Name: Utéro-tubaire transfert dembryons et la vasectomie dans le modèle de souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-28T13:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 33 s
Description: Apprenez le transfert utéro-tubaire d'embryons chez la souris, une technique de biologie de la reproduction qui évite la ponction de la paroi utérine. Cette méthode améliore la survie des embryons pré-implantatoires.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par des fonds du ministère des animaux et aviaires Sciences de BT.

Toutes les expériences animales ont été approuvés par la Région Beltsville soin et l&#39;utilisation des animaux Comités (BAACUC 11-015) en conformité avec l&#39;USDA Animal Care et Directives d&#39;utilisation. Une. Anesthésie et l&#39;analgésie (commune pour les deux interventions chirurgicales) <ol><li> Peser la souris et charger les anesthésiques et analgésiques suivants dans deux seringues de 1 ml avec 27 g d&#39;aiguilles: <ol><li> La kétamine (0,1 mg / g: 0,01 ml / g d&#39;une solution à 10 mg / ml) et de xylazine (0,01 mg / g: 0,005 ml / g d&#39;une solution à 2 mg / ml). </li><li> La buprénorphine (0,1 pg / g: 0,01 ml d&#39;une solution à 0,01 mg / ml). </li></ol></li><li> Immobiliser la souris en décrochant le peau du cou au plus près des mâchoires que possible avec le pouce et l&#39;index et tenant la queue entre les petits et l&#39;annulaire. </li><li> Injecter mélange de kétamine-xylazine par voie intrapéritonéale. Pour éviter de percer les organes internes, tenir la souris avecsa tête légèrement au-dessous du niveau de ses hanches (figure 1A) </li><li> Injecter buprénorphine sous-cutanée dans la peau du maintien de cou entre le pouce et l&#39;index (figure 1B). </li><li> Laissez la souris dans la cage (propre et sans aucun autre animal) sur une scène chaude. </li><li> Une fois inconscient, vérifier l&#39;absence de réflexes du pied arrière (vérifié par pincement de l&#39;orteil). Appliquer une pommade pour les yeux pour éviter la sécheresse de l&#39;œil et de vérifier l&#39;absence de réflexe palpébral (figure 1C). </li><li> Ce protocole prévoit un plan d&#39;anesthésie chirurgicale pour un minimum de 30 minutes, assez pour effectuer les procédures décrites ci-dessous (les protocoles 2 et 3). Si des temps plus longs sont nécessaires, une injection supplémentaire de la kétamine + xylazine avec la moitié du dosage décrit dans 1.1.1 peut être appliquée après 30 min. Un changement dans le mode de respiration pour une plus rapide et une irrégularité indique le loss du plan d&#39;anesthésie appropriée. </li></ol> 2. Vasectomie <ol><li> Utilisez un homme avec une capacité d&#39;accouplement prouvé. </li><li> Stériliser les instruments chirurgicaux, nettoyer les surfaces où la chirurgie sera effectuée et les essuyer avec 70% d&#39;éthanol. </li><li> Effectuer anesthésie détaillé précédemment (Protocole 1), la vérification de la perte des réflexes. </li><li> Placez la souris sur une scène chaude, enlever la fourrure avec une tondeuse électrique de la région ventrale entre deux lignes transversales imaginaires placé 0,5 cm et 2,5 cm au-dessus du pénis (figure 2A). </li><li> Désinfecter la zone rasée par essuyage séquentiel avec 10% de l&#39;iode de povidone, et de 70% d&#39;éthanol. </li><li> Placez la souris en position couchée avec sa queue vers le chirurgien et la couverture avec une serviette stérile avec un trou d&#39;exposer la zone rasée. Éclairer la zone chirurgicale. </li><li> Effectuez une incisio de la peau longitudinale 10-15 mmn à la ligne médiane de l&#39;abdomen, à environ 1 cm au-dessus du pénis. Maintenez la peau avec dressing pince dentelées et puis couper avec des ciseaux (Figures 2A et 2B). </li><li> Effectuer une incision longitudinale de 5-10 mm dans la ligne blanche. Tenez le muscle avec microdissecting forceps dentelées et couper avec des ciseaux (figure 2C). </li><li> Prenez le coussin adipeux des testicules d&#39;un côté avec micro dissection forceps dentelées et tirez pour exposer les testicules, les canaux déférents et l&#39;épididyme. Canaux déférents est situé en dedans de l&#39;testicule et il est un tube sans distinguer clairement (pas attaché à la paroi du testicule comme