Name: Transplantation de valve pulmonaire en utilisant un modèle de souris de transplantation cardiaque hétérotopique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 56 s
Description: Découvrez la transplantation de valve pulmonaire chez la souris pour étudier la formation de néotissus et le développement de la sténose. Cette méthode permet d'analyser les mécanismes cellulaires et moléculaires des valves cardiaques en ingénierie tissulaire.

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Ce travail a été soutenu en partie par une subvention du NIH (RO1 HL098228) de CKB.

Remarque: Toutes les procédures d&#39;animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel Hôpital soin et l&#39;utilisation des animaux de la Nationwide Children. 1. Pulmonaire valve cardiaque récolte à partir d&#39;un donneur Heart Valve souris <ol><li> Autoclave tous les outils chirurgicaux avant la chirurgie: 1x ciseaux fins, micro pince 3x, micro pinces vasculaires 2x, 1x pince forceps applicables, titulaire de la micro-aiguille 1x, ciseaux à ressort 1x, 1x enrouleur. </li><li> Un vieux 6-8 semaines femelle C57BL / 6 de souris est utilisé comme un donneur de valve pulmonaire du coeur. Débranchez la souris de sa cage et le peser, alors euthanasier avec un cocktail de kétamine / xylazine (kétamine, 200 mg / kg et de xylazine, 20 mg / kg, IP) surdosage. </li><li> Clip de la région de la poitrine et placer la souris dans une position de décubitus dorsal sur un tapis. Ensuite, faire la thoracotomie. Exposer le coeur, faire une petite coupure sur l&#39;oreillette droite et le ventricule gauche perfuser avec de la glace une solution saline froide. </li><li> Carrément disséquer l&#39;artère pulmonaire (AP) de l&#39;ascendant d&#39;unorta. Découper la valvule pulmonaire (PV) ainsi que 2 mm brassard de l&#39;artère pulmonaire. Éliminer le reste du cœur. </li><li> Rangez le PV dans l&#39;héparine froid et une solution saline (100 unités / ml). Remarque: Le PV peut être maintenu dans la solution pendant deux heures avant la transplantation au cœur d&#39;un donneur. </li></ol> 2. Préparation de coeur des donateurs <ol><li> Un vieux 6-8 semaines femelle C57BL / 6 de souris est utilisé comme donneur de coeur. Débranchez la souris de sa cage et le peser, alors euthanasier avec un cocktail de kétamine / xylazine (kétamine, 200 mg / kg et de xylazine, 20 mg / kg, IP) surdosage. Il s&#39;agit d&#39;une procédure de terminal. </li><li> Clip de la région de la poitrine et placer la souris dans une position de décubitus dorsal sur un tapis. Ensuite, faire la thoracotomie. Carrément séparer le coeur, la veine cave inférieure (VCI), la veine cave supérieure (VCS), l&#39;aorte ascendante, PA, et la veine pulmonaire. Perfuser l&#39;IVC, avec le froid de la glace une solution saline stérile. </li><li> Ligaturer la veine cave inférieure, SVC, et la veine pulmonaire avec 6-0 suture de soie puis couper supérieure à laligatures. </li><li> Coupez l&#39;aorte et PA 2 mm brassard. </li><li> Découpez le PV et de s&#39;en débarrasser. </li></ol> 3. Valve cardiaque transplantation sur un cœur de donneur <ol><li> Immédiatement après l&#39;étape 2.5, placez la valve cardiaque à partir de l&#39;étape 1.5 dans le cœur d&#39;un donneur et d&#39;orienter la valve cardiaque. </li><li> Fixez le PV avec un point sur le côté droit de la vanne à l&#39;aide 10-0 sutures de monofilament sur les aiguilles coniques et commencer à suturer continue avec 5-6 points de suture de l&#39;autre côté de la PV. </li><li> Après avoir terminé la face avant, tourner le cœur horizontalement et commencer à suturer la face arrière de la PV sur le cœur d&#39;un donneur. </li><li> Rangez le coeur dans une solution d&#39;héparine / saline stérile froid. Remarque: le cœur du donneur peut être conservé dans la solution pendant deux heures avant l&#39;implantation de la souris receveuse. </li></ol> 