathéter fémoral</td><td>Smiths Medical</td><td>Tube en polyéthylène ; ID 0,28 mm OD 0,61 mm ; REF 800/100/100</td><td>coupé à 30 cm de longueur filament</td></tr><tr><td>pour perforation</td> vasculaire <td>Ethicon</td><td>Prolene 5-0</td><td>coupé à 12 mm de longueur</td></tr><tr><td>matériel chirurgical</td><td>Fine Scientific Instruments</td><td>pince médicale #5, ciseaux vasculaires 8 cm, microclip 4 mm mâchoire</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle murin d&#39;hémorragie sous-arachnoïdienne

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Dans cette publication vidéo un modèle de souris standardisée de l&#39;hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) est présenté. Saignement est induite par Cercle endovasculaire de Willis perforation (CWP) et prouvé par la pression intracrânienne (PIC) de surveillance. De ce fait une répartition homogène de sang dans les espaces sous-arachnoïdiens entourant la circulation artérielle et des fissures du cervelet est atteint. Physiologie animale est maintenu par intubation, ventilation mécanique, et la surveillance de divers paramètres physiologiques et cardiovasculaires continue en ligne: la température du corps, la pression artérielle systémique, la fréquence cardiaque et la saturation de l&#39;hémoglobine. De ce fait la pression de perfusion cérébrale peut être surveillé étroitement résultant en un volume variable de moins de sang extravasé. Cela permet une meilleure standardisation des endovasculaire perforation de filament dans les souris et rend l&#39;ensemble du modèle hautement reproductible. Ainsi, il est facilement disponible pour les études pharmacologiques et physiopathologiques de type sauvage et génétiquely modifié souris.

Mortalité Une fois la technique de la chirurgie est maîtrisé la procédure ne provoque pas de mortalité peropératoire. Saignement peut également être réalisé dans pratiquement tous les animaux. La mortalité postopératoire est de 30-40%, la plupart des animaux meurent au jour 1 après la chirurgie (Figure 5). ICP valeurs après SAH Le PIC avant la saignée est d'environ 4 mmHg. Saignement des résultats dans une forte augmentatio...

Un modèle de souris standardisée de l&#39;hémorragie sous-arachnoïdienne par intraluminal cercle de Willis perforation est décrit. perforation du navire et méningée saignements sont contrôlés par la surveillance de la pression intracrânienne. En outre différents paramètres vitaux sont enregistrées et contrôlées pour maintenir des conditions physiologiques.