l&#39; épididyme) avec un vaisseau sanguin le long d&#39;un côté (figure 2D). </li><li> Tenir le canal déférent avec dissection dentelée micro forceps, pinces à pansement flamme jusqu&#39;à ce qu&#39;ils deviennent rouges (figure 2E </strong&gt;), puis les utiliser pour couper et cautériser le canal déférent de deux points à la fois (figure 2F). La coupe doit enlever une partie d&#39;environ 5 mm et laisser deux extrémités cautérisés clairement séparés (figure 2G). </li><li> Déplacez les testicules, épididyme et le canal déférent vers la cavité abdominale. </li><li> Passez à l&#39;étape 9 dans l&#39;autre testicule. </li><li> Suturer le muscle avec un ou deux points de suture de matelassier horizontale à base de 5/0 suture absorbable (figure 2H). </li><li> Suturer la peau avec un ou deux tondeuses de la plaie (figure 2I). </li><li> Identifier le vasectomisé (de boucle d&#39;oreille, tatouage doigt ...), déplacer la cage placée sur une étape chaleureuse et observer jusqu&#39;à ce qu&#39;il récupère de l&#39;anesthésie (conscient et maintenir décubitus sternal). Une injection sous-cutanée de 0,5 à 1 ml de solution saline chaude améliore redécouverte. Enregistrer les incidents pouvant se produire pendant le transfert vasectomie, ajouter antibiotique à l&#39;eau potable. </li><li> Clips plaies peuvent être retirés 10 jours après la vasectomie avec un dissolvant blessure de tondeuse ou une paire de pinces à dents. Le mâle vasectomisé sera prête à s&#39;accoupler 2 semaines après la chirurgie. </li><li> Testez l&#39;infertilité du mâle vasectomisé par accouplement avec des femelles fertiles avant de l&#39;utiliser pour obtenir des bénéficiaires. </li></ol> 3. Utéro-tubaire de transfert d&#39;embryons <ol><li> Souris morula ou blastocyste peuvent être transférés par cette technique à un destinataire femelle pseudo à 2,5 dpc. </li><li> Préparer embryon pipette en verre de manipulation: <ol><li> Polir les extrémités des capillaires en verre, afin d&#39;éviter d&#39;endommager le porte-pipette. </li><li> Adoucir une partie médiane du capillaire de verre par chauffage d&#39;une amende flamme tout en tournant légèrementle capillaire avec les deux mains de manière synchrone. Une fois la section capillaire devient mou et malléable (rouge clair), le retirer rapidement de la flamme et tirez les deux extrémités pour réduire son diamètre externe de 130-150 um. </li><li> Attendez que le verre refroidisse et le couper en marquant légèrement la partie étroite avec un crayon pointe de diamant, pierre abrasive ou lime à ongles et en tirant des deux côtés. La rupture doit être propre et perpendiculaire </li></ol></li><li> Polir la pointe à la flamme très rapidement, laissant une ouverture de 100-130 um. Les pipettes peuvent être stockés pour une utilisation ultérieure. </li><li> Chaud médias de manipulation de l&#39;embryon (CZBH ou M2, voir la discussion). </li><li> Stériliser les instruments chirurgicaux, nettoyer les surfaces où la chirurgie sera effectuée et les essuyer avec 70% d&#39;éthanol. </li><li> Effectuer anesthésie détaillé précédemment (Protocole 1), la vérification de la perte des réflexes. </li><li> Garder til la souris sur une scène chaude, retirez la fourrure avec une tondeuse électrique de la région dorsale entre les genoux et les nervures distales (figures 3A et 3B). </li><li> Désinfecter la zone rasée par essuyage séquentiel avec 10% de l&#39;iode de povidone, et de 70% d&#39;éthanol. </li><li> Déplacez les embryons de l&#39;incubateur pour les médias de manipulation de l&#39;embryon préchauffé. </li><li> Déplacez le destinataire à un stade chaud sous la loupe binoculaire et placez-le en position latérale sujettes au chirurgien (avec sa tête regardant vers la droite ou la gauche du chirurgien). </li><li> Couvrir la zone avec une serviette stérile avec un trou d&#39;exposer la zone rasée et éclairer la zone chirurgicale. </li><li> Effectuer un 1 cm transversale (verticale) incision dans la peau à un endroit situé sur le crâne ⅓ de la ligne entre la dernière côte et les hanches et le ⅓ dorsale de la ligne entre le dos et l&#39;abdomen (figures 3A unee 3B). Maintenez la peau avec dressing pince dentelées et couper avec des ciseaux (figure 3C). </li><li> Une