Name: Implantation de veine cave inférieure interposition de greffe en modèle de souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-04T14:15:00.000+00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: Apprenez l'implantation de greffe veineuse interposition chez la souris pour étudier la formation de néo-tissus vasculaires. Cette méthode permet d'analyser l'infiltration cellulaire et le dépôt de matrice extracellulaire.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ce travail a été soutenu en partie par une subvention du NIH (RO1 HL098228) de CKB.

NOTE: Toutes les procédures d&#39;animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel Hôpital soin et l&#39;utilisation des animaux de la Nationwide Children. 1. Fabrication de greffe <ol><li> Ajoutez la solution de ε-caprolactone et de L-lactide copolymère P (LA / CL) en ajoutant 100 mg de P (LA / CL) dans 2 ml de dioxane sous une hotte de laboratoire. Placer la solution sur un vortex et mélanger pendant 1-1,5 heures pour dissoudre complètement. </li><li> Dans le même temps, retirer une feuille de l&#39;acide glycolique (PGA) estime du congélateur et découpez plusieurs sections 5 x 8 mm. Également couper la pointe d&#39;un pi pipette 0,1-10 juste au-dessus du filtre. </li><li> Insérez une aiguille 19 G (1,5 de longueur) dans l&#39;extrémité distale d&#39;une pointe de pipette et envelopper le PGA estimé autour de l&#39;aiguille à l&#39;aide de micro pince. </li><li> Poussez délicatement le feutre à l&#39;extrémité distale de la pointe de la pipette, où la lumière est plus droit que la partie proximale, en utilisant une aiguille 18 G émoussée, tandis que l&#39;aiguille 19 G est inséré. </li><li> Pipette40 pl P (CL / LA) solution dans la pointe de la pipette à partir du haut. Saturer la PGA sentir avec la solution. Puis pousser les bulles d&#39;air à l&#39;aide d&#39;un distributeur de pipette. Répétez cette procédure si nécessaire. </li><li> La place des greffes dans un tube de 50 ml et le placer dans un congélateur à -80 ° C pendant 20 min. Assurez-vous que la tête des aiguilles face à la baisse. </li><li> Transférer le tube dans un lyophilisateur et le vide pendant 24 heures. Assurez-vous d&#39;ouvrir le couvercle du tube d&#39;avoir le flux d&#39;air. </li><li> Sortez les greffes et les retirer des aiguilles. Couper les deux extrémités de la greffe en laissant une section ~ 5 mm et les remettre sur les aiguilles à maintenir leur forme. Gardez les greffons dans un dessiccateur. </li><li> Placez l&#39;échafaud sous la lumière UV dans un biosécurité capot O / N avant l&#39;ensemencement des cellules. </li></ol> 2. Moelle osseuse mononucléaires récolte des cellules et isolement <ol><li> Euthanasier les souris avec une surdose de kétamine / xylazine (kétamine, 200 mg / kg et de xylazine, 20 mg / kg). </li><li> Supprimer os (fémur uned tibias) de 3 souris pour 10 implantations de greffe et les placer dans une boîte de Pétri avec 10 cc RPMI. Couper les deux extrémités des os et de la moelle osseuse de chasse à l&#39;aide d&#39;une seringue avec une aiguille 25 G dans une nouvelle boîte de Pétri avec 3 cc RPMI. Recueillir os solution RPMI osseuse et dans un tube de 15 cc et laver la boîte de Pétri avec 2 cc supplémentaires RPMI pour recueillir le reste de BM. </li><li> Prendre l&#39;échantillon (5 à 10 pi) et compter les cellules en utilisant un compteur de cellules automatisé ou hémocytomètre. Notez le résultat. </li><li> Mettre 5 cc Ficoll dans un tube de 15 cm de centrifugeuse et ajouter os solution RPMI osseuse et. Ajouter la solution très lentement pour éviter qu&#39;il se mélange avec le Ficoll. </li><li> Centrifuger à 528 g pendant 30 min avec &quot;pas de frein&quot; à 24 ° C. </li><li> Enlever la couche supérieure de rose. Recueillir le moyen clair couche Figure 1, qui est la couche MNC, et diluer avec du PBS 1:1. </li><li> Centrifuger la solution diluée de MNC à 528 g pendant 10 min à 24 ° C. </li><li> Enlever le surnageant et diluth le culot avec 5 ml de PBS. </li><li> Centrifuger la solution de granulés à 528 g pendant 10 min à 24 ° C. </li><li> Retirer le surnageant. On dilue le culot avec le volume approprié de milieu RPMI (~ 200 ul). </li><li> Prélever