4. Hétérotopique transplantation cardiaque à un bénéficiaire de souris <ol><li> Un vieux 6-8 semaines femelle C57BL / 6 de souris a été utilisé comme un récinataire. Débranchez la souris de sa cage et peser, puis anesthésiés avec de la kétamine / xylazine cocktail (kétamine, 100 mg / kg et de xylazine 10 mg / kg). Le kétoprofène (5 mg / kg) est utilisée comme analgésique préanesthésie. </li><li> Après avoir vérifié le niveau de sédation par la queue pincer, couper les abdominaux et les poils de la poitrine. Lubrifier les yeux avec pommade ophtalmique stérile, et placer la souris dans une position de décubitus dorsal sur un tapis. Désinfecter l&#39;abdomen avec des tampons de bétadine et alcool. Puis couvrir la souris avec un champ stérile et d&#39;exposer la zone d&#39;incision seulement. </li><li> Faire une laparotomie médiane incision du dessous de la xiphoïde à la région sus-pubienne, et insérer un écarteur auto de retenue. Envelopper les intestins dans une solution saline humidifié gaze. Définir carrément l&#39;aorte et la veine cave. </li><li> Placer deux sutures en soie 6-0 proximale et distale autour de l&#39;aorte et IVC pour retenir la circulation sanguine. </li><li> Placez le cœur du donneur sur le côté droit de l&#39;aorte abdominale et le couvrir avec gau stérileze. Hydrater avec une solution saline. </li><li> Faire une aortotomie dans l&#39;aorte abdominale à l&#39;aide d&#39;une aiguille 30 G et étendre l&#39;ouverture avec des ciseaux à la taille de l&#39;aorte du donneur. </li><li> Effectuer un bout à côté anastomose utilisant stériles sutures 10-0 monofilament les aiguilles coniques. Fixer l&#39;aorte du donneur avec une maille sur l&#39;extrémité proximale de l&#39;ouverture dans l&#39;aorte abdominale et de commencer à suturer de façon continue avec 4-5 points de suture depuis l&#39;extrémité distale de l&#39;aorte abdominale. </li><li> Retournez le coeur sur le côté gauche, le couvrir avec une solution saline infusé gaze, et commencer à suturer en continu avec 4-5 points de suture de l&#39;extrémité distale de l&#39;aorte abdominale. </li><li> Faire un veinotomie dans la veine cave inférieure en utilisant une aiguille 30 G et étendre l&#39;ouverture à la taille de l&#39;artère pulmonaire du donneur. </li><li> Effectuer une fin anastomose utilisant stériles sutures 10-0 monofilament les aiguilles coniques. Fixez le donneur PA avec un point sur l&#39;extrémité proximale de l&#39;ouverture de la VCI et commencer à suturer en continu avec 4-5 points de suture del&#39;extrémité distale de la veine cave inférieure. Cette fois-ci, parce que l&#39;aorte est dans la manière, assurez-vous que la suture de la paroi gauche de PA du donneur est à l&#39;intérieur de la VCI. </li><li> Rincer la lumière IVC avec de l&#39;héparine et une solution saline (100 unités / ml). Fermez la paroi droite du donneur et du receveur PA IVC en les suturant en continu à l&#39;extrémité distale. </li><li> Retirez la ligature distale et contrôler l&#39;hémorragie en appliquant un agent hémostatique résorbable stérile d&#39;actualité. Lorsque l&#39;hémorragie s&#39;arrête complètement, retirez la suture proximale et contrôler l&#39;hémorragie de la même façon. </li><li> Remettre les intestins et fermer la musculature abdominale et la peau en deux couches à l&#39;aide d&#39;un monofil 6-0 polyamide noir. </li><li> Injecter 0,5 ml de solution saline sous-cutanée et placer la souris dans une cage de récupération sur un coussin chauffant jusqu&#39;à ce que la souris est entièrement mobile. Lors de la récupération, le retour de la souris dans une nouvelle cage avec une literie de papier. Donner des médicaments de la douleur (ibuprofène, 30 mg / kg, eau potable) pendant 48 heures. Fairepas retourner un animal qui a subi une intervention chirurgicale à la compagnie d&#39;autres animaux jusqu&#39;à ce que complètement rétabli. </li></ol>