fois que la peau a été coupée, de l&#39;ovaire (rouge / orange) ou le pad adipeux entourant l&#39;ovaire (blanc) peuvent être visualisées à travers la paroi du corps. Effectuez une 0,3-0,5 cm transversale (verticale) incision dans la paroi du corps sur l&#39;ovaire ou un coussin adipeux dans un endroit où l&#39;incision ne coupe pas tout navire grande de sang. Tenez le muscle avec micro dissection pince dents de scie et couper avec des ciseaux (figure 3D). </li><li> Déplacez la souris pour avoir sa tête tournée vers le chirurgien. </li><li> Chargez la manipulation pipette de l&#39;embryon (figure 3E): <ol><li> Permettre aux médias CZBH à monter par capillarité à travers la partie étroite de la pipette de manipulation jusqu&#39;à environ 5 mm de la partie la plus large. </li><li> Prenez une petite bulle d&#39;air (0,2-0,5 mm). </li><li> Présentez les embryons (5-10) dansune quantité minimale de supports (2-4 mm). </li><li> Prenez une autre petite bulle d&#39;air (0,2-0,5 mm) et une petite quantité de médias (0,5-1 mm). </li><li> Laisser la pipette en verre fixé au support de l&#39;aspirateur de la bouche ou au dispositif actionné à la main, prêt à l&#39;étape 3.17. </li></ol></li><li> Prenez le coussin adipeux entourant l&#39;ovaire avec micro dissection forceps en dents de scie et tirez-le vers la tête de la souris pour exposer l&#39;ovaire, oviducte, et une petite partie de l&#39;utérus supérieure de la cavité abdominale (figures 3F et 3G). </li><li> Maintien de la pièce aspirateur à bouche dans la bouche, prêt à être utilisé, prenez le pad adipeux avec micro dissection pince dents de scie pour déplacer l&#39;oviducte et exposer la jonction utéro-tubaire (c&#39;est à dire où l&#39;oviducte répond l&#39;utérus). </li><li> Garder la jonction utéro-tubaire accessible, prendre de légères micro pinces à dissection courbes de la main gauche (pour un droitier) et les placer juste en dessousla jonction utéro-tubaire saisissant l&#39;oviducte sur 2 mm au-dessus de la partie. </li><li> Tenir la jonction utéro-tubaire avec les légères micro pinces à dissection courbes, percer la section oviducte à proximité de la pince avec une aiguille de calibre 27 (figure 3H). </li><li> Insérez l&#39;embryon manipulation pipette dans l&#39;orifice effectué avec l&#39;aiguille et l&#39;avance de l&#39;utérus à travers la jonction utéro-tubaire (figures 3I et 3J). Une fois la pipette a passé la jonction utéro-tubaire (Figure 3K), il se glisse facilement. Ne pas progresser très loin dans l&#39;utérus pour éviter d&#39;endommager l&#39;endomètre (pas plus de 3 mm) et le blocage de la pipette par des débris. </li><li> Relâchez les embryons dans l&#39;utérus par soufflant doucement (Figure 3L). Les bulles d&#39;air doivent passer par l&#39;utérus. Certains médias-dessus de la première bullepeuvent également être disséminés dans l&#39;utérus, mais éviter d&#39;introduire plus d&#39;air, car il pourrait entraver l&#39;implantation. </li><li> Retirer la pipette juste après embryons ont été libérés dans l&#39;utérus. </li><li> Déplacez l&#39;oviducte et de l&#39;ovaire vers la cavité abdominale en saisissant le pad adipeux. </li><li> Suturer le muscle avec un point de matelassier horizontale avec 5/0 suture absorbable (figure 3M). </li><li> Suturer la peau avec une tondeuse de la plaie (figure 3N). </li><li> Passez à l&#39;étape 10 de l&#39;autre côté si nécessaire. </li><li> Identifier le destinataire (boucle d&#39;oreille, tatouage doigt ...), le déplacer vers sa cage (placé sur une scène chaude) et observer jusqu&#39;à ce qu&#39;il récupère de l&#39;anesthésie (conscient et maintenir décubitus sternal). </li><li> Annoter les incidences possibles survenant pendant le transfert d&#39;embryons et d&#39;ajouter des antibiotiques à l&#39;eau potable. Un 0,5-1 ml injection sous-cutanée de sali chaudsolution ne améliore la récupération. </li><li> Clips plaies peuvent être retirés 10 jours après le transfert d&#39;embryon avec un dissolvant plaie de coupe ou deux paires de pinces (Figure 3O). Le destinataire peut être pesé ce jour pour évaluer la grossesse et estimer le nombre de chiots. Fournir du matériel niché au destinataire 15 jours après le transfert d&#39;embryon. </li></ol>