un échantillon de pl 5-10 et compter les cellules en utilisant un compteur de cellules automatisé ou hématimètre. Notez le résultat. Répétez la cellule compter une fois de plus et de calculer le nombre de cellules moyenne. </li><li> Diluer la concentration des cellules à l&#39;aide d&#39;un million cellules/10 ul de RPMI. </li></ol> 3. Portable semis <ol><li> Échafaudage pré-imbibé en ajoutant 5 ul RPMI luminale pendant 5 min, puis retirez RPMI. </li><li> Ajouter 10 ul cellules nucléaires de moelle osseuse provenant de mono dans RPMI de l&#39;étape 2.12 de lumière d&#39;échafaudage et attendre 10 min pour permettre aux cellules de se fixer sur l&#39;échafaud. </li><li> Couper une aiguille 19 G de 1 cm de longueur et mettre l&#39;aiguille dans la lumière de l&#39;échafaudage pour garder la forme de l&#39;échafaud. Placer l&#39;échantillon dans une plaque de 24 puits. &lt;/ Li&gt; <li> Ajouter 1000 pi de RPMI à chaque puits et incuber O / N dans un incubateur. </li></ol> 4. Implantation du greffon <ol><li> Autoclave tous les outils chirurgicaux avant la chirurgie: 1x ciseaux fins, micro pince 3x, micro pinces vasculaires 2x, 1x pince forceps applicables, titulaire de la micro-aiguille 1x, ciseaux à ressort 1x, 1x enrouleur. </li><li> 6-8 semaines femelle C57BL / 6 sont utilisés comme vasculaires receveurs de greffe de l&#39;ingénierie tissulaire. Débranchez la souris de sa cage et le peser, alors anesthésier par une injection intrapéritonéale dans le quadrant inférieur droit de l&#39;abdomen avec un cocktail de kétamine / xylazine (kétamine, 100 mg / kg et de xylazine, 10 mg / kg). Le kétoprofène (5 mg / kg, IP) est utilisé comme analgésique pré-anesthésie. </li><li> Vérifiez le niveau de sédation par pincement conte, puis couper les poils abdominale. Lubrifier les yeux avec pommade ophtalmique stérile, et placer la souris dans une position de décubitus dorsal sur un tapis. Désinfecter l&#39;abdomen avec des tampons de bétadine et alcool. Cover la souris avec un champ stérile et d&#39;exposer la zone d&#39;incision seulement. </li><li> Faire une laparotomie médiane incision du dessous de la xiphoïde à la région sus-pubienne, et insérer un écarteur auto-statique. Envelopper les intestins dans une solution saline humidifié gaze. Définir carrément l&#39;aorte et la veine cave. </li><li> Placez deux clamps vasculaires micro sur les deux côtés proximal et distal de l&#39;aorte et la veine cave, puis carrément séparer l&#39;aorte de la veine cave transect de la veine cave. Si nécessaire, ligaturer les branches de l&#39;aorte abdominale avec un 10-0 sutures monofilament les aiguilles coniques. </li><li> Implanter une veine cave inférieure avec interposition greffe extrémité proximale et distale de mettre fin à l&#39;aide d&#39;un anastomoses 10-0 suture stérile. Couper le greffon, habituellement de 1 à 2 mm, en fonction de l&#39;anatomie de la souris. Fixer la greffe avec une maille sur les deux extrémités proximale et distale et commencer à suturer de façon continue avec 4-5 points de suture à partir de l&#39;autre côté de la greffe. Après avoir terminé la face avant, retournez les pinces et les greffesde l&#39;autre côté et de suturer le côté arrière de la greffe. Pendant l&#39;implantation, rincer la greffe avec une solution d&#39;héparine fréquemment pour prévenir la thrombose aiguë. </li><li> Retirer la pince proximale et contrôler l&#39;hémorragie en appliquant un agent hémostatique résorbable stérile d&#39;actualité. Lorsque l&#39;hémorragie s&#39;arrête complètement, retirez la pince distale et contrôler l&#39;hémorragie de la même façon. Assurez-vous que le sang coule à travers le greffon. </li><li> Fermez la musculature abdominale et la peau en deux couches à l&#39;aide d&#39;un monofil 6-0 polyamide noir avec aiguille fileté inclus. </li><li> Injecter 0,5 ml de solution saline sous-cutanée et placer la souris dans une cage de récupération sur un coussin chauffant jusqu&#39;à ce que la souris est entièrement mobile. Lors de la récupération, le retour de la souris dans une nouvelle cage avec une literie de papier. Donner des médicaments de la douleur (ibuprofène, 30 mg / kg, eau potable) pendant 48 heures. </li></ol>

