Name: Une procédure dimplantation de tableaux organisés de microfils pour enregistrements unitaires dans Awake, se comportant Animaux (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-14T14:15:00.000+00:00
Duration: 10 min 58 s
Description: Apprenez à implanter des réseaux de microfils pour enregistrements unitaires chez des animaux éveillés et actifs. Cette méthode améliore la précision des enregistrements électrophysiologiques ciblés dans des régions cérébrales spécifiques.

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Cette étude a été financée par le National Institute on Drug Abuse accorde 006 886 DA (MOW) et DA 032270 (DJB).

Le plus grand soin doit être pris pour maintenir des conditions aseptiques (comme décrit dans le Guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire 9) lors de la préparation et la conduite de la procédure suivante. Le protocole suivant est en conformité avec le Guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire et a été approuvé par le soin et l&#39;utilisation des animaux Commission institutionnelle de l&#39;Université Rutgers. On estime que les procédures ultérieures, il faudra 3-6 heures pour compléter. L&#39;implantation de la baie Microwire: <ol><li> La place des animaux sous anesthésie à l&#39;aide de 50 mg / kg de pentobarbital de sodium (IP) et l&#39;administration de 10 mg / kg de nitrate d&#39;atropine de méthyle (IP; Glycopyrrolate peut être substitué) et 0,25 mg de pénicilline (300 000 U / ml im) pour maintenir la fonction respiratoire et prévenir l&#39;infection , respectivement. Remarque: Avec la longueur de 3-6 h de cette chirurgie d&#39;implantation, le pentobarbital de sodium est utilisé parce qu&#39;il est rentable et limite l&#39;exposition humaine àanesthésiques (cela peut se produire avec l&#39;utilisation prolongée d&#39;anesthésiques de gaz) tout en offrant une anesthésie de longue durée. La substitution d&#39;autres anesthésiques est acceptable. </li><li> Vérifiez que l&#39;anesthésie a pris effet en utilisant le test de pincement queue avant de poursuivre. </li><li> Le cas échéant, donner alternatif injections de chlorhydrate de kétamine (60 mg / kg IP) et de pentobarbital de sodium (5-10 mg / kg IP) pour maintenir l&#39;anesthésie pendant toute la chirurgie. </li><li> Raser le cuir chevelu à l&#39;aide d&#39;une lame de scalpel n ° 22. </li><li> Désinfecter le cuir chevelu rasé avec de la povidone iode. </li><li> Donnez injections sous-cutanées de bupivacaïne (~ 1 mg / kg SC, réparties sur 4 sites d&#39;injection) pour anesthésier localement le cuir chevelu. Laisser 5-10 min pour l&#39;anesthésique local pour prendre effet. </li><li> Placez un lubrifiant ophtalmique sur les yeux pour maintenir l&#39;humidité pendant l&#39;anesthésie. </li><li> Fixez l&#39;animal dans les barres d&#39;oreilles et le nez pince d&#39;un appareil stéréotaxique. </li><li> Utilisez repères visuels (par exemple une barre horizontale sur le stercadre eotaxic) à peu près au niveau de la tête de l&#39;animal. Cette étape est uniquement destinée à peu près au niveau du crâne. </li><li> Faire une incision le long de la ligne médiane du cuir chevelu à l&#39;aide d&#39;une lame de scalpel # 11 monté sur un support de scalpel. L&#39;incision doit s&#39;étendre à partir de juste en arrière des oreilles à la partie postérieure de l&#39;os nasal. </li><li> Avec une spatule de dissection, effacer le crâne de tous les tissus restants jusqu&#39;à ce que les crêtes du crâne latérales et le crâne crête postérieure ont été atteints. </li><li> Tirez la peau