<ol><li>Fernandez-Gonzalez, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+effect+of+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+with+serum+on+mRNA+expression+of+imprinting+genes%2C+development%2C+and+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Long-term effect of in vitro culture of mouse embryos with serum on mRNA expression of imprinting genes, development, and behavior.</a> Proc. Natl. Acad. Sci USA. 101, 5880-5885 (2004).</li>
<li>Bermejo-Alvarez, P., Roberts, R. M., Rosenfeld, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+glucose+concentration+during+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+on+development+to+blastocyst%2C+success+of+embryo+transfer%2C+and+litter+sex+ratio%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Effect of glucose concentration during in vitro culture of mouse embryos on development to blastocyst, success of embryo transfer, and litter sex ratio.</a> 79, 329-336 (2012).</li>
<li>Tarkowski, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experiments+on+the+development+of+isolated+blastomers+of+mouse+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Experiments on the development of isolated blastomers of mouse eggs.</a> Nature. 184, 1286-1287 (1959).</li>
<li>Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fertilization+of+mouse+eggs+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Fertilization of mouse eggs in vitro.</a> Nature. 220, 592-593 (1968).</li>
<li>McLaren, A., Biggers, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+development+and+birth+of+mice+cultivated+in+vitro+as+early+as+early+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Successful development and birth of mice cultivated in vitro as early as early embryos.</a> Nature. 182, 877-878 (1958).</li>
<li>McLaren, A., Michie, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+transfer+of+fertilized+mouse+eggs+to+uterine+foster-mothers.+I.+Factors+affecting+the+implantation+and+survival+of+native+and+transferred+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Studies on the transfer of fertilized mouse eggs to uterine foster-mothers. I. Factors affecting the implantation and survival of native and transferred eggs.</a> J. Exp. Biol. 33, 394-416 (1956).</li>
<li>Goto, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fate+of+embryos+transferred+into+the+uterus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Assist.+Reprod.+Gen%22%5BJournal%5D)">The fate of embryos transferred into the uterus.</a> J. Assist. Reprod. Gen. 10, 197-201 (1993).</li>
<li>Nagy, A., Gertsenstein, M., Vintersten, K., Behringer, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNagy%2C+A+%22Manipulating+the+Mouse+Embryo%3A+A+Laboratory+Manual%22">Manipulating the Mouse Embryo: A Laboratory Manual</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2003).</li>
<li>Chin, H. J., Wang, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utero-tubal+transfer+of+mouse+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Utero-tubal transfer of mouse embryos.</a> Genesis. 30, 77-81 (2001).</li>
<li>Ramirez, M. A., Fernandez-Gonzalez, R., Perez-Crespo, M., Pericuesta, E., Gutierrez-Adan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+stem+cell+activation%2C+culture+media+of+manipulated+embryos%2C+and+site+of+embryo+transfer+in+the+production+of+F0+embryonic+stem+cell+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Reprod%22%5BJournal%5D)">Effect of stem cell activation, culture media of manipulated embryos, and site of embryo transfer in the production of F0 embryonic stem cell mice.</a> Biol. Reprod. 80, 1216-1222 (2009).</li>
<li>Miller, A. M., Wright-Williams, S. L., Flecknell, P. A., Roughan, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+abdominal+and+scrotal+approach+methods+of+vasectomy+and+the+influence+of+analgesic+treatment+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">A comparison of abdominal and scrotal approach methods of vasectomy and the influence of analgesic treatment in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 46, 304-310 (2012).</li>
<li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+PA+%22Laboratory+Animal+Anaesthesia%22">Laboratory Animal Anaesthesia</a>. , Academic Press. Oxford, UK. (2009).</li>
<li>Erhardt, W., Hebestedt, A., Aschenbrenner, G., Pichotka, B., Blumel, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+with+various+anesthetics+in+mice+%28pentobarbitone+ketamine-xylazine%2Ccarfentanyl-etomidate%29%5BTitle%5D)+AND+%22Res.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">A comparative study with various anesthetics in mice (pentobarbitone ketamine-xylazine,carfentanyl-etomidate).</a> Res. Exp. Med. 184, 159-169 (1984).</li>
<li>Tarin, D., Sturdee, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+anaesthesia+of+mice%3A+evaluation+of+tribromo-ethanol%2C+ether%2C+halothane+and+methoxyflurane+and+development+of+a+reliable+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Surgical anaesthesia of mice: evaluation of tribromo-ethanol, ether, halothane and methoxyflurane and development of a reliable technique.</a> Lab. Anim. 6, 79-84 (1972).</li>
<li>Zeller, W., Meier, G., Burki, K., Panoussis, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adverse+effects+of+tribromoethanol+as+used+in+the+production+of+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Adverse effects of tribromoethanol as used in the production of transgenic mice.</a> Lab. Anim. 32, 407-413 (1998).</li>
<li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+and+safety+of+stored+and+newly+prepared+tribromoethanol+in+ICR+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp.+Top.+Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">Efficacy and safety of stored and newly prepared tribromoethanol in ICR mice.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 17-22 (2005).</li>
<li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+evaluation+of+preparation+methods+and+storage+conditions+of+tribromoethanol%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp.+Top.+Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">An evaluation of preparation methods and storage conditions of tribromoethanol.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 11-16 (2005).</li>
<li>Meyer, R. E., Fish, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+tribromoethanol+anesthesia+for+production+of+genetically+engineered+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">A review of tribromoethanol anesthesia for production of genetically engineered mice and rats.</a> Lab. Anim. 34, 47-52 (2005).</li>
<li>Chatot, C. L., Lewis, J. L., Torres, I., Ziomek, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+1-cell+embryos+from+different+strains+of+mice+in+CZB+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Reprod%22%5BJournal%5D)">Development of 1-cell embryos from different strains of mice in CZB medium.</a> Biol. Reprod. 42, 432-440 (1990).</li>
<li>Quinn, P., Barros, C., Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preservation+of+hamster+oocytes+to+assay+the+fertilizing+capacity+of+human+spermatozoa%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Reprod.+Fertil%22%5BJournal%5D)">Preservation of hamster oocytes to assay the fertilizing capacity of human spermatozoa.</a> J. Reprod. Fertil. 66, 161-168 (1982).</li>
<li>Dios Hourcade, de, Perez-Crespo, J., Serrano, M., Gutierrez-Adan, A., A,, Pintado, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+and+in+vivo+development+of+mice+morulae+after+storage+in+non-frozen+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod.+Biol.+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">In vitro and in vivo development of mice morulae after storage in non-frozen conditions.</a> Reprod. Biol. Endocrinol. 10, 62 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent aucun intérêt financier concurrents.

