Name: Harmonique nanoparticules régénératrice recherche (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-01T13:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
Description: Découvrez le marquage de cellules souches embryonnaires humaines avec des nanoparticules harmoniques pour l'imagerie multi-photon. Cette méthode permet le suivi en temps réel des contractions cardiaques en haute résolution spatiale.

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Les auteurs tiennent à remercier le financement partiel du projet de recherche du 7e PC NAMDIATREAM européenne (NMP4-LA-2010-246479, http://www.namdiatream.eu) et le projet INTERREG IV France-Suisse NAOMI.

1. Culture et de l&#39;expansion de l&#39;ESC humain <ol><li> Préparer le milieu de propagation cellulaire (appelée PM) contenant Knockout DMEM supplémenté avec 20% Knockout sérum, 1% de MEM non-acides aminés essentiels, 1% de L-glutamine 200 mM, 1% de pénicilline-streptomycine, et 3,5 ul de β-mercaptoéthanol. </li><li> Décongeler les CSE humaines (CSEh) dans 8 ml de milieu de PM et de les centrifuger 5 min à 115 xg pour éliminer milieu de congélation DMSO-complété. </li><li> Ajouter 1 ml de milieu PM contenant 10 mM inhibiteur de roche pour empêcher l&#39;apoptose et d&#39;améliorer la survie des cellules après décongélation (24 heures d&#39;incubation seulement). </li><li> Ajouter facteur de croissance basique des fibroblastes (bFGF) pour la PM à la concentration désirée (4-10 ng / ml) pour le maintien de la pluripotence. </li><li> Plaque la CSEh sur humain irradié prépuce de cellules nourricières (γHFF) (figure 1A), auparavant plaqué à une concentration de 2 x 10 4 cellules / cm 2. </li><li> Changer le milieu tous les jours et, le cas échéant, retirer des parties de colonies de commencer à différencier par aspiration à l&#39;aide d&#39;une pipette Pasteur fortement réduit allongée. </li><li> Une fois par semaine, les colonies de passage par voie enzymatique: <ol><li> Éliminer le milieu et laver colonies avec 2 ml de PBS. </li><li> Retirer du PBS et les incuber avec 0,5 ml par puits de la collagénase IV chaud à 1 mg / ml pendant 10 min à 37 ° C, 5% CO 2. </li><li> Recueillir des fragments de colonies dans 2 ml nouveau PM et centrifuger à 115 g pendant 3 min. </li></ol></li><li> Alternativement, les colonies peuvent être repiquées mécaniquement par grattage: <ol><li> Éliminer le milieu et laver colonies avec 2 ml de PBS. </li><li> Gratter manuellement colonies à l&#39;aide de l&#39;outil rouleau racleur STEMPRO EZPassage (figure 1B). </li><li> Recueillir des fragments de colonies et centrifuger ensuite pendant 3 min à 115 xg pour éliminer le surnageant. </li><li> fragments de plaque sur γHFF ou les traitent de différenciation en corps embryoïdes (EBS). </li></ol></li></ol> 2. Différenciation des CSE humainesProtocole <ol><li> Préparer le milieu de différenciation (DM) à l&#39;aide Knockout milieu DMEM additionné de 2% de sérum de Hyclone, 1,0% MEM non-acides aminés essentiels, 1,0% de L-glutamine 200 mM, 1% de pénicilline-streptomycine, 3,5 ul β-mercaptoéthanol. </li><li> Éliminer le milieu et laver colonies avec 2 ml de PBS. </li><li> Formation EB de fragments de colonies en suspension: <ol><li> Retirer du PBS et les incuber avec 0,5 ml par puits de la collagénase IV chaud à 1 mg / ml pendant 10 min à 37 ° C, 5% CO 2. </li><li> Recueillir des fragments de colonies dans 2 ml nouveau DM et centrifuger à 115 g pendant 3 min. </li><li> Culture en suspension dans les ultra-faible attachement des plaques de 6 puits (2 ml par