autour de l&#39;incision à l&#39;aide d&#39;un certain nombre de pinces hémostatiques (6x). </li><li> Nettoyez le crâne de tout le sang et laisser sécher. Si un saignement se produit restant, mettre fin à l&#39;hémorragie résiduelle avec un petit outil de cautérisation. Faire en sorte que le crâne reste propre et sec permet la acrylique dentaire utilisé dans des étapes ultérieures de se lier de manière permanente sur le crâne. </li><li> Mark bregma et lambda (figure 2D) par interpolation l&#39;intersection des sutures du crâne. Un micro dissectionroscope est nécessaire de marquer précisément ces positions. </li><li> Attacher un objet pointu petit (par exemple, une broche ou foret dentaire) à un bras stéréotaxique et l&#39;abaisser pour déterminer la dorsale / ventrale (DV) de coordonnées de bregma et lambda. </li><li> Ajuster le collier de nez jusqu&#39;à ce que les coordonnées DV pour bregma et lambda sont à moins de 100 pm (0,1 mm) les unes des autres. </li><li> Une fois stabilisée, enregistrer la partie antérieure / postérieure (AP), médial / latéral (ML) et coordonne DV de bregma avec la position de la pince de nez. Vérifiez les coordonnées pour la précision, comme le reste de l&#39;opération dépend de la précision de ces coordonnées. </li><li> Utilisez les coordonnées mesurées pour calculer la ML et coordonne AP pour les quatre coins de la &quot;fenêtre de crâne&quot; par rapport à bregma (c.-à-craniotomie; Figure 1). La fenêtre de crâne est un rectangle positionné précisément par lequel le réseau de micro-fil va passer. </li><li> Utilisez les coordonnées calculées à l&#39;occasion ducoordonne fenêtre crâne sur le crâne à l&#39;aide d&#39;une fixation de stéréotaxique pointu et encre de stylo-plume. Pour obtenir des notes précises, appliquer une petite quantité d&#39;encre à la pointe de l&#39;outil de marquage à l&#39;aide d&#39;un coton. </li><li> Percer la fenêtre de crâne en enlevant l&#39;os dans une série de petites couches. <ol><li> Commencez par percer les coins marqués de la fenêtre où les marques ont été placés. </li><li> Ensuite, connectez les coins et définir la fenêtre. </li><li> Enfin, effacer la zone à l&#39;intérieur du contour à la profondeur de la dure-mère. Le trou doit être plus large (c.-à-biseauté) au-dessous des couches superficielles de la boîte crânienne à faire en sorte que la fenêtre maintient une largeur appropriée de haut en bas. </li></ol></li><li> Utilisez microforceps à retirer soigneusement les copeaux d&#39;os tout en restant, des débris ou la dure-mère dans la fenêtre de crâne. Cette étape est très importante, car ces morceaux de matériau peuvent compromettre l&#39;intégrité de la matrice lors de la descente. Une fois autorisé, il faut garder èmee fenêtre humide avec une solution saline bactériostatique pour le reste de la chirurgie. </li><li> Placez des marques sur le crâne pour 5 vis du crâne et 1 fil de terre (figure 1). Ces positions peuvent varier en fonction de la région ciblée du cerveau. Le headstage sera plus sûre si une vis est placée sur chacun des 5 os du crâne. Placez les deux vis du crâne et fil de terre dans des endroits qui ne sera pas interférer avec la mise en place de réseau de micro-fil. </li><li> Percer les trous pour les vis de crâne et serrez les vis en place. Les vis doivent être abaissés jusqu&#39;à ce que seulement 3-4 les discussions montrent (ou, si l&#39;aide de vis autres que celles recommandées, assez profond pour traverser l&#39;épaisseur du crâne de promouvoir la stabilité de la matrice mais pas trop profonde afin d&#39;endommager