<ol><li>Heart Association, A. merican <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Disease+and+Stroke+Statistics%E2%80%942012+Update%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart Disease and Stroke Statistics—2012 Update.</a> Circulation. 125, (2012).</li>
<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+Of+Viable+Pulmonary+Artery+Autografts+Through+Tissue+Engineering%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).</li>
<li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Late-term+results+of+tissue-engineered+vascular+grafts+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).</li>
<li>Shin'oka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Midterm+clinical+result+of+tissue-engineered+vascular+autografts+seeded+with+autologous+bone+marrow+cells%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).</li>
<li>Brennan, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts+demonstrate+evidence+of+growth+and+development+when+implanted+in+a+juvenile+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model.</a> Ann Surg. 248, 370-377 (2008).</li>
<li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Construction+of+an+autologous+tissue-engineered+venous+conduit+from+bone+marrow-derived+vascular+cells%3A+optimization+of+cell+harvest+and+seeding+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques.</a> Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).</li>
<li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts+form+neovessels+that+arise+from+regeneration+of+the+adjacent+blood+vessel%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel.</a> The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).</li>
<li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+role+for+macrophages+in+neovessel+formation+and+the+development+of+stenosis+in+tissue-engineered+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts.</a> The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).</li>
<li>Naito, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+Natural+History+of+Extracellular+Matrix+Production+in+Tissue-Engineered+Vascular+Grafts+during+Neovessel+Formation%5BTitle%5D)+AND+%22Cells+Tissues+Organs%22%5BJournal%5D)">Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation.</a> Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).</li>
<li>Naito, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+Burst+Pressure%3A+Initial+Evaluation+of+the+Natural+History+of+the+Biaxial+Mechanical+Properties+of+Tissue+Engineered+Vascular+Grafts+in+the+Venous+Circulation+Using+a+Murine+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng.+Part+A%22%5BJournal%5D)">Beyond Burst Pressure: Initial Evaluation of the Natural History of the Biaxial Mechanical Properties of Tissue Engineered Vascular Grafts in the Venous Circulation Using a Murine Model.</a> Tissue Eng. Part A. 20, (2013).</li>
<li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts%3A+does+cell+seeding+matter%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter.</a> Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).</li>
<li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts+transform+into+mature+blood+vessels+via+an+inflammation-mediated+process+of+vascular+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).</li>
<li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+arterial+grafts%3A+long-term+results+after+implantation+in+a+small+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model.</a> Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).</li>
<li>Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biaxial+mechanical+properties+of+the+inferior+vena+cava+in+C57BL%2F6+and+CB-17+SCID%2Fbg+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomechanics%22%5BJournal%5D)">Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice.</a> Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Le modèle de souris de TEVG est un outil précieux pour étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires de la formation néo-tissu et le développement de la sténose. La tête de série BM-MNC a été montré dans les deux images histologiques et SEM des cellules ensemencées sur la greffe 11. Efficacité cellule de semis a également été démontré en utilisant un test d&#39;ADN 7. L&#39;utilisation de ce système modèle, nous avons montré que l&#39;ensemencement de cellules réduit l&#39;incidence du dévelop...