puits) pendant 4 jours (figure 1C). </li><li> Recueillir et plaquer les EB nouvellement formés sur 0,1% revêtues de gélatine 24 puits plaques (environ 3 EB / puits) (figure 1D). </li></ol></li><li> Sinon, forcé agrégation de cellules uniques en EB en utilisant la plaque Aggrewell: <ol><li> Retirer du PBS etdissocier colonies en cellules individuelles en utilisant Accutase (0,5 ml / puits). </li><li> Centrifuger les cellules et remettre en suspension dans DM à 1,2 x 10 6 / ml. </li><li> Ajouter 2 ml par chambre Aggrewell pour 1 jour (figure 1B). </li><li> Recueillir EB nouvellement formées (figure 1C ») et de la plaque sur les 0,1% des plaques à 24 puits revêtues de gélatine (environ 3 EB / puits). </li><li> Changer DM tous les 2-3 jours jusqu&#39;à l&#39;apparition de battre des grappes de cardiomyocytes (15-30 jours). </li></ol></li></ol> 3. Air-liquide cultures 3D de battant Clusters et marquage avec HNPs <ol><li> Identifier et manuellement disséquer grappes de cardiomyocytes battant (figure 1D), apparaissant normalement après 2-4 semaines de culture, à l&#39;aide d&#39;une pipette Pasteur fortement réduit allongée. </li><li> Dépôt 4 filtres de PTFE par insert qui seront placés sur une plaque à 6 puits (figure 1F). </li><li> Ajouter 1 ml de milieu de DM sur le dessus de l&#39;EACh bien. </li><li> Ajouter une grappe disséqué battre sur chaque filtre PTFE (figure 1E), 4/well maximale, soit 24 agrégats par plaque (figure 1F). </li><li> Changer le milieu de DM tous les 2-3 jours. </li><li> Pour marquer les grappes, retirez le filtre PTFE contenant la grappe battant et le mettre sur 3,5 cm verre plat inférieur (170 um d&#39;épaisseur). </li><li> Ajouter 1 ml de SNP à une concentration de 50 ug / ml pendant 30 min. </li></ol> 4. Imagerie optique non linéaire <ol><li> La préparation des échantillons. Après marquage de la PNH (voir l&#39;étape 3.6), transférer soit entiers de différenciation début HeBS ou des groupes de battement cardiaque (disséqués en cas d&#39;apparition de contraction) sur des filtres en PTFE sur un plat à fond de verre de 170 um d&#39;épaisseur compatible avec la distance de travail des objectifs de grande ouverture numérique. Alternativement, appliquer une couche directe de battre grappes au plat à fond de verre pré-revêtu avec 0,1% de gélatine. </li><li> échantillons de transfert à untout-en-un microscope équipé d&#39;incubation chambre assurant une température stable, de l&#39;humidité et de CO 2 contrôle sur de longues périodes de temps. </li><li> Après l&#39;inspection initiale, l&#39;image de l&#39;échantillon par l&#39;imagerie à grand champ sous éclairage en lumière blanche d&#39;identifier les structures d&#39;intérêt dans EB différenciés ou des groupes de battement actifs qui seront sélectionnés pour des examens complémentaires. </li><li> Si autofluorescence cellulaire de NADH et SH de HNPs doivent être acquises simultanément, définissez une longueur d&#39;onde plus courte d&#39;excitation laser (c. 720 nm) pour correspondre à l&#39;absorption moléculaire. Utiliser une étroite passe-bande filtre spectral centré sur la moitié de la longueur d&#39;onde d&#39;excitation (c.-à λ = 360 ± 10 nm) afin de détecter SH, et l&#39;autre pour détecter des auto-fluorescence. </li><li> Effectuer d&#39;abord une faible résolution rapide, balayage tridimensionnel pour reconstruire la morphologie globale de la grappe cardiaque et sélectionner un plan d&#39;image dans le volume de la grappe avec plusieurs PNH visibles. </li><li> Si nécessaire, changer la longueur d&#39;onde d&#39;excitation librement pour correspondre au mieux les propriétés optiques de l&#39;échantillon ou pour éviter photoblanchiment, des dommages de photo et à l&#39;image plus profondément dans les tissus avec une longueur d&#39;onde infrarouge (c&#39;est à dire, 790 nm) et remplacer le second filtre harmonique en conséquence (c.