<ol><li>Polito, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+morbidity+and+mortality+in+very+preterm+VLBW+infants+with+congenital+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Intens+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Increased morbidity and mortality in very preterm VLBW infants with congenital heart disease.</a> Intens Care Med. 39, 1104-1112 (2013).</li>
<li>Wren, C., Reinhardt, Z., Khawaja, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Twenty+year+trends+in+diagnosis+of+life+threatening+neonatal+cardiovascular+malformations%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Dis+Child+Fetal%22%5BJournal%5D)">Twenty year trends in diagnosis of life threatening neonatal cardiovascular malformations.</a> Arch Dis Child Fetal. 93, F33-F35 (2008).</li>
<li>Vacanti, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+transplantation+Third+annual+Samuel+Jason+Mixter+lecture%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+surgery%22%5BJournal%5D)">Beyond transplantation Third annual Samuel Jason Mixter lecture.</a> Archives of surgery. 123, Chicago Ill. 545-549 (1960).</li>
<li>Tudorache, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+replacement+of+aortic+heart+valves+with+tissue-engineered+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Orthotopic replacement of aortic heart valves with tissue-engineered grafts.</a> Tissue engineering Part A. 19, 1686-1694 (2013).</li>
<li>van Geldorp, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient+outcome+after+aortic+valve+replacement+with+a+mechanical+or+biological+prosthesis+weighing+lifetime+anticoagulant+related+event+risk+against+reoperation+risk%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+thoracic+and+cardiovascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Patient outcome after aortic valve replacement with a mechanical or biological prosthesis weighing lifetime anticoagulant related event risk against reoperation risk.</a> The Journal of thoracic and cardiovascular surgery. 137, 881-886 (2009).</li>
<li>El Oakley, R., Kleine, P., Bach, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choice+of+prosthetic+heart+valve+in+today%27s+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Choice of prosthetic heart valve in today's practice.</a> Circulation. 117, 253-256 (2008).</li>
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<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+heart+valves+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+thoracic+surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering heart valves valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> The Annals of thoracic surgery. 60, S513-S516 (1995).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+of+heart+valves+in+vitro+experiences%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+thoracic+surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering of heart valves in vitro experiences.</a> The Annals of thoracic surgery. 70, 140-144 (2000).</li>
<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineered+heart+valves.+Autologous+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Tissue engineered heart valves. Autologous valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> Circulation. 94, II164-II168 (1996).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+biodegradable+three+dimensional+matrices+for+tissue+engineering+of+heart+valves%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+journal+%28American+Society+for+Artificial+Internal+Organs%22%5BJournal%5D)">Evaluation of biodegradable three dimensional matrices for tissue engineering of heart valves.</a> ASAIO journal (American Society for Artificial Internal Organs. 46, 107-110 (1992).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+in+vivo+experience+with+tissue-engineered+trileaflet+heart+valves%29%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Early in vivo experience with tissue-engineered trileaflet heart valves).</a> Circulation. 102, III22-III29 (2000).</li>
</ol>

Nous n&#39;avons rien à communiquer.

Le taux de cette procédure de mortalité est proche de 20%, qui a été principalement causée par une hémorragie au niveau du site de transplantation de PV et anastomose sur l&#39;aorte de donneur au receveur aorte abdominale. Dans la plupart des cas, le taux de mortalité diminue de façon significative 48 h chirurgie de poste. Les souris de survie ont montré des battements cardiaques et des flux de sang dans le PV implanté. L&#39;ensemble du processus prend quatre heures pour un micro chirurgien expérimenté. Il faudra envi...