Les malformations cardiaques congénitales sont des affections graves qui touchent près de 8% des naissances vivantes aux États-Unis. Environ 25% de ces enfants atteints de malformations cardiaques congénitales ou 2,4 pour 1 000 naissances vivantes, nécessitent un traitement invasif dans la première année de leur vie 1. Le traitement le plus efficace pour une maladie cardiaque congénitale est la chirurgie reconstructive. Malheureusement, les complications résultant de l&#39;utilisation de conduits vasculaires actuellement disponibles sont la cause la plus importante de la morbidité et de la mortalité post-opératoire. Pour résoudre ce problème, nous avons développé les premiers ingénierie tissulaire greffons vasculaires (TEVGs) pour une utilisation clinique 2. TEVGs ont été construits à partir de tubes de polyester biodégradables ensemencées avec des cellules dérivées de l&#39;mononucléaires autologues de moelle osseuse (BM-MNC) et implantés comme des conduits veineux en chirurgie cardiaque congénitale. Les résultats ont montré d&#39;excellents taux de perméabilité à 1-3 ans de suivi, mais avec une incidence significative de la sténose <sjusqu&#39;à&gt; 3,4. Il était clair qu&#39;une meilleure compréhension de la formation de néo-tissu vasculaire et le mécanisme sous-jacent au développement de TEVG sténose était nécessaire. Afin de mieux comprendre le développement de TEVGs et le mécanisme de développement d&#39;une sténose, un modèle ovin a été créé 5,6. Dans ce modèle, les TEVGs transformées avec succès dans les vaisseaux vivants et étaient similaires dans les deux morphologie et la fonction des veines indigènes. Cette utilisation d&#39;un modèle de grand animal était une première étape importante dans la fourniture de l&#39;information pré-clinique qui a facilité l&#39;utilisation clinique de TEVGs. Cependant, la pleine compréhension des mécanismes cellulaires et moléculaires de la formation néo-tissu vasculaire dans TEVGs utilisant de grandes modèles animaux est limitée en raison des limitations dans la caractérisation moléculaire des phénotypes cellulaires vasculaires dues au manque d&#39;espèces outils moléculaires spécifiques. Pour combler ces lacunes, un modèle murin de TEVGs a été développé en raison de l&#39;avancement rapide de la génétique de la souris et leur vaste molecular caractérisation avec l&#39;avantage supplémentaire d&#39;une échelle de temps plus courte. Le murin IVC modèle d&#39;interposition fidèlement récapitulé le processus de néovaisseaux formation qui se produit dans les grands animaux et les humains, mais sur un parcours de temps beaucoup plus court 6-9. Ici, un protocole détaillé pour la fabrication de la greffe à petite échelle en utilisant des échafaudages biodégradables, BM-MNC récolte et l&#39;isolement, BM-MNC semis sur l&#39;échafaudage, et implantation du greffon dans un modèle murin ont été décrits.

<table><tbody><tr><td>Feutre d’acide polyglycolique (PGA)</td><td>Structures biomédicales Pointe</td><td></td> de <td>pipette commandée sur mesure</td></tr><tr><td>, 0,1-10 &mu ; l&nbsp ;</td><td>Fisher Sientific</td><td>02-707-456</td><td></td></tr><tr><td>Lyophilisateur&nbsp ;</td><td>Labconco</td><td>7070020</td><td></td></tr><tr><td>RPMI medium 1604</td><td>Gibco</td><td>11875-093</td><td></td></tr><tr><td>Boîte de Pétri</td><td>BD</td><td>353003</td><td></td></tr><tr><td>plaque 24 puits</td><td>Corning</td><td>3526</td><td></td></tr><tr><td>15 cc tube&nbsp ;</td><td>BD</td><td>352096</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma</td><td>10831-100ml</td><td>Aussi appelé 'Histopaque’DPBS</td></tr> <tr><td></td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Coupe-os Littauer 4.5 » Straight</td><td>Roboz</td><td>RS-8480</td><td>Pour pince de récolte BM</td></tr><tr><td>4.5"</td><td>Roboz</td><td>RS-8120</td><td>Pour Ciseaux de récolte BM</td></tr><tr><td>4.5"</td><td>Roboz</td><td>RS-5912</td><td>Pour la récolte BM</td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b), Female</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 semaines Injection de</td></tr><tr><td>chlorhydrate de kétamine</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Solution stérile de xylazine</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Kétoprofène</td><td>Fort Dodge Santé animale</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofène</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Héparine</td><td>sodique Sagent Pharmaceticals</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Solution saline (chlorure de sodium stérile à 0,9 %)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium injectable à 0,9 %</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Pommade ophtalmique à la vaseline</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Tampons de préparation à l’iode</td><td>Triad Disposables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Tampons de préparation à l’alcool</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Applicateurs à embout en coton</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins</td><td>FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Pince à micro-adson</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Pince à pince</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S& T Pince vasculaire</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Écarteurs Colibri FST</td><td></td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 pince</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - pince fine</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 pince</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille Tish/ Pince</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Suture monofilament polyamide noir, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>Pour suturer le greffon</td></tr><tr><td>Suture monofilament polyamide noir, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>Pour la musculature et la fermeture de la peau</td></tr><tr><td>Éponges non tissées</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Hémostat résorbable</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr> 1 <tr><td>ml Seringue</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Seringue</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml 309604</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>18 G 1,5 po, Aiguille</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 po, Aiguille</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 po, Aiguille</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Recirculateur d’eau chaude</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Coussin chauffant</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Tondeuse</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr></tbody></table>

implantation de veine cave inférieure interposition de greffe en modèle de souris