-à 395 nm ). Optimiser les paramètres de l&#39;impulsion laser de pré-compression à la longueur d&#39;onde de fonctionnement de choix en maximisant le signal de second harmonique de HNPs déposées sur l&#39;échantillon. </li><li> Pour suivre en temps réel les contractions cardiaques munitions, mettre le lecteur optique du microscope dans le mode le plus rapide tel que le mode de résonance, permettant l&#39;acquisition à grande vitesse d&#39;images en deux dimensions. </li><li> Choisissez les paramètres que le meilleur compromis entre le contraste d&#39;image et la vitesse d&#39;acquisition, tels que: <ul type="disc"><li> Moyenne de numérisation: 4 </li><li> Pixel temps de séjour: 0,1 microsecondes </li><li> Taux d&#39;image: 3,75 images par seconde (ips) </li></ul></li><li> Puissance du laser est ajustée en fonction de tache focale siser et la vitesse de balayage. 50 mW (mesurée à l&#39;entrée de l&#39;objectif) est une valeur typique de 0,1 microsecondes pixel temps de séjour et le Plan APO 20X NA 0,75 objectif la préservation de la viabilité des cellules. </li></ol> 5. Analyse de l&#39;image <ol><li> Procédure de calibrage axial. Sélectionnez une seule PNH déposé sur un substrat nu. Ajuster la mise au point (c&#39;est à dire la position axiale de la nanoparticule) pour maximiser l&#39;intensité du SH. Faire varier de manière contrôlée la position axiale de la platine du microscope afin d&#39;obtenir la courbe d&#39;étalonnage reliant l&#39;intensité de SH en tant que fonction de la PNH décalé par rapport au plan focal. Le résultat de cette procédure d&#39;étalonnage pour le plan d&#39;APO 0,75 objectif 20X NA est rapporté sur la figure 4C. </li><li> Sélectionnez HNPs présents dans toutes les images de la vidéo et de déterminer leurs mouvements périodiques. Cette procédure peut être facilement automatisée, par exemple par un code personnalisé à la recherche de points d&#39;intensité maximum de signal dans une région d&#39;intérêt définie etles reliant entre les différents cadres (un exemple de code écrit en Matlab R2009 b en utilisant la fonction &#39;région&#39; accessoires de la boîte à outils de traitement d&#39;image est présentée). </li><li> Évaluer la quantification des déplacements hors-plan, associés à HNPs non-permanence traçables déplaçant le long de l&#39;axe optique, en convertissant leurs modulations d&#39;intensité tout au long de différents cadres en déplacement axial en utilisant la courbe d&#39;étalonnage établie à l&#39;étape 5.1. A noter que ce procédé donne accès à des mouvements axiaux, mais ne peut pas être utilisé pour déterminer la direction absolue (vers le haut ou vers le bas). </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

L&#39;application de la nanotechnologie à la recherche de cellule souche est relativement nouveau mais en pleine expansion domaine. Comme le souligne divers articles de revue sur le sujet, l&#39;utilisation de nanoparticules peut être appliqué pour accomplir des tâches de recherche différents, allant de la cellule de suivi (à la fois in vitro et in vivo), pour la délivrance intracellulaire de protéines et de gènes, notamment la création d&#39; environnements cellulaires biomimétiques pour la stimulation préfére...