Anomalies cardiovasculaires congénitales sont l&#39;une des principales causes de mortalité infantile dans le monde 1,2 occidentale. Parmi eux, sténose de la valve pulmonaire et prémolaires défauts de la valve aortique est une forme fréquente 3. chirurgie de remplacement valvulaire cardiaque est un choix systématique des chirurgies de reconstruction; Cependant, les complications, y compris une sténose et la calcification de la valve cardiaque, et la dépendance permanente sur les anticoagulants sont une source importante de problèmes de santé chroniques et de décès 4-7. En outre, l&#39;absence de potentiel de croissance nécessite opérations de révision, ce qui augmente encore le taux de mortalité de ces jeunes patients 4,8,9. Dans une tentative pour développer une valvule cardiaque de remplacement fonctionnelle avec un potentiel de croissance, des cellules autologues Shinoka et al. Ensemencées sur une biodégradable synthétique valvule cardiaque 8. La vanne de synthèse transformé à une valve cardiaque native comme la structure avec potentiomètre de croissanceal. Grandes études animales préliminaires ont démontré la faisabilité de l&#39;utilisation de cette méthode pour créer une valve cardiaque fonctionnelle 10. Cependant, des études d&#39;implantation à long terme ont démontré une faible durabilité due à l&#39;épaississement progressif de la néo-tissu de soupape entraîne un rétrécissement de la valve cardiaque. Travailler à partir de Sodian et al. Ont utilisé la méthodologie Shinoka, mais finalement remplacé la matrice PGA avec un élastomère biodégradable, ce qui a donné les propriétés biomécaniques de la vanne de l&#39;ingénierie tissulaire construire un profil plus physiologique 9,11,12. Dans l&#39;étude in vivo, en dépit du succès de l&#39;implantation, une doublure de cellules endotheliales confluentes n&#39;a pas été formé, qui pourrait limiter le succès à long terme de cet échafaudage 12. Afin de concevoir rationnellement une valve améliorée de coeur synthétique de deuxième génération, un modèle murin de greffe de valve cardiaque a été créé pour étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires underlyinformation g de néo-tissu, valve épaississement et le développement de la sténose. Les modèles murins offrent une vaste gamme de réactifs moléculaires, y compris transgéniques, qui ne sont pas facilement disponibles dans les autres espèces 7. Dans ce modèle de transplantation de valvule cardiaque, une ex vivo syngénique remplacement de valvule cardiaque pulmonaire a été effectuée en premier lieu; et ensuite le coeur avec la valvule cardiaque hétérotopique implanté a été implanté dans un hôte syngénique en utilisant une technique de microchirurgie. Ce modèle permet de remplacement de valve cardiaque sans la nécessité d&#39;une circulation extracorporelle. Dans ce papier, une explication détaillée de la récolte des valves cardiaques, préparations de coeur de donneur, la greffe de valve cardiaque, et une transplantation cardiaque hétérotopique est décrite. Les résultats ont montré un rythme cardiaque continue à partir du cœur du donneur, qui est indépendante de la pulsation de destinataire. Le flux sanguin à travers la valve pulmonaire implanté a été mesurée en utilisant un système à ultrasons à haute fréquence avec une onde pulsée Effectuerppler.

<table><tbody><tr><td>DPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b), Femelle</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 semaines</td></tr><tr><td>Injection de chlorhydrate de kétamine</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Solution stérile de xylazine</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Kétoprofène</td><td>Fort Dodge Santé animale</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofène</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Héparine sagent sagent</td><td></td> pharmaceutique <td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Solution saline (chlorure de sodium stérile à 0,9 %)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium à 0,9 % Injection</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Pommade ophtalmique à la vaseline</td><td>Dechra Produits vétérinaires</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Coussinets de préparation à l’iode</td><td>Triad Disposables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Tampons de préparation à l’alcool</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Applicateurs à embout en coton</td><td>Fisher Sientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins</td><td>FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Pince Micro-Adson</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Pince d’application</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S& T Vascular Clamp</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Écarteurs Colibri</td><td>FST</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Forcep</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - Fine Forceps</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Forceps</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Tish Porte-aiguille/ Pince</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Suture monofilament polyamide noir, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>Pour suturer le greffon</td></tr><tr><td>Suture monofilament polyamide noir, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>Pour la musculature et la fermeture de la peau</td></tr><tr><td>Éponges non tissées</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Hémostat résorbable</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr> 1 <tr><td>ml Seringue</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Seringue</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Seringue</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1 1/2 po, Aiguille</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 po, Aiguille</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 po, Aiguille</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Réchauffeur d’eau chaude</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Coussin chauffant</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Tondeuse</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr><tr><td>VEVO2100 Échographie haute fréquence</td><td>VisualSonics</td><td><a href="http://www.visualsonics.com/vevo2100">http://www.visualsonics.com/vevo2100</a></td><td>Le numéro de catalogue et le prix peuvent être obtenus auprès des commerciaux.</td></tr><tr><td>Gel de transmission d’ultrasons</td><td>Parker Laboratories, INC.</td><td>01-02</td><td></td></tr><tr><td>Système d’anesthésie animale de laboratoire de table</td><td>VetEquip, INC.</td><td></td><td></td>901806</tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Baxter</td><td>1001936060</td><td></td></tr></tbody></table>