La vasectomie est une technique chirurgicale relativement simple qui ne comporte pas de difficultés majeures. Quand la stérilisation avec de la povidone iode et de l&#39;éthanol assurez-vous que le dernier lavage (avec de l&#39;éthanol) supprime povidone iode, car il peut irriter le péritoine. L&#39;accès au canal déférent peut également être obtenue par le scrotum ou la réalisation d&#39;une incision transversale dans l&#39;abdomen 8. Incision scrotale a été recommandé de transversales incision abdo...

Le transfert d&#39;embryons est probablement l&#39;intervention chirurgicale le plus souvent réalisée dans le modèle de souris. Cette technique est essentielle pour obtenir la progéniture d&#39;embryons in vitro soumis à des techniques de manipulation dans et, par conséquent, constitue une étape nécessaire pour le développement de modèles génétiquement modifiés par injection pronucléaire, transduction lentivirus, ou la formation de chimère. En outre, la technique permet l&#39;étude des effets sur le développement de diverses insultes qui se produisent au cours du développement préimplantatoire. L&#39;utilisation des techniques de reproduction artificielle 1 ou l&#39;exposition à des concentrations anormales de différentes substances ou métabolites 2 mai affecter le développement de l&#39;embryon, entraînant des échecs d&#39;implantation ou placentation et les effets à long terme sur la progéniture. Une technique de transfert d&#39;embryons fiable et reproductible est cruciale pour tester les effets négatifs possibles du traitement expérimental sur l&#39;implantation et le développement du fœtus chez un homme cohérentner. Embryons préimplantatoires murins peuvent être transférés à un destinataire femelle soit dans l&#39;oviducte par les ampoules de 0,5 jours après le coït (DPC) des destinataires pseudo-(transfert de l&#39;oviducte) 3,4 ou dans l&#39;utérus de 2,5 dpc destinataire pseudogestante (transfert de l&#39;utérus) 5,6 en fonction de leur stade de développement. Des embryons au stade de blastocyste, tels que ceux qui sont utilisés pour générer des souris chimères par injection de cellules souches embryonnaires pluripotentes ou induites, sont généralement transférés par transfert de l&#39;utérus. Blastocystes peuvent aussi être transférées à l&#39;oviducte d&#39;une DPC bénéficiaire de 0,5, mais il constitue un test moins physiologique pour les perturbateurs de développement, parce que l&#39;embryon subit diapause et dispose de 2 jours pour récupérer de l&#39;insulte avant l&#39;implantation a lieu. transfert de l&#39;utérus implique la perforation de la paroi de l&#39;utérus avec une aiguille étroit afin de générer une ouverture qui permet l&#39;accès d&#39;une pipette manipulation de l&#39;embryon dans la lumière utérine. Aien que cette technique peut donner de bons résultats, la survie à long terme (à savoir le pourcentage d&#39;embryons transférés qui se développent à un chiot) est souvent faible et imprévisible 7,8. La perforation de la paroi utérine entraîne des effets secondaires néfastes. Tout d&#39;abord, le myomètre est un tissu très vascularisé et sa perforation en résulte souvent une petite hémorragie. Le sang peut bloquer la pipette de transfert d&#39;embryons ou d&#39;envahir la lumière utérine causant la mort de l&#39;embryon et / ou de l&#39;échec de l&#39;implantation. Ceci est particulièrement pertinent lorsque les embryons sont transférés sans zona, comme les cellules sanguines et les débris peuvent joindre les blastomères. Deuxièmement, l&#39;ouverture réalisée n&#39;est pas étanche après les embryons ont été transférés, de sorte qu&#39;ils peuvent circuler à travers l&#39;orifice et être expulsé de la cavité abdominale quand un trop grand volume a été d&#39;introduire dans l&#39;utérus. Le transfert de l&#39;embryon in utero-tubaire décrit ici profiter de la jonction utéro-tubaire de livrer le embryo dans l&#39;utérus sans avoir besoin de perforer la paroi utérine et ainsi éviter ses conséquences néfastes 9. Les femmes bénéficiaires de pseudo-utilisés pour le transfert d&#39;embryons sont obtenus par accouplement naturel avec des hommes ayant subi une vasectomie 8. Les sécrétions séminales produites par un mâle stérile sont nécessaires pour l&#39;utérus à devenir réceptive aux embryons transférés. Pour obtenir un destinataire, un maximum de 2 femelles de 8 semaines à 6 mois d&#39;âge sont placés avec un mâle vasectomisé dans l&#39;après-midi. Le lendemain matin, les femmes sont vérifiés pour la présence d&#39;un bouchon de copulation vaginale, un bouquet de protéines coagulées du liquide séminal masculin. Comme l&#39;accouplement a lieu habituellement pendant minuit, le jour de la détection de bouchon vaginal est considéré comme 0,5 dpc. Bien que les mâles vasectomisés peuvent être achetés auprès de certains fournisseurs, la procédure chirurgicale décrite ici est relativement facile et ne nécessite pas d&#39;instruments supplémentaires que nécessaire pour le transfert d&#39;embryons.