le cortex). Nettoyer les filets des vis après le placement. </li><li> Percez un trou pour le fil de terre. Abaissez le fil lentement (1-2 min) à la prise DV cible coordonner et fixer le fil en place utilisant l&#39;acrylique dentaire. </li><li> Ajouter acrylique autour des filetsdes vis de crâne. Avant le séchage acryliques, enlever tout excès de ciment qui s&#39;écoule à partir du fil de terre ou vis de crâne. Laisser 15 min pour le acrylique dentaire à sécher / durcir. </li><li> Fixez l&#39;ensemble à bras stéréotaxique. Niveler le tableau et l&#39;orienter de sorte qu&#39;il sera carrément passer à travers les limites de la fenêtre de crâne. </li><li> Placer la solution saline dans la fenêtre de crâne de sorte qu&#39;il est au niveau du crâne. Abaissez le tableau jusqu&#39;à ce qu&#39;elle crée une fossette dans la solution saline. Cette coordination est utilisé comme niveau de crâne pour le tableau. Utilisez cette valeur pour calculer la DV finale coordonnées de la matrice. </li><li> Abaissez lentement le tableau jusqu&#39;à ce qu&#39;il atteigne sa DV finale coordonnées. Arrêter chaque 1mm d&#39;abaissement et d&#39;attendre pendant plusieurs minutes afin de permettre aux tissus du cerveau à se remettre de capitonnage et pour dissoudre la partie de fond du polyéthylène glycol (PEG) sur la matrice (PEG est utilisé pour conserver temporairement les fils dans leur conformation, tout en réduisant , et se dissout lentement dans une solution saline). </li><li> Lorsque le tableau est de 1mmà une distance de la cible, plus l&#39;abaisser lentement jusqu&#39;à ce que l&#39;objectif final est atteint. L&#39;abaissement de 0,1 à 0,2 mm, à un moment avant de permettre au tissu de se reposer pendant une période de 5 min est destinée à préserver le tissu au niveau du site cible, ainsi que des connexions synaptiques proximales. Si le matériel est disponible, la précision abaissement de la matrice peut être assistée en utilisant un manipulateur motorisé. </li><li> Dissoudre le PEG restant et utiliser acrylique dentaire à cimenter les microfils en place. Ajouter plusieurs couches de ciment afin de s&#39;assurer que les fils sont en sécurité, puis laisser 15-20 min pour le ciment durcir avant de poursuivre. Cela garantit que les fils ne seront pas bousculés de leur classement final. </li><li> Construire le reste de la headstage de l&#39;animal à l&#39;acrylique dentaire. Utilisez l&#39;acrylique pour envelopper les vis de crâne, fil de terre, et le connecteur pour les microfils. Laissez le chapeau acrylique durcir suffisamment avant de procéder. </li><li> Suturer l&#39;incision du cuir chevelu à l&#39;aide sutures absorbables et administrer 2 ml of saline bactériostatique (sc) pour restaurer l&#39;hydratation de la chirurgie. </li><li> Retirer l&#39;animal à partir des barres d&#39;oreilles et placer le sujet dans un endroit propre. Observer l&#39;animal fréquemment pendant la récupération post-opératoire jusqu&#39;à la thermorégulation et de la locomotion ont récupéré. Après récupération de l&#39;anesthésie, déplacer l&#39;animal dans un seul boîtier pour le reste de la récupération post-opératoire. </li><li> Donnez animaux surveillance postopératoire quotidienne et des soins dans les jours suivant la procédure. Récupération de cette procédure est optimale lorsque sept jours ou plus sont autorisés. </li><li> Donnez animaux des injections de Carprofen (5mg/kg) et Enrofloxacine (5-10 mg / kg) ou leurs équivalents lors de la récupération par le calendrier recommandé par le vétérinaire traitant. </li></ol>