Systèmes de microscopie non linéaire, grâce à leurs trois capacités inhérentes de coupes dimensions, sont de plus déclenché la demande de fluorophores avec des bandes d&#39;absorption à deux photons photo-stable dans le proche infrarouge. Seulement dans les deux dernières années, afin de compléter le développement de labels basés sur la fluorescence (colorants, les points quantiques, jusqu&#39;à conversion nanoparticules), une méthode d&#39;imagerie différente a été exploite l&#39;utilisation d&#39;une nouvelle famille de nanoparticules intrinsèquement non linéaires comme des étiquettes, à savoir nanoparticules harmoniques (de HNPs) qui ont été spécifiquement développés pour la microscopie multi-photons. Ces étiquettes, à base de cristaux non-centrosymétriques inorganiques, exercent contraste optique générant le SH de la fréquence d&#39;excitation: par exemple en convertissant une fraction de la lumière d&#39;excitation pulsée dans le proche infrarouge (λ = 800 nm) en lumière bleue visible (λ / 2 = 400 nm) . Plusieurs auteurs dans le passé récent ont testé différents matériaux, y compris iodate de fer Fe (IO <sub&gt; 3) 3 1, le niobate de potassium (KNbO 3) 2, le niobate de lithium (LiNbO 3) 3, du titanate de baryum (BaTiO 3) 4,5, phosphate de potassium titanyle (KTiOPO4, KTP) 6-8, et de l&#39;oxyde de zinc (ZnO ) 5,9,10. Par rapport à des sondes fluorescentes, HNPs possèdent une série de propriétés intéressantes, telles que l&#39;absence complète de blanchiment et clignotant, des bandes d&#39;émission étroites, l&#39;excitation d&#39;onde accordabilité (de l&#39;ultraviolet à l&#39;infrarouge), la capacité de récupération de l&#39;orientation, et la réponse optique cohérente. Ces propriétés uniques ont été récemment expliqué dans deux articles de synthèse complet 11,12. La possibilité de travailler dans le domaine spectral infrarouge, ce qui augmente la profondeur d&#39;imagerie en réduisant au minimum la diffusion et l&#39;absorption, limite également considérablement la dégradation de l&#39;échantillon photo 13,14. En outre, le signal infiniment de photo-stable garanti par HNPs fait des sondes idéales pour le suivi des cellules à long terme, qui is particulièrement attrayant pour des applications en médecine régénérative 15. Dans cette expérience visualisée, les informations de protocole sont fournies pour le marquage in vitro de cellules souches embryonnaires humaines (hESC) avec HNPs non fonctionnalisés. La synthèse et la préparation des suspensions colloïdales est détaillée dans une publication précédente et dans les références qui y sont 16 et est au-delà de la portée de ce travail. Méthodologies d&#39;enquête sur les CSEh par microscopie multi-photons et leur différenciation en grappes cardiaques (maintenues comme cultures de l&#39;air liquide à long terme) sont présentés. ESC humain peut être laissé à la différence dans les corps embryoïdes dits (EBS) de deux façons différentes, soit par la formation EB de fragments de colonies en suspension ou, à défaut, forcés agrégation de cellules individuelles dans EB utilisant la plaque Aggrewell, comme illustré sur la figure 1A . mise en culture de battre des amas de cellules cardiaques de polytétrafluoroéthylène (PTFE) filtres poreux facilitates leur maintien à long terme pour d&#39;autres études (par exemple des mesures électrophysiologiques de potentiels d&#39;action). La source du microscope à balayage d&#39;excitation doit être capable de délivrer des impulsions ultracourtes (avec une durée d&#39;impulsion inférieure à 300 fs à l&#39;échantillon) pour atteindre la puissance crête nécessaire pour effectuer l&#39;imagerie de seconde