<table><tbody><tr><td>Kétamine</td><td>VEDCO</td><td>Ketaved ANADA 200-257</td><td>À commander par un vétérinaire agréé.</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>Anased NADA #139-236</td><td>À commander par un vétérinaire agréé.</td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>Générique</td><td>NDC 400-42-010-01</td><td>À commander par un vétérinaire agréé.</td></tr><tr><td>Pommade oculaire</td><td>Novartis</td><td>Genteal</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotique</td><td>Pfizer</td><td>Clavamox NADA #55-101.</td><td>Ajouté à l’eau de boisson (0,3 mg/ml d’amoxicilline trihydratée et 0,075 mg/ml de clavulanate de potassium). Ajouter 1,5 ml du flacon de 15 ml reconstitué à 250 ml d’eau.</td></tr><tr><td>Pince dentelée</td><td>ROBOZ</td><td>RS-8120</td><td>N’importe quelle pince droite en acier de qualité chirurgicale de taille moyenne fera l’affaire.</td></tr><tr><td>Pince dentelée de microdissection</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5137 Ceux-ci</td><td>sont incurvés à un angle de 90&ordm ;. Des pinces droites peuvent être utilisées si vous préférez.</td></tr><tr><td>Pince à micro dissection légèrement incurvée</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5136</td><td>Ce modèle est particulièrement utile pour maintenir l’oviducte.</td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5880</td><td>N’importe quel petit ciseau droit en acier de qualité chirurgicale ordinaire fera l’affaire.</td></tr><tr><td>Aiguilles de 27 g</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>305136</td><td>Des aiguilles plus petites (30 g) peuvent également être utilisées. 25 g peut être un peu trop grosse.</td></tr><tr><td>Applicateur de clips</td><td>MiKRon</td><td>42763</td><td></td></tr> 9 <tr><td>mm Clips</td><td>MiKRon</td><td>427631</td><td></td></tr><tr><td>Extracteur de clips</td><td>MiKRon</td><td>7637</td><td>Deux paires de pinces à dents (ROBOZ RS-8160) peuvent être utilisées à la place.</td></tr><tr><td>Porte-aiguille de suture</td><td>ROBOZ</td><td>RS-7820</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Sourcier Gell</td><td>5-0 Dexon S 7204-21</td><td>Peut être remplacé par une aiguille étroite et incurvée pour toute suture résorbable de 4-0 à 6-0.</td></tr><tr><td>Pipettes en verre</td><td>VWR</td><td>100 ul calibrées 53432-921</td><td>Il comprend un système d’aspirateur buccal qui ne nécessite de fixer qu’un 0,22 &#181 ; m filtre dans le tube pour être prêt à l’emploi. Vous trouverez plus d’informations sur Nagy et al.8</td></tr><tr><td>Burner</td><td>KISAG AG</td><td>Typ 2002</td><td>Brûleur à gaz, peut être chargé avec Kigas (CH-4512, du même fournisseur). Des brûleurs à alcool peuvent également être utilisés, mais le gaz fournit une température plus élevée et ce brûleur fournit une flamme petite et précise.</td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Leica</td><td>MZFLIII</td><td>Il s’agit d’un stéréomicroscope coûteux à fluorescence, qui peut également être utilisé à d’autres fins. Il existe des options moins chères telles que le Leica MZ8 ou le Nikon SMZ-10 ou SMZ-2B, pour n’en nommer que quelques-unes. Il est préférable d’utiliser deux stéréomicroscopes, l’un pour manipuler les embryons (qui n’a pas besoin d’être très beau) et l’autre pour le receveur. Celui utilisé pour le receveur doit afficher une longue distance entre la plaque de platine et la lentille de l’objectif, afin de pouvoir se concentrer à 3-4 cm au-dessus de la plaque de platine (où l’oviducte sera placé) et de laisser encore un peu de place au chirurgien ; La plupart des stéréomicroscopes peuvent le faire, mais certains ne le peuvent pas.</td></tr><tr><td>Fibre optique ilumination</td><td>Dolan Jenner</td><td>Fiber lite</td><td>Pour éclairer la zone chirurgicale. Il existe différents systèmes disponibles.</td></tr><tr><td>Étapes chaudes</td><td>Portée américaine</td><td><a href="https://exch.mail.umd.edu/owa/redir.aspx ? C=1qTJKejamUSfudeYG_MlZHvTY3dsJM9Iaqr2SnwGD4ECWGzB8e8Rpg--_L7u0vJmyatXQJzGQ0k.& URL=http%3a%2f%2fstore.amscope.com%2ftcs-100.html » target="_blank">http://store.amscope.com/tcs-100.html</a></td><td>Ceux-ci peuvent être placés sur la plaque de platine du stéréomicroscope. Certaines modifications (insertion d’un bâton pour niveler la platine) peuvent être nécessaires si elle est trop courte pour le stéréomicroscope. Une grande scène chaude peut être utilisée pour réchauffer la cage si elle est disponible. Sinon, un coussin chauffant ordinaire peut être utilisé, mais la température doit être vérifiée.</td></tr><tr><td>Des boîtes de culture pour la manipulation d’embryons</td><td>Falcon</td><td>353001</td><td>351008 peuvent également être utilisées ; elles ont fait des gouttes plus étroites.</td></tr></tbody></table>