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<li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 Forthcoming.</li>
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</ol>

Les auteurs n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents à divulguer.

Enregistrements extracellulaires représentent une technique expérimentale puissante qui peut être incorporé dans presque toute la préparation expérimentale en neurosciences. Fils qui ont été implantés dans des réseaux organisés peuvent être suivis comme leurs arbres traversent le cerveau et dans leur région cible (figure 5A). Quand une petite lésion, post-expérimental est créé à la pointe de micro-fil non isolé pour créer un petit dépôt de fer du fil d&#39;acier inoxydable, on peut précisément marquer l...

Des enregistrements électrophysiologiques permettent aux scientifiques d&#39;examiner les propriétés électriques des cellules biologiques. Dans le système nerveux central, où les impulsions électriques servent de mécanisme de signalisation, ces enregistrements sont d&#39;une importance particulière pour la compréhension de la fonction neurale 2.1. Au cours des enregistrements unitaires dans comporter animaux, une micro-électrode qui a été inséré dans le cerveau est capable d&#39;enregistrer des changements dans la génération d&#39;un neurone de potentiels d&#39;action au fil du temps. Alors que de nombreuses techniques permettent d&#39;enregistrer l&#39;activité du cerveau, unitaire électrophysiologie est une des méthodes les plus précises en permettant la résolution au niveau du neurone unique. Lorsqu&#39;un degré élevé de spécificité spatiale est recherchée, microfils peuvent être utilisés pour cibler des sous-ensembles ou des noyaux de cellules au sein de la brain3 discrètes. Enregistrements unitaires bénéficient également d&#39;une haute résolution temporelle que les enregistrements sont précis au niveau de la microseconde. Et, in vivo, uneenregistrements d&#39;éveil permettent une interaction de circuits intacts, avec le milieu naturel de afférentes et efférentes projections, les influences hormonales chimique systémique et et les paramètres physiologiques. Signaux neuronaux sont dérivées de données sensorielles, des comportements moteurs, traitement cognitif, la neurochimie / pharmacologie, ou une combinaison. En conséquence, la ségrégation des, moteur, cognitif et chimiques influences sensorielles nécessite des expériences bien conçues avec risques et des contrôles efficaces qui peuvent permettre à l&#39;évaluation de chacun des influences précitées. Dans l&#39;ensemble, les enregistrements de comportement des animaux permettent expérimentateurs d&#39;observer l&#39;intégration de multiples sources d&#39;information au sein d&#39;un circuit de fonctionnement et d&#39;obtenir un modèle plus complet de la fonction de circuit. Enregistrements unitaires souffrent aussi d&#39;un certain nombre d&#39;inconvénients dont un expérimentateur doit être conscient. Tout d&#39;abord, les enregistrements peuvent être difficiles à mener. En effet, les propriétés de ee amplificateurs de headstage et les microfils implantées qui permettent spécificité spatiale et temporelle de ces enregistrements fait aussi des enregistrements sensibles à l&#39;influence de signaux électriques parasites (c.-à-électrique &quot;bruit&quot;). En conséquence, la capacité de résoudre les problèmes dans un système électrophysiologique nécessite une compréhension technique bien développé des principes et appareils électrophysiologiques. Il est également important de noter que, dans certaines circonstances, les signaux électriques enregistrés dans des enregistrements extracellulaires peuvent représenter la somme de plusieurs signaux neuronaux. En outre, la généralisation de l&#39;activité unitaire à l&#39;activité de la population dans une région cible peut souvent être limitée par le degré d&#39;hétérogénéité cellulaire dans la région cible (mais voir Cardin 4). Par exemple, les électrodes peuvent être sollicités vers l&#39;enregistrement de neurones de sortie de forte amplitude à la place d&#39;autres cellules. L&#39;intelligibilité des enregistrements unitaires est augmentéeen combinant les enregistrements avec d&#39;autres techniques, y compris, mais sans s&#39;y limiter, électrique (orthodromique ou antidromique), de stimulation (par exemple, par iontophorèse ou récepteur de créateur) optogenetic ou 4, inactivations neuronaux temporaires, sensorimoteurs examens 5, les procédures de déconnexion, ou l&#39;immunohistochimie chimique 3. Dans le protocole qui suit, nous allons énumérer les matériaux et les mesures nécessaires pour implanter un réseau de micro-fil organisée chez le rat (bien que le protocole peut être adapté pour une utilisation dans d&#39;autres espèces). La procédure et le style de tableaux fixes utilisés dans notre laboratoire ont prouvé leur fiabilité pour les enregistrements longitudinaux et peuvent supporter des enregistrements de la même neurone de plus de temps d&#39;un mois 6-8. Cela rend cette procédure idéale pour examiner les réponses phasiques à des stimuli expérimentaux, les changements plastiques dans les réponses de neurones, ou de mécanismes d&#39;apprentissage et de motivation.