harmonique de HNPs. Par exemple, le fs-source la plus courante utilisée pour l&#39;imagerie sont accordable Ti: saphir lasers. Alternativement, d&#39;autres lasers ultrarapides peuvent être utilisés, par exemple l&#39;erbium ion 17, chrome forstérite 18 ou Ti: saphir pompé infrarouges oscillateurs paramétriques optiques. Le microscope peut être équipée d&#39;un objectif avec de préférence une ouverture numérique relativement élevée. Très important, avant les mesures, et à chaque fois que l&#39;objectif est remplacé, il est impératif de réduire au minimum la dispersion présente dans la configuration (lentilles) en optimisant les paramètres de l&#39;impulsion laser de pré-compresseur au travaillongueur d&#39;onde de choix. Ce procédé, décrit dans le protocole, en sorte que l&#39;impulsion laser soit aussi proche que possible de la transformer durée limitée (c&#39;est à dire la plus courte que possible) dans le plan focal et à optimiser la réponse de l&#39;échantillon non linéaire. L&#39;objectif de l&#39;analyse d&#39;image décrite à la fin du protocole est d&#39;identifier et de suivre les mouvements en 3D HNPs associés aux contractions rythmiques de battre grappes cardiaques. Nanoparticules de suivi dans le plan de l&#39;image est tout simplement réalisé en identifiant leurs positions dans des images vidéo successives. Pour extraire des informations sur le déplacement axial, un étalonnage préalable de la réponse non linéaire de l&#39;intensité en fonction du déplacement axial est obligatoire. Notez que pour les mesures à long terme, un contrôle interférométrique actif de la position axiale de l&#39;échantillon est nécessaire pour maintenir la validité de la courbe d&#39;étalonnage en présence de dérives thermiques et / ou mécaniques. Les HNPs utilisés ici pour traccellules e battant dans les agrégats sont basés sur l&#39;oxyde de potassium de niobate (KNbO 3), mais d&#39;autres nanomatériaux non linéaires disponibles sont examinés en détail dans l&#39;ouvrage de Staedler et al 16. Les rendements optiques non linéaires de la plupart des nanomatériaux étudiés à ce jour sont très comparables. Le choix de KNbO 3 est essentiellement motivé par la bonne stabilité de la solution colloïdale et sa bonne biocompatibilité, testé sur plusieurs lignées de cellules humaines, même à concentration relativement élevée et des temps d&#39;exposition longs 16. Compte tenu de la nouveauté du nanomatériau utilisé pour ce travail, les principales caractéristiques de HNPs que par rapport à / luminescents bio-marqueurs fluorescents sont présentés dans une animation vidéo de l&#39;ordinateur d&#39;origine à court réalisé par les auteurs.

<table><tbody><tr><td>Incubateur de microscope</td><td>OKO LAB</td><td>UNO package (étage supérieur)</td><td>37 &deg ; C, 5 % CO2, hydraté</td></tr><tr><td>Microscope multiphotonique</td><td>Nikon</td><td>AR1-MP</td><td></td></tr><tr><td>Balayage rapide, quatre détecteurs non photomultiplicateurs</td><td></td><td></td><td></td>à balayage</tr><tr><td>Filtres SHG et autofluorescence</td><td>Semrock</td><td>FF01-360/12-25</td><td></td></tr><tr><td>FF01-395/11-25&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>FF02-485/20-25</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Objectifs de microscope</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CFI Plan Fluor 10X</td><td></td><td></td><td>NA 0.30, WD 16 mm</td></tr><tr><td>CFI Plan Apo 20X</td><td></td><td></td><td>NA 0.75, WD 1.0 mm, VC</td></tr><tr><td>CFI Apo 40X</td><td></td><td></td><td>NA 1.25, WD 0.18 mm &lambda ; S,</td></tr> inhibiteur de Rhock de la couche nanocristalline<tr><td>&nbsp ;</td><td>Sigma</td><td>Y-27632</td><td></td></tr><tr><td>Knockout DMEM</td><td>Invitrogen</td><td>10829</td><td></td></tr><tr><td>Sérum Knockout&nbsp ;</td><td>Invitrogen</td><td>10828</td><td></td></tr><tr><td>MEM Acides aminés non essentiels&nbsp ;</td><td>Invitrogen</td><td>1140</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamine 200 mM&nbsp ;</td><td>Invitrogen</td><td>25030</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline-streptomycine</td><td>Invitrogen</td><td>15140</td><td></td></tr><tr><td>&beta ;-mercaptoéthanol&nbsp ;</td><td>Sigma</td><td>M7522</td><td></td></tr><tr><td>Collagénase IV&nbsp ;</td><td>Gibco</td><td>17104-019</td><td></td></tr><tr><td>Outil de grattoir à rouleaux&nbsp ;</td><td>StemPro EZPassage, Invitrogen</td><td>23181-010</td><td></td></tr><tr><td>StemPro Accutase&nbsp ;</td><td>Gibco</td><td>S11105-01</td><td></td></tr><tr><td>Système Aggrewell&nbsp ;</td><td>StemCell Technologies</td><td>27845</td><td></td></tr><tr><td>Hyclone sérum&nbsp ;</td><td>Thermo Scientific</td><td>SH30070.03</td><td></td></tr><tr><td>Gélatine</td><td>Sigma</td><td>G9391</td><td></td></tr><tr><td>Plaques à 6 puits&nbsp ;</td><td>Falcon</td><td>353046</td><td></td></tr><tr><td>plaques 24 puits&nbsp ;</td><td>Nunclon</td><td>142475</td><td></td></tr><tr><td>Filtres en polytétrafluoroéthylène (PTFE)</td><td>Millipore</td><td>NA76/25</td><td></td></tr><tr><td>Inserts</td><td>Millipore</td><td>PICM03050</td><td></td></tr></tbody></table>

harmonique nanoparticules régénératrice recherche

Harmonic Nanoparticles for Regenerative Research

Dans cette expérience visualisée, les informations de protocole sont fournies pour le marquage in vitro de cellules souches embryonnaires humaines (hESC) avec des nanoparticules de seconde génération harmonique (HNPs). Ces derniers sont une nouvelle famille de sondes introduites récemment pour l&#39;étiquetage des échantillons biologiques pour l&#39;imagerie multi-photonique. HNPs sont capable de doubler la fréquence de la lumière d&#39;excitation par le processus optique non linéaire de génération de seconde harmonique sans restriction sur la longueur d&#39;onde d&#39;excitation. Multi-photon méthodes de différenciation des CSEh en grappes cardiaques (maintenues comme cultures de l&#39;air liquide longue durée) en fonction sont présentés en détail. En particulier, les données sur la façon de maximiser la seconde harmonique (SH) émission intense de HNPs isolés pendant le suivi 3D de battre le tissu cardiaque en 3D s&#39;affiche. L&#39;analyse des images obtenues à récupérer des modèles de déplacement 3D est également détaillée.

Avant l&#39;évaluation de l&#39;activité de battements par imagerie confocale, une caractérisation soigneuse de la réponse optique non linéaire des filtres en PTFE a été effectuée, soit seul, soit en présence d&#39;HNPs à forte concentration (1 mg / ml). On a veillé à ce que: i) le substrat nu fluorescence à deux photons excités est très faible et ne peut pas empêcher la mesure des échantillons biologiques pertinents, et ii) l&#39;émission de SH de HNPs isolé peut être facilement acquis par imagerie à travers le substra...

Détails du Protocole sont prévus pour l&#39;étiquetage des cellules souches in vitro d&#39;embryons humains à des nanoparticules deuxième engendrent des harmoniques. Méthodologies d&#39;enquête sur les CSEh par microscopie multi-photons et leur différenciation en grappes cardiaques sont également présentés.

Harmonique nanoparticules régénératrice recherche

In this visualized experiment, protocol details are provided for in vitro labeling of human embryonic stem cells (hESC) with second harmonic generation ...