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Échafaudages biodégradables ensemencées avec des cellules mononucléées de la moelle osseuse (BMC) sont souvent utilisés pour la chirurgie reconstructive pour traiter les anomalies cardiaques congénitales. Les résultats cliniques à long terme ont montré d&#39;excellents taux de perméabilité, cependant, avec une incidence significative de la sténose. Pour étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires de la formation néo-tissu vasculaire et de prévenir le développement de la sténose dans l&#39;ingénierie tissulaire greffons vasculaires (TEVGs), nous avons développé un modèle de souris de la greffe d&#39;environ 1 mm de diamètre intérieur. Tout d&#39;abord, les TEVGs ont été assemblés à partir d&#39;échafaudages tubulaires biodégradables fabriqués à partir d&#39;un non-tissé d&#39;acide glycolique sentir maille enduit de copolymère ε-caprolactone et L-lactide. Les échafaudages ont ensuite été placés dans un lyophilisateur, l&#39;aspirateur pendant 24 heures, et stockés dans un dessiccateur jusqu&#39;à ce que l&#39;ensemencement des cellules. Deuxièmement, la moelle osseuse a été recueillie à partir de souris donneuses et des cellules mononucléées ont été isolées par centrifugation en gradient de densité. Troisièmement, environ un million de cellules ont étéensemencées sur un échafaudage et incubées O / N. Enfin, les échafaudages graines ont ensuite été implantés en sous-rénaux greffes veine cave d&#39;interposition dans C57BL / 6. Les greffons implantés démontré une excellente perméabilité (&gt; 90%) sans preuve de complications thrombo-emboliques ou la formation d&#39;anévrisme. Ce modèle murin nous aidera à comprendre et quantifier les mécanismes cellulaires et moléculaires de la formation néo-tissu dans le TEVG.

Un schéma de TEVG implantation est représenté sur la figure 1. Moelle osseuse a été récoltée à partir d&#39;une souris donneuse et des cellules mononucléaires ont été isolées par centrifugation de densité, puis ensemencées sur un échafaudage biodégradable. Les échafaudages ensemencées ont été incubées O / N et implantés à une souris receveuse comme une cave greffe d&#39;interposition de la veine cave inférieure. La figure 2 illustre la microscopie électroniq...

Pour améliorer notre connaissance de la formation néo-tissu cellulaire et moléculaire, un modèle murin de la TEVG a été récemment mis au point. Les greffons ont été implantés en sous-rénaux des greffes de la veine cave d&#39;interposition de souris C57BL / 6. Ce modèle permet d&#39;obtenir des résultats similaires à ceux obtenus dans notre étude clinique, mais sur un temps bien sûr beaucoup plus courte.

Implantation de veine cave inférieure interposition de greffe en modèle de souris

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

L'objectif général de cette procédure est d'étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires de la formation de tissu néoformé et du développement de la sténose dans les greffons vasculaires ingénierisés. Des échafaudages tubulaires biodégradables sont d'abord assemblés en recouvrant une trame en feutre non tissé d'acide polyglycolique avec un copolymère d'epsilon-caprolactone et de L-lactide. Les étapes suivantes consistent à prélever la moelle osseuse et à isoler les cellules mononucléées par centrifugation en gradient de densité.Ensuite, environ un million de cellules sont ensemencées sur l'échafaudage et incubées toute une nuit. La dernière étape consiste à implanter l'échafaudage ensemencé comme greffe interposée de la veine cave inférieure. En définitive, les résultats peuvent montrer une infiltration cellulaire et un dépôt de matrice extracellulaire dans la greffe vasculaire ingénierisée par histochimie immunologique.Les implications de cette technique visent à mieux comprendre les causes de la formation d'une sténose et des greffons vasculaires conçus par génie tissulaire, puis à utiliser ces informations pour concevoir un greffon vasculaire amélioré par génie tissulaire.

implantation-of-inferior-vena-cava-interposition-graft-in-mouse-model

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Le modèle de souris transplantation cardiaque hétérotopique a été prouvée par de nombreux chercheurs d'être une méthode importante pour étudier les mécanismes de rejet et de la réponse immunitaire. Cependant, les techniques impliquées sont toujours difficiles. En modifiant les techniques standard, nous avons eu du succès avec plus de 1000 greffes.