<table><tbody><tr><td>Tableau 1. Liste des matériaux chirurgicaux.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gauze</td><td>Fisher (MooreBrand)</td><td>19-898-144</td><td></td></tr><tr><td>Cotons-tiges</td><td>Fisher (Puritan)</td><td>S304659</td><td></td></tr><tr><td>Nembutal (Pentobarbital)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3761</td><td></td></tr><tr><td>Atropine Methyl Nitrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A0382</td><td></td></tr><tr><td>Baytril (Enrofloxacin)</td><td>Butler Shein ( Bayer)</td><td>1040007</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhydrate de kétamine</td><td>Butler Shein</td><td>SKU# 023061</td><td></td></tr><tr><td>Bétadine (Povidone-Iode)</td><td>Fisher (Perdue)</td><td>19-066452</td><td></td></tr><tr><td>Stereotax</td><td>Kopf</td><td>Model 900</td><td></td></tr><tr><td>Outil de cautérisation</td><td>Stoelting</td><td>59017</td><td></td></tr><tr><td>Microscope de dissection</td><td>Nikon</td><td>SMZ445</td><td></td></tr><tr><td>Foret dentaire</td><td>Buffalo</td><td>37800</td><td></td></tr><tr><td>Bactériostatique Saline</td><td>Bulter Schein</td><td>8973</td><td></td></tr><tr><td>Bijoux Vis</td><td>Stoelting</td><td>51457</td><td></td></tr><tr><td>Microsondes</td><td>à réseau de microfils Personnalisé</td><td>(flexible)</td><td></td></tr><tr><td>Fil de terre</td><td>Omnetics</td><td>Prise</td><td></td>personnalisée</tr><tr><td>Acrylique dentaire</td><td>Fisher (BAS)</td><td>50-854-402</td><td></td></tr><tr><td>Sutures résorbables</td><td>Fisher (Ethicon)</td><td>NC0258473</td><td></td></tr><tr><td>Puralube (pommade/lubrifiant ophtalamique)</td><td>Fisher (Henry Schein)</td><td>008897</td><td></td></tr><tr><td>Tableau 2. Liste des instruments chirurgicaux.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2x Microforceps</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-57</td><td>Multi-usage (par exemple, dégager les débris dans la fenêtre du crâne)</td></tr><tr><td>2x Pince</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-93</td><td>Multi-usage (par exemple attacher des sutures)</td></tr><tr><td>6x Hémostats</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-1125</td><td>Pince et incision ouverte</td></tr><tr><td>1x Petits ciseaux</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-411</td><td>Couper les sutures après avoir attaché</td></tr><tr><td>1x pince à tissus</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-222</td><td>Tenir le tissu pendant la suture</td></tr><tr><td>1x Porte-aiguille</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-1259 Maintien de</td><td>l’aiguille de suture</td></tr><tr><td>1x Porte-scalpel (avec lame #11)</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-80 (avec lame #105-71)</td><td>Faire une incision du crâne</td></tr><tr><td>1x #22 Lame de scalpel</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-381</td><td>Rasage du cuir chevelu</td></tr><tr><td>1x Spatule chirurgicale</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-718</td><td>Grattage du crâne pour effacer les tissus sur le crâne</td></tr><tr><td>Vis de machine/bijouterie Divers</td><td></td><td>N/A</td><td>0/80 x 1/8"</td></tr><tr><td><fort>Tableau 3. Liste des équipements pour l’enregistrement des signaux électrophysiologiques.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microwire Array & Connecteur</td><td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td><td>N/A (N° de pièce basé sur les caractéristiques du réseau)</td><td>Implanté crânalement dans la région d’enregistrement cible. Les réseaux sont personnalisés en fonction de l’espacement des fils, de la longueur, de l'etc.</td></tr><tr><td>Single-Gain Harness/Headstage</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1200</td><td>Amplification initiale du signal neuronal ; permet la propagation de petits signaux neuronaux.</td></tr><tr><td>Commutateur (et pivot de fluide en option)</td><td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td><td>SL18C</td><td>Permet aux animaux de tourner librement tout en propageant le signal électrique au préamplificateur</td></tr><tr><td>Préamplificateur</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1198</td><td>Amplifie différentiellement les signaux neuronaux contre une électrode de référence.</td></tr><tr><td>Filtre et amplificateur</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1199</td><td>filtre et amplifie davantage le signal amplifié différentiellement.</td></tr><tr><td>Ordinateur d’acquisition</td><td>EnGen (Phoenix, AZ)</td><td>N/A (Custom Build)</td><td>Exécute des logiciels et du matériel pour l’acquisition de données comportementales et neuronales.</td></tr><tr><td>Carte A/D&nbsp ;</td><td>Traduction de données (Marlboro, MA)</td><td>DT-3010</td><td>Numérise les signaux neuronaux pour l’échantillonnage par ordinateur.</td></tr><tr>Calcul de mesure de <td>carte d’E/S numériques</td><td>(Norton, MA)</td><td>PCI CTR-05</td><td>Acquiert des entrées et des sorties comportementales</td></tr></tbody></table>

une procédure d&#39;implantation de tableaux organisés de microfils pour enregistrements unitaires dans awake, se comportant animaux