transplantation de valve pulmonaire en utilisant un modèle de souris de transplantation cardiaque hétérotopique

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

valves cardiaques de l&#39;ingénierie tissulaire, en particulier soupapes décellularisée, commencent à prendre de l&#39;ampleur dans l&#39;utilisation clinique de chirurgie reconstructive avec des résultats mitigés. Toutefois, les mécanismes cellulaires et moléculaires du développement du néo-tissu, vanne épaississement et le développement de la sténose sont pas étudiés en profondeur. Pour répondre à ces questions, nous avons développé une vanne modèle hétérotopique murin de transplantation cardiaque. Valve cardiaque a été récolté à partir d&#39;une souris donneuse de soupape et transplanté d&#39;une souris donneuse cardiaque. Le cœur d&#39;une nouvelle vanne a été transplanté hétérotopique à une souris receveuse. La transplantation cardiaque a montré son propre battement de coeur, indépendant de rythme cardiaque du destinataire. Le débit sanguin a été quantifiée en utilisant un système à ultrasons à haute fréquence avec un Doppler de l&#39;onde pulsée. Le débit à travers la valve pulmonaire a montré implanté avant écoulement avec régurgitation minime et le débit de pointe est proche de 100 mm / sec. Ce modèle murin de transplantation de valvule cardiaque est highly polyvalent, de sorte qu&#39;il peut être modifié et adapté pour fournir différents environnements hémodynamiques et / ou peut être utilisé avec divers souris transgéniques pour étudier le développement néo-tissu dans une valve cardiaque de l&#39;ingénierie tissulaire.

La figure 1 illustre le schéma du modèle de transplantation de valvule cardiaque en utilisant une transplantation cardiaque hétérotopique. La valve cardiaque a été récolté à partir d&#39;un cœur de donneur et implanté sur un coeur d&#39;un deuxième souris donneuse. Ensuite, le coeur de la nouvelle valve cardiaque a été implanté dans l&#39;abdomen d&#39;une souris receveuse. Figure 2 montre une illustration du coeur implanté dans l&#39;espace abdominal (A), immédiatement...

Afin de comprendre les mécanismes cellulaires et moléculaires qui sous-tendent néo-tissu formation et le développement de la sténose dans les valves cardiaques de l&#39;ingénierie tissulaire, un modèle murin de coeur hétérotopique vanne transplantation a été développé. Une valvule cardiaque pulmonaire a été transplanté au destinataire en utilisant la technique de transplantation cardiaque hétérotopique.

Transplantation de valve pulmonaire en utilisant un modèle de souris de transplantation cardiaque hétérotopique

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

L'objectif général de cette procédure est d'étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents à la formation de tissu néoformé, à l'épaississement valvulaire et au développement de la sténose au sein d'une valve cardiaque tissulaire ingénierisée. Cela est réalisé en prélevant d'abord la valve pulmonaire à partir du tissu cardiaque d'un cœur de souris donneur. Dans la deuxième étape, l'ensemble du cœur est prélevé à partir d'un second donneur.La valve cardiaque pulmonaire du donneur est ensuite implantée sur le cœur du donneur, et le cœur équipé de la nouvelle valve cardiaque est transplanté de manière hétérotopique dans une souris receveuse. En fin de compte, la fonction du cœur transplanté et le flux sanguin à travers la valve pulmonaire peuvent être surveillés à l’aide d’un système d’échographie à haute fréquence en mode Doppler à onde de pouls. Le principal avantage du modèle murin par rapport à d’autres modèles d’animaux plus grands réside dans le fait que l’utilisation d’un modèle murin nous permet d’exploiter un large éventail de réactifs moléculaires, nous permettant ainsi d’