Transplantation cardiaque hétérotopique chez la souris

Afin de comprendre les mécanismes cellulaires et moléculaires qui sous-tendent néo-tissu formation et le développement de la sténose dans les valves cardiaques de l'ingénierie tissulaire, un modèle murin de coeur hétérotopique vanne transplantation a été développé. Une valvule cardiaque pulmonaire a été transplanté au destinataire en utilisant la technique de transplantation cardiaque hétérotopique.

Transplantation de valve pulmonaire en utilisant un modèle de souris de transplantation cardiaque hétérotopique

La technique du brassard raccourcit et facilite le modèle de transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris en évitant les anastomoses de suture techniquement difficiles des petits vaisseaux. Les détails techniques présentés dans cet article vidéo devraient permettre aux chercheurs d’établir ce modèle dans leurs laboratoires.

Heterotopic col de l&#39;utérus chez la souris Transplantation cardiaque

Cette vidéo présente un modèle pour étudier le développement de l’hyperplasie myointimale après une chirurgie d’interposition veineuse chez le rat.

Vein Interposition Modèle: un modèle approprié pour étudier Bypass Graft Patency

Le protocole actuel vise à créer expérimentalement l’hyperplasie intimale veineuse en soumettant les veines à la tension artérielle pour développer des stratégies pour atténuer l’hyperplasie intimale veineuse après la chirurgie de revascularisation utilisant des greffes de veine.

Un modèle d’interposition veineuse de lapin imitant la chirurgie de revascularisation utilisant des greffes de veine pour évaluer l’hyperplasie intimale sous la tension artérielle

Une technique originale pour la reconstruction de circuit de sang dans un modèle abdominal heterotopic de transplantation de coeur de souris est démontrée.

Reconstruction de circuit sanguin dans un modèle de transplantation de cœur de souris abdominale

Les modèles de transplantation cardiaque de souris représentent des outils de recherche précieux pour étudier l’immunologie de la transplantation. Le présent protocole détaille la transplantation cardiaque cervicale hétérotopique chez la souris qui implique la mise en place de brassards sur l’artère carotide commune du receveur et le tronc de l’artère pulmonaire du donneur pour permettre le flux sanguin laminaire.

Transplantation cardiaque cervicale hétérotopique de souris utilisant des brassards vasculaires

Ce protocole fournit des informations techniques pour la reconstruction vasculaire à l’aide de la technique du brassard dans la transplantation hépatique orthotopique de souris.

Reconstruction vasculaire avec la technique du brassard dans la transplantation hépatique orthotopique de souris

Ici, un protocole est présenté pour l’implantation d’un greffon vasculaire issu de l’ingénierie tissulaire dans l’artère carotide de souris à l’aide de la technique du ballonnet, fournissant un modèle animal approprié pour l’étude des mécanismes de régénération du tissu vasculaire.

Implantation d’une greffe vasculaire issue de l’ingénierie tissulaire dans l’artère carotide de souris via la technique du brassard

Nous présentons un modèle murin reproductible d’allotransplantation composite vascularisée hétérotope du membre postérieur au cou. Ce protocole supermicrochirurgical, impliquant des anastomoses de vaisseaux de 0,3 à 0,5 mm, intègre un guidage de filament de nylon et un menottage veineux. Il offre une plateforme fiable pour des études translationnelles sur la tolérance, la lésion ischémie-reperfusion et les mécanismes immunologiques dans l’allotransplantation vascularisée composite.

Transplantation hétérotopique du membre postérieur au cou chez la souris : un modèle supermicrochirurgical d’allotransplantation composite vascularisée

Apprenez l'implantation de greffe veineuse interposition chez la souris pour étudier la formation de néo-tissus vasculaires. Cette méthode permet d'analyser l'infiltration cellulaire et le dépôt de matrice extracellulaire.

Implantation de veine cave inférieure interposition de greffe en modèle de souris

Explorer plus de vidéos