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Dans les enregistrements électrophysiologiques in vivo chez l&#39;éveillé, animal comporter fournir une méthode puissante pour comprendre la signalisation neuronale au niveau d&#39;une seule cellule. La technique permet expérimentateurs pour examiner le temps et régional modes de cuisson spécifiques afin de corréler les potentiels d&#39;action enregistrés avec un comportement continu. En outre, les enregistrements unitaires peuvent être combinés avec une pléthore d&#39;autres techniques afin de produire des explications détaillées de la fonction neuronale. Dans cet article, nous décrivons l&#39;anesthésie et la préparation de micro-fil implantation. Par la suite, nous énumérons les équipements nécessaires et les étapes chirurgicales à insérer avec précision une gamme de micro-fil dans une structure cible. Enfin, nous décrivons brièvement l&#39;équipement utilisé pour enregistrer de chaque électrode dans le tableau. Les tableaux de microfilaires fixes décrits sont bien adaptés pour l&#39;implantation chronique et permettent des enregistrements longitudinaux des données de neurones dans presque toutes les preparati comportementsur. Nous discutons de traçage des pistes d&#39;électrodes pour trianguler positions microfilaires ainsi que des façons de combiner microfils implantation avec des techniques d&#39;immunohistochimie afin d&#39;augmenter la spécificité anatomique des résultats enregistrés.

Une liste de l&#39;équipement utilisé par ce laboratoire pour l&#39;enregistrement de signaux électrophysiologiques peuvent être trouvées dans le tableau 3. Après récupération de la chirurgie, simples unités sont enregistrées en branchant un headstage gain unité dans le connecteur implanté. Cette headstage est relié par un câble à un commutateur, qui est capable d&#39;une rotation libre sans interruption dans l&#39;enregistrement électrophysiologique grâce à l&#39;utilisation de bagues collectrices élec...

L&#39;implantation des réseaux organisés de microfils pour une utilisation dans une seule unité enregistrements électrophysiologiques présente un certain nombre de défis techniques. Méthodes pour effectuer cette technique et l&#39;équipement nécessaire sont décrits. En outre, l&#39;usage bénéfique des baies de microfilaires organisés pour enregistrer des sous-régions distinctes de neurones avec une grande sélectivité spatiale est discutée.

Une procédure d&#39;implantation de tableaux organisés de microfils pour enregistrements unitaires dans Awake, se comportant Animaux