L'objectif général de l'expérience suivante est la surveillance in vitro de grappes cardiaques battantes dérivées de cellules souches embryonnaires humaines, en temps réel tridimensionnel et avec une résolution spatiale élevée. Cela est réalisé en cultivant et en amplifiant d'abord les cellules souches embryonnaires jusqu'à ce qu'elles forment des embryocorps. Ensuite, les grappes battantes sont disséquées et mises en culture sur des filtres poreux en POLYTÉTRAFLUOROÉTHYLÈNE ou PTFE, ce qui permet de les maintenir en milieu aérien à long terme.Les cultures liquides contenant ensuite des agrégats sont marquées par des nanoparticules harmoniques afin de réaliser une microscopie multiphoton en temps réel. Les résultats obtenus permettent d'analyser l'élongation spatiale et la fréquence des contractions cardiaques à l'échelle microscopique. Ainsi, le principal avantage de ces nanoparticules est qu'elles permettent d'utiliser n'importe quelle longueur d'onde, en particulier l'infrarouge, ce qui autorise une pénétration plus profonde dans les tissus, et qu'elles sont également très stables dans le temps.Ainsi, nous pouvons surveiller nos processus longs sur des périodes prolongées. Cette méthode de culture de cellules souches peut aider à répondre à des questions essentielles dans le domaine de la contraction fonctionnelle des cardiomyocytes en trois dimensions, en particulier en ce qui concerne la maturation cardiaque et le génie tissulaire.Les personnes novices dans cette méthode doivent être conscientes que la procédure de marquage avec des nanoparticules harmoniques ne peut être utilisée qu'en microscopie multiphoton et ne peut pas être transférée à d'autres types de systèmes d'imagerie. Nous avons eu pour la première fois l'idée d'utiliser des nanoparticules harmoniques en 2005. Ces nanoparticules présentent des avantages par rapport aux colorants fluorescents et aux points quantiques.En fait, leur signal ne s'atténue pas dans le temps et ils peuvent être utilisés pour surveiller l'évolution d'échantillons sur de longues périodes. La démonstration visuelle de la préparation des échantillons est essentielle pour l'efficacité et la reproductibilité des différentes étapes, en particulier lors de la réalisation de tests pharmacologiques, et pourrait également être appliquée à différents tissus ou maladies. Modélisation tissulaire.Après la culture et l'expansion de cellules souches embryonnaires humaines ou CSE selon le protocole décrit dans le texte et leur incubation avec de la collagénase chaude pendant dix minutes, recueillir les fragments de colonies dans deux millilitres de milieu frais de différenciation, ou MD, et centrifuger à 115 fois la gravité pendant trois minutes. Cultiver les fragments de colonies en suspension dans des plaques à six puits à adhérence ultra faible pendant quatre jours afin de leur permettre de former des corps embryonnaires ou CE.Ensuite, ensemencer les EBS nouvellement formés sur des plaques de 24 puits revêtues de gélatine à 0,1 % pendant 15 à 30 jours, jusqu'à l'apparition d'agrégats battants. Éliminer le PBS et, à l'aide d'acutase, dissocier les colonies en cellules individuelles après centrifugation et resuspension des cellules dans le milieu DM, en plaquant deux millilitres par puits. Incuber dans une chambre à 37 degrés Celsius pendant un jour.Prélèver les EBS nouvellement formés et en ensemencer trois par puits dans des plaques 24 puits revêtues de gélatine à 0,1 % après deux à quatre semaines de culture. Repérer les agrégats de cardiomyocytes battants et, à l’aide d’une pipette Pasteur coupée finement et allongée, les disséquer manuellement. Déposer quatre filtres en PTFE par insert et placer chaque insert dans un puits d’une plaque 6 puits.Après avoir ajouté un millilitre de DM dans chaque puits, déposer un agrégat battant disséqué sur chaque filtre en PTFE. Pour étiqueter les agrégats, transférer les filtres en PTFE portant les agrégats battants dans une boîte en verre de 3,5 centimètres à fond verre. Ajouter un millilitre de nanoparticules générant une seconde harmonique à 50 microgrammes par