Un modèle murin d&#39;hémorragie sous-arachnoïdienne

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

L’objectif global de cette procédure est d’induire une hémorragie sous-arachnoïdienne standardisée chez la souris. Pour ce faire, l’animal anesthésié est d’abord connecté à des appareils de surveillance afin de superviser les conditions physiologiques pendant la chirurgie. La deuxième étape consiste à appliquer des capteurs pour la mesure de la perfusion cérébrale et de la pression intracrânienne comme paramètres clés pour l’induction des saignements.Ensuite, l’hémorragie sous-arachnoïdienne est induite par la perforation du filament endovasculaire. La dernière étape consiste à perfuser l’animal et à isoler le cerveau pour visualiser la distribution sanguine extravasée. Le principal avantage d’effectuer cette technique chez la souris au lieu de Rex est que nous pouvons utiliser des animaux transgéniques.En général, les personnes qui ne connaissent pas cette méthode auront des difficultés car l’intubation, la surveillance de la physiologie multimodale, ainsi que la préparation des vaisseaux sont assez difficiles à réaliser chez la souris. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle car les étapes chirurgicales sont difficiles à apprendre. La démonstration de la procédure sera assurée par Catherine Shula, une étudiante au doctorat de mon laboratoire.Elle a plus de deux ans d’expérience dans la réalisation de ce modèle SAH. Pour commencer, un animal anesthésié sur une plate-forme inclinée travaillant au microscope, rétracte la langue avec une pince pliée pour localiser les cordes vocales. Une fois visualisé, intubez pendant l’inspiration avec un tube fabriqué à partir d’un cathéter veineux de calibre 20.Ensuite, placez la souris en position couchée et vérifiez le bon placement du tube avec un morceau de coton ou un micro-capnographe s’il est correctement placé. Connectez le tube d’intubation au respirateur. Aérez la souris avec de l’air ambiant, complété par 25 % d’oxygène.Connectez le tube d’intubation au micro capnographe. Maintenez la pression partielle expiratoire finale de dioxyde de carbone à 30 millimètres de mercure en ajustant la fréquence de ventilation. Après avoir inséré une sonde de température rectale, placez l’animal sur un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle À 37 degrés Celsius, placez un capteur d’oxymètre de pouls annulaire sur la patte arrière droite.Ensuite, faites une incision de l’œil à l’oreille. Rétractez la peau et disséquez le muscle temporal gauche de l’os temporal. Une fois exposé, collez une sonde de débitmètre laser Doppler sur l’os temporal gauche.Tenez la sonde dans une position fixe jusqu’à ce que la colle durcisse. Percez un trou d’environ 1,5 millimètre de diamètre dans l’os temporal gauche pendant le forage. Refroidissez l’os avec une solution saline.Pour éviter les dommages causés par la chaleur, insérez la sonde de pression intracrânienne dans la cavité crânienne et poussez-la vers l’avant aussi dorsalement que possible pour éviter les lésions tissulaires et les saignements. Une fois la sonde correctement placée, fixez-la et scellez-la avec du ciment et laissez-la sécher pendant cinq minutes. Lorsque le ciment est sec, tournez la souris avec précaution en position couchée.À l’aide de techniques standard, cathétérisez l’artère fémorale gauche pour une surveillance continue de la pression artérielle. Une fois en place, connectez le cathéter fémoral à l’appareil de surveillance de la pression artérielle. Tout d’abord, ouvrez la peau avec la paire de ciseaux du sternum au menton émoussé.Disséquez le tissu conjonctif et poussez les glandes salivaires de côté pour exposer l’artère carotide commune gauche. Isolez l’ACC des tissus environnants en prenant soin de ne pas endommager le nerf vague situé dans la même gaine de tissu conjonctif. Ensuite, exposez et isolez soigneusement l’artère carotide interne et l’artère carotide externe.Une fois isolé, ligaturer l’ECA aussi loin que possible, prédisposer deux ligatures supplémentaires autour de l’ECA pour une utilisation ultérieure à l’aide d’un occlusion applicateur, de l’ACC et de l’ICA temporairement avec des micro-clips. Tirez doucement les clips vers l’arrière pour vous assurer qu’ils sont correctement appliqués. Pour l’induction de saignement, nous utilisons un filament proline five zero de 12 millimètres de long.Découpez un petit trou dans l’ECA à l’aide de ciseaux récipients et insérez le filament. Une fois le filament en place, fermez le site d’insertion à l’aide de l’une des ligatures préétablies. Ensuite, retirez les micro-clips avec l’applicateur de micro-clips pour provoquer des saignements.Faites avancer le filament dans l’ICA jusqu’à ce que l’ICP monte. Une augmentation soudaine de l’ICP indique une induction hémorragique, retirez immédiatement le filament et ligaturez l’ECA en fermant consécutivement les deux ligatures préétablies. Cela empêche le saignement du site d’insertion.Suturez la plaie cutanée et surveillez les paramètres physiologiques de l’animal pendant encore 20 minutes. À la fin de cette période, retirez les sondes ICP et LDF après la perfusion transcardique. Retirez le cerveau et évaluez la distribution du sang dans l’espace sous-arachnoïdien avant le saignement, l’ICP est d’environ quatre millimètres.Le saignement au mercure entraîne une forte augmentation de l’ICP jusqu’à 120 millimètres. Les valeurs ICP de mercure se stabilisent ensuite en cinq minutes à environ 30 millimètres de mercure. De plus, la pression artérielle augmente immédiatement après le saignement.Les valeurs représentatives du débitmètre laser Doppler après l’induction du saignement montrent une diminution spectaculaire de la perfusion cérébrale : la reperfusion à un niveau individuel différent se produit dans les cinq minutes suivant l’agression. Dans cet exemple, la distribution du sang le long des artères d’alimentation du cerveau et des fissures cérébelleuses est observée. Trois heures après l’hémorragie, les lignes rouges indiquent la distribution du sang le long des artères d’alimentation du cerveau.Le côté ipsilatéral à l’hémorragie était recouvert de plus de sang que l’hémisphère controlatéral observé. Voici la courbe de survie après HSA chez 49 mâles, C 57 BL six souris. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de surveiller les conditions physiologiques pour garantir une quantité reproductible de saignements après son développement.Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de l’hémorragie sous-rétinienne pour explorer les mécanismes de trajectoire de l’ischémie cérébrale tôt après l’agression.

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Médecine

Hémorragie sous-arachnoïdienne anévrismale (SAH) est le saignement qui se produit dans l'espace sous-arachnoïdien quand une rupture d'anévrisme. Bien que la morbidité et la mortalité de cet événement a été sur un déclin en raison de l'amélioration des méthodes de traitement, le risque de vasospasme après hémorragie sous-arachnoïdienne continue d'être le même que c'était il ya plusieurs années. L'importance d'établir un modèle animal complet et reproductible pour identifier les événements...