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

L'objectif général de cette procédure est d'implanter avec précision des réseaux de microlames dans des régions cérébrales ciblées. Cela est réalisé en mesurant et en marquant tout d'abord avec précision les coordonnées sur le crâne pour une craniotomie. La deuxième étape de la procédure consiste à retirer lentement des couches du crâne à l'aide d'une fraise dentaire afin de réaliser précisément la craniotomie.La troisième étape consiste à positionner le réseau de micropuces de manière à ce qu'il traverse perpendiculairement les limites du crâne et soit aligné avec celui-ci. L'étape finale consiste à abaisser lentement le réseau jusqu'à ce qu'il atteigne sa cible. En définitive, les résultats peuvent montrer que les réseaux de micropuces implantés.En utilisant cette procédure, il est possible de cibler des sous-régions discrètes du cerveau et d'obtenir un rendement neuronal élevé, qui peut être maintenu au cours d'enregistrements longitudinaux. Les réseaux de microlames permettent aux neuroscientifiques d'analyser les patrons de décharge des neurones individuels avec une grande spécificité spatiale et temporelle, qu'ils soient utilisés seuls ou en combinaison avec d'autres techniques. Les enregistrements unitaires provenant de réseaux de microlames offrent un aperçu du traitement de l'information par le cerveau.L'enregistrement des signaux neuronaux pendant le comportement est essentiel pour comprendre le fonctionnement cérébral. Mon laboratoire a utilisé l'électrophysiologie de l'unité unique pour étudier des processus normaux tels que la cartographie somatotopique et l'apprentissage moteur, ainsi que des processus pathologiques tels que la maladie de Parkinson et la dépendance aux drogues. L'électrophysiologie in vivo est une compétence hautement spécialisée qui prend des années à maîtriser.La démonstration visuelle de cette technique réduit le temps nécessaire pour réaliser adéquatement la chirurgie. Après avoir anesthésié l'animal au pentobarbital, administrer de l'atropine, du méthyl nitrate et de la pénicilline afin de maintenir la fonction respiratoire et prévenir les infections. Vérifier l'état d'anesthésie à l'aide du test de pincement de la queue avant de poursuivre, si nécessaire.Effectuez des injections alternées de kétamine, de chlorhydrate et de pentobarbital sodique pour maintenir l'anesthésie tout au long de la chirurgie. Ensuite, rasez le cuir chevelu à l'aide d'une lame de scalpel n°22, puis appliquez de la povidone iodée. Utilisez quatre injections sous-cutanées de bupivacaïne pour anesthésier localement le cuir chevelu.Laisser agir l'anesthésique local pendant cinq à dix minutes. Ensuite, appliquer un lubrifiant ophtalmique sur les yeux et fixer l'animal dans les barres auriculaires et la pince nasale d'un appareil stéréotaxique en visant les yeux. Placer la tête de l'animal dans une position approximativement horizontale.Ensuite, utilisez un scalpel pour pratiquer une incision le long de la ligne médiane du cuir chevelu. L'incision doit s'étendre depuis la portion postérieure de l'os nasal jusqu'juste derrière les oreilles. À l'aide d'une spatule de dissection, dégagez le crâne de tous les tissus résiduels jusqu'à ce que les deux crêtes latérales du crâne et la crête postérieure du crâne soient atteintes.Replier la peau autour de l'incision à l'aide d'environ six pinces hémostatiques. Ensuite, nettoyer tout sang présent sur le crâne et le laisser sécher afin que l'acrylique dentaire puisse adhérer ultérieurement. Puis, à l’aide d’un microscope stéréoscopique, repérer le BMA et le lambda en interpolant l’intersection des sutures crâniennes.Fixez un petit objet pointu, comme une fraise de dentiste, à un bras stéréotaxique et abaissez-le pour déterminer la coordonnée dorso-ventrale du bgma et de lambda. Ensuite, ajustez la pince nasale jusqu'à ce que les coordonnées dorso-ventrales du bgma et de lambda diffèrent de moins de 100 microns. Une fois le niveau atteint, enregistrez les coordonnées du bgma ainsi que la position de la pince nasale.Vérifiez attentivement ces coordonnées, car la chirurgie en dépend. Utilisez maintenant les coordonnées mesurées pour calculer les coordonnées médio-latérales et antéro-postérieures des quatre coins de la craniotomie par rapport au repère. À l'aide de ces calculs, marquez les coins sur le crâne à l’aide d’un accessoire stéréotaxique pointu préalablement enduit d’encre noire.