utéro-tubaire transfert d&#39;embryons et la vasectomie dans le modèle de souris

Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

Le transfert d&#39;embryons de pré-implantation à une femme de substitution est une étape nécessaire à la production de souris génétiquement modifiées ou pour étudier les effets de modifications épigénétiques origine au cours du développement préimplantatoire sur le développement et la santé du fœtus adulte ultérieure. L&#39;utilisation d&#39;une technique de transfert d&#39;embryons efficace et uniforme est essentielle pour améliorer la production d&#39;animaux génétiquement modifiés, et à déterminer l&#39;effet de différents traitements sur les taux d&#39;implantation et de survie à long terme. Des embryons au stade de blastocyste sont généralement transférés par transfert de l&#39;utérus, la réalisation d&#39;une ponction dans la paroi utérine pour introduire la pipette de la manipulation de l&#39;embryon. L&#39;orifice effectué dans l&#39;utérus ne se ferme pas après la pipette est retirée, et les embryons peuvent écoulement à la cavité abdominale, en raison de la pression positive de l&#39;utérus. La ponction peut également produire une hémorragie qui affecte l&#39;implantation, bloque la pipette de transfert et peut affecter l&#39;embryon développement, en particulier lorsque les embryons sont transférés sans zona. Par conséquent, cette technique entraîne souvent des taux de survie faible embryon très variables et globaux. Éviter ces effets négatifs, le transfert d&#39;embryon utéro-tubaire profiter de la jonction utéro-tubaire comme une barrière naturelle qui empêche l&#39;embryon sorties et éviter la ponction de la paroi utérine. Les hommes ayant subi une vasectomie sont nécessaires pour obtenir bénéficiaires pseudo-. Une technique pour effectuer la vasectomie est décrite en tant que complément au transfert d&#39;embryons utéro-tubaire.

Transfert d&#39;embryons utéro-tubaire fournit un moyen de transférer les embryons dans l&#39;utérus d&#39;éviter certaines des complications associées au transfert d&#39;embryon de l&#39;utérus 2,9,10. Dans le tableau 1, nous montrons un résultat représentatif, nous avons obtenu le transfert de blastocystes CD1 soumis à différents types de manipulations aux bénéficiaires CD1 suivant le protocole décrit. La survie à long terme (% des embryons résultant en un chiot) ou la survie à E15 (dans le...

Le transfert d&#39;embryons utéro-tubaire utilise la jonction utéro-tubaire comme une barrière pour empêcher l&#39;écoulement de l&#39;embryon qui peut se produire lors de l&#39;exécution de transfert de l&#39;utérus. Les hommes ayant subi une vasectomie sont nécessaires pour obtenir bénéficiaires pseudo-pour le transfert d&#39;embryon. Ces deux techniques sont discutées.

Utéro-tubaire transfert d&#39;embryons et la vasectomie dans le modèle de souris

The transfer of preimplantation embryos to a surrogate female is a required step for the production of genetically modified mice or to study the effects ...