Un modèle de mortalité faible Rat pour évaluer différée vasospasme cérébral après une hémorragie sous-arachnoïdienne expérimentale

La vidéo démontre l’induction de l’hémorragie sous-arachnoïdienne par perforation endovasculaire dans un modèle murin. Une incision est pratiquée dans la région du cou de la souris anesthésiée pour accéder à l’artère carotide commune et à sa bifurcation. Un filament est inséré dans les artères pour perforer une branche artérielle intracrânienne, induisant une hémorragie sous-arachnoïdienne.

Induction d’une hémorragie sous-arachnoïdienne dans un modèle murin par perforation endovasculaire

Cette vidéo montre la procédure d’établissement d’un modèle de rat d’hémorragie sous-arachnoïdienne. Un rat anesthésié est implanté avec des sondes pour mesurer la pression intracrânienne et le débit sanguin cérébral. Le site cible est identifié et l’aiguille est insérée dans une position pré-chiasmatique. Le sang autologue est ensuite injecté dans l’espace sous-arachnoïdien, augmentant la pression intracrânienne et diminuant le flux sanguin cérébral, établissant ainsi le modèle.

Etablissement d’un modèle de rat d’hémorragie sous-arachnoïdienne induite par injection sanguine autologue

Le modèle expérimental d’hémorragie sous-arachnoïdienne (HSA) par dérivation sanguine contrôlée par pression intracrânienne chez le lapin combine les procédures standard - canulation de l’artère sous-clavière et ponction transcutanée de la citerne magna, ce qui permet d’imiter étroitement les conditions physiopathologiques humaines après une HSA. Nous présentons des instructions étape par étape et discutons des points chirurgicaux clés pour une création expérimentale réussie de l’HSA.

Le lapin de sang-shunt modèle pour l&#39;étude de aiguë et les séquelles tardives de hémorragie méningée: Aspects techniques

Le but de cet article est de présenter une méthode qui permet une reconstruction en 3 dimensions de l’arbre vasculaire cérébrale chez la souris après que micro calculé tomographie et détermination des volumes de segments de tout navire qui peuvent être utilisés pour quantifier le vasospasme cérébral dans modèles murins de l’hémorragie sous-arachnoïdienne.

Une méthode volumétrique pour la Quantification du vasospasme cérébral dans un modèle murin d’hémorragie sous-arachnoïdienne

Nous avons décrit dans ce protocole un modèle normalisé d’hémorragie sous-rachnoïde (SAH) de souris par une double injection de sang entier autologue dans la magna de cisterna. Le degré élevé de normalisation de la procédure de double injection représente un modèle moyen à aigu de SAH avec une sécurité relative en ce qui concerne la mortalité.

Double injection directe de sang dans la Cisterna Magna comme modèle d’hémorragie subarachnoïde

L’hémorragie sous-arachnoïdienne continue de porter un lourd fardeau de mortalité et de morbidité chez l’homme. Pour faciliter la poursuite des recherches sur la maladie et sa physiopathologie, un modèle pré-chiasmatique à injection unique est présenté.

Injection unique pré-chiasmatique de sang autologue pour induire une hémorragie sous-arachnoïdienne expérimentale chez un rat

Nous présentons ici un modèle murin NORMALISÉ DH, induit par perforation de filament endovasculaire, combiné à l’imagerie par résonance magnétique (IRM) 24 h après l’opération pour assurer le bon site de saignement et exclure d’autres pathologies intracrâniennes pertinentes.

Modèle de perforation endovasculaire pour l’hémorragie sous-arachnoïdienne combinée à l’imagerie par résonance magnétique (IRM)

Un modèle murin de la cicatrisation cutanée qui peut être utilisé pour évaluer les composés thérapeutiques dans des contextes physiologiques et physiopathologiques.

Modèle murin de la cicatrisation

Modifications histologiques et biochimiques après anévrisme exclusion d'endoprothèse sont encore mal connues. Nous décrivons un nouveau modèle d'implantation d'une endoprothèse anévrisme murin. Grâce à l'analyse thrombus avec et sans circulation persistante interface de flux sanguin, et nouvelle évaluation des biomatériaux endovasculaire, ce modèle permettra de mieux comprendre endovasculaire anévrisme exclusion pathobiology.

Un nouveau modèle murin de endovasculaire anévrisme de l&#39;aorte réparation

Découvrez un modèle murin standardisé d'hémorragie sous-arachnoïdienne par perforation endovasculaire. Cette méthode permet de surveiller la pression intracrânienne et la perfusion cérébrale chez la souris transgénique.

Un modèle murin d'hémorragie sous-arachnoïdienne

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