À présent, forez la fenêtre crânienne en enlevant l'os en une série de fines couches. Commencez par percer les coins marqués de la fenêtre, là où les repères ont été placés. Ensuite, reliez les coins et délimitez la fenêtre.Enfin, dégager soigneusement la zone située à l'intérieur du tracé jusqu'à la profondeur de la dure-mère. L'orifice doit être biseauté, s'élargissant sous les couches superficielles du crâne. À l'aide de micro-forceps, retirer délicatement tous les éclats osseux résiduels, débris ou fragments de dure-mère présents à l'intérieur de la fenêtre crânienne.Ceci est extrêmement important, car les débris peuvent compromettre l'intégrité du réseau pendant l'implantation. Une fois nettoyée, la fenêtre doit rester humide avec une solution saline bactériostatique. Pour la suite de la chirurgie, commencez l'implantation en marquant l'emplacement destiné à cinq vis crâniennes et à un fil de masse.Idéalement, chaque vis devrait être fixée dans un os crânien différent. Toutefois, les emplacements ne doivent pas interférer avec le positionnement du réseau. Ensuite, percez les trous pour les vis crâniennes et fixez fermement les vis en place.Abaissez les vis jusqu'à ce que trois ou quatre filets soient visibles, suffisamment pour traverser l'épaisseur du crâne. Après la mise en place, nettoyez les filets des vis. Percez ensuite un trou pour le fil de masse et abaissez lentement le fil pendant une à deux minutes jusqu'à la coordonnée dorso-ventrale ciblée. Fixez le fil en place à l'aide d'acrylique dentaire.Ensuite, appliquez de l'acrylique autour des filetages des vis crâniennes avant qu'elle ne sèche. Retirez tout excès d'acrylique présent sur le fil de terre ou sur les vis crâniennes. Laissez sécher pendant 15 minutes.Entre-temps, fixez le réseau au bras stéréotaxique. Nivelez le réseau et orientez-le de manière à ce qu'il traverse perpendiculairement les limites de la fenêtre crânienne. Lorsque l'acrylique est sec, remplissez complètement la fenêtre crânienne avec du sérum physiologique.Abaissez ensuite le réseau jusqu'à ce qu'il forme un creux dans la solution saline. Cette coordonnée est utilisée comme niveau du crâne pour le réseau. Utilisez cette valeur pour calculer la coordonnée dorso-ventrale (DV) finale du réseau.Abaissez lentement le dispositif jusqu'au dv final. Coordonnez l'arrêt et attendez quelques minutes. À chaque millimètre parcouru, la solution saline stérile dissout le polyéthylène glycol présent sur le dispositif, lequel maintient temporairement les fils en place.Lorsque le réseau est à seulement un millimètre de la cible, abaissez-le plus lentement jusqu'à la position finale par intervalles de un dixième de millimètre. Une fois le réseau en place, laissez le tissu au repos pendant cinq minutes. Après cette pause, dissolvez le pic restant en appliquant davantage de solution saline.Ensuite, utilisez de l'acrylique dentaire pour cimenter les microfils en place. Ajoutez plusieurs couches d'acrylique et laissez-les durcir pendant 15 à 20 minutes. Ensuite, constituez le reste du support crânien de l'animal avec de l'acrylique dentaire, au cas où les vis insérées dans le crâne serviraient de fil de masse et de connecteur pour les microfils.Voir le protocole écrit pour les procédures postopératoires. Ensuite, retirer l'animal des barres auriculaires et le placer dans un espace propre. Observer l'animal fréquemment jusqu'à ce que la régulation thermique et la locomotion soient rétablies.Une fois l'animal réveillé de l'anesthésie, le placer en logement individuel. Surveiller la récupération de l'animal pendant sept jours ou plus et administrer des injections de carprofène et d'enrofloxacine selon les recommandations du vétérinaire responsable. La décharge neuronale mesurée à partir d'un réseau de micropuces implanté a été corrélée à des événements comportementaux.Par exemple, la décharge tonique de cette cellule dans le noyau accumbens, mesurée en intervalles de 32e rang, a été enregistrée pendant que l'animal s'auto-administrait de la cocaïne. Remarquez que la cellule est inhibée lorsque le taux corporel de cocaïne augmente chez l'animal. Toutefois, la cellule retrouve son taux de décharge initial.Alors que la cocaïne diminue après la fin des contingences d'auto-administration. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de vérifier la précision de la fenêtre crânienne et de confirmer l'alignement du réseau pour garantir une exactitude du ciblage. N'oubliez pas que les réseaux micro I sont particulièrement délicats et que l'intégrité du réseau est essentielle pour une implantation correcte.Des précautions doivent être prises par les patients et les soignants lors de la manipulation de l'unité d'effacement. L'enregistrement peut être combiné à de nombreuses autres techniques, telles que l'immunohistochimie ou l'optogénétique. Lorsque ces combinaisons sont associées à un paradigme comportemental approprié, elles peuvent fournir des aperçus approfondis sur la complexité du fonctionnement cérébral.

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