L'objectif général de cette procédure est de transférer des embryons pré-implantatoires dans l'utérus d'une receveuse pseudo-gestante âgée de 2,5 DPC. Cela est réalisé en exposant d'abord l'ovaire, la TUC et la première section de l'utérus. Ensuite, la TUC est perforée à l'aide d'une aiguille.Ensuite, une pipette capillaire en verre est insérée par le trou en progressant dans la lumière utérine. Enfin, les embryons sont libérés dans l'utérus. En définitive, le nombre de petits nés est utilisé pour indiquer la survie des embryons pré-implantatoires transférés.Le principal avantage de cette technique par rapport à une méthode comme le transfert embryonnaire utérin réside dans le fait que la paroi utérine n'est pas perforée, évitant ainsi les saignements et le reflux des embryons. Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par les comités du soin et de l'utilisation des animaux de la zone de Beltsville, conformément aux lignes directrices du USDA sur le soin et l'utilisation des animaux. Après avoir administré une anesthésie et des analgésiques à un souris mâle dont les performances en accouplement ont été démontrées, et après avoir confirmé que l'animal est correctemen

utero-tubal-embryo-transfer-and-vasectomy-in-the-mouse-model

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Un modèle murin de In utero Transplantation

Une description de l'induction chirurgicale de l'endométriose chez les souris et les rats par auto-transplantation de tissu utérin à la cascade de l'artère mésentère intestinal.

Modèle murin d&#39;endométriose chirurgicalement induite par Auto-transplantation de tissu utérin

Source : Lutz, D., et al. Évaluation des paramètres de neuroplasticité ultrastructurale après transduction in utero du cerveau et de la moelle épinière de souris en développement. J. Vis. Exp. (2019).Cette vidéo démontre la transduction virale par injection in utero dans des embryons de souris. Une souris enceinte est préparée pour la chirurgie et une incision médiane est pratiquée pour exposer les cornes utérines. Un mélange d’un virus contenant le gène souhaité et d’un colorant de suivi est...

Transduction virale in utero chez une souris

Les auteurs décrivent un protocole permettant d’effectuer une transplantation in utero (IUT) par voies intraveineuse et amniotique d’injection dans le modèle murin. Ce protocole peut être utilisé pour introduire des cellules, vecteurs viraux et autres substances dans l’environnement unique de tolérance immunitaire fœtal.

Intraveineuse amniotique et In Utero une Transplantation chez le modèle murin

Les techniques de procréation assistée (ARTs) sont en évaluation continue pour améliorer les résultats et réduire les risques associés. Ce manuscrit décrit une procédure de transfert d’embryons mini-invasive avec un protocole de cryoconservation efficace qui permet l’utilisation de lapins comme modèle animal idéal de reproduction humaine.

Transfert d’embryon et vitrification d’embryons au stade optimal de l’embryon dans le modèle Rabbit

Divers modèles animaux d’hernie diaphragmatique congénitale et d’occlusion trachéale fœtale présentent des avantages et des inconvénients en ce qui concerne les questions éthiques, le coût, la difficulté chirurgicale, la taille, les taux de survie et la disponibilité des outils génétiques. Ce modèle fournit un nouvel outil pour étudier l’impact de l’occlusion trachéale et de la pression luminaire accrue sur le développement pulmonaire.

Modèle transuté d’occlusion trachéale foetale chez la souris

L’établissement de la grossesse est un processus dynamique impliquant une diaphonie embryonnaire et utérine complexe. Les contributions précises de l’environnement utérin maternel à ces processus restent un domaine de recherche actif. Ici, des protocoles détaillés sont fournis pour aider à concevoir des modèles animaux in vivo pour répondre à ces questions de recherche.

Méthodes d’étude des contributions utérines à l’établissement de la grossesse dans un modèle murin ovariectomisé

La méthode de manipulation cervicale présentée peut induire une pseudogrossesse chez la souris sans avoir besoin de reproduire des femelles avec des mâles vasectomisés. L’induction de la pseudogrossesse est nécessaire pour le succès du transfert d’embryons non chirurgical et de l’insémination artificielle non chirurgicale, qui sont également présentés.

Induction d’une pseudogrossesse chez les souris femelles sans avoir besoin de mâles vasectomisés avant le transfert d’embryons non chirurgical ou l’insémination artificielle

Ici, nous présentons une méthode d’injection de spermatides rondes (ROSI) chez la souris, une technique aux applications cliniques prometteuses et utile pour étudier les mécanismes sous-jacents au développement embryonnaire.

Injection ronde de spermatide de souris

Ici, nous présentons un protocole pour établir un modèle murin d’injection intracytoplasmique de spermatozoïdes (ICSI)-transfert d’embryon (ET), nous permettant d’observer les changements liés à l’âge dans le métabolisme du glucose qui peuvent être attribués à l’ICSI, donnant ainsi un aperçu de ses impacts potentiels à long terme sur le développement humain.

Surveillance de la glycémie chez la progéniture de souris après une injection intracytoplasmique de spermatozoïdes

Apprenez le transfert utéro-tubaire d'embryons chez la souris, une technique de biologie de la reproduction qui évite la ponction de la paroi utérine. Cette méthode améliore la survie des embryons pré-implantatoires.

Utéro-tubaire transfert d'embryons et la vasectomie dans le modèle de souris

Explorer plus de vidéos