millilitre et incuber pendant 30 minutes à 37 degrés Celsius afin d'effectuer l'imagerie optique non linéaire.Après avoir transféré les HEB marqués ou les agrégats cardiaques battants dans une chambre d'imagerie, utilisez une imagerie en champ large sous éclairage blanc pour identifier les structures d'intérêt au sein des EBS différenciés ou des agrégats battants actifs. Effectuez un balayage tridimensionnel rapide à faible résolution afin de reconstruire la morphologie globale de l'agrégat cardiaque et sélectionnez un plan d'image à l'intérieur du volume de l'agrégat présentant plusieurs nanoparticules visibles par génération de seconde harmonique pour un suivi en temps réel. Les contractions de l'agrégat cardiaque placent le scanner optique du microscope en mode ultra-rapide, permettant l'acquisition d'images bidimensionnelles à plusieurs hertz.Analyser les images à l'aide du logiciel MATLAB conformément au protocole décrit dans le texte, comme illustré ici, avant d'évaluer l'activité de battement. La caractérisation de la réponse optique non linéaire des filtres PTFE est effectuée afin de s'assurer que la fluorescence du substrat nu induite par les photons est très faible et ne peut pas empêcher la mesure des échantillons biologiques pertinents ni l'émission provenant des éléments isolés. Les nanoparticules générant une harmonique double peuvent être facilement obtenues par imagerie à travers le substrat en mode détection épi.Dans cette figure, les nanoparticules générant une seconde harmonique, marquant les structures cardiaques et les EBS, sont affichées lame. Les couleurs rouge, jaune et verte correspondent à la autofluorescence du NADH, tandis que les points bleus intenses de seconde harmonique proviennent de nanoparticules isolées générant une seconde harmonique. Remarquez le bon contraste optique et l'étiquetage relativement clairsemé par rapport aux points quantiques ou aux nanoparticules à conversion ascendante.Cette figure illustre une vue en coupe d’un agrégat cardiaque battant marqué par des nanoparticules générant une seconde harmonique. Comme le montre ce film, les structures tridimensionnelles sont enregistrées à grande vitesse afin de suivre le schéma de contraction dans la seconde cellule. Les nanoparticules générant une harmonique secondaire s’agrègent pour maintenir un taux d’acquisition élevé, permettant ainsi de résoudre le mouvement des nanoparticules.La sensibilité globale d'acquisition n'était pas suffisante pour enregistrer l'autofluorescence cellulaire avec l'émission harmonique secondaire provenant de la génération d'harmoniques secondaires. L'analyse d'images de nanoparticules effectuée sur les images consécutives indique que, au sein d'un même groupe cardiaque, les déplacements sont de l'ordre de quelques micromètres, et la fréquence est constante pour le mouvement des nanoparticules en dehors et en dedans du plan de la génération d'harmoniques secondaires. Une fois maîtrisée la technique de préparation des cellules, la dissection du meilleur groupe, la culture en interface air-liquide et la mise en place peuvent être réalisées en 24 à 36 heures si elles sont effectuées correctement.En particulier avec cette technique, les contacts en air libre doivent être évités afin de prévenir les contaminations. En suivant cette procédure, on peut appliquer d'autres méthodes, telles que les enregistrements électrophysiologiques à l'aide de réseaux d'électrodes multiples, afin de répondre à des questions supplémentaires, comme la corrélation entre les profils de potentiel d'action et la fréquence de battements en trois dimensions. Notre technique innovante, fondée sur la détection du signal non linéaire par des nanoparticules harmoniques, pourrait être davantage développée pour des études in vivo, car les longueurs d'onde utilisées pour l'imagerie permettent une pénétration plus profonde dans les tissus.Un développement possible pourrait consister à suivre l'intégration d'une structure dérivée de cellules souches dans le cadre d'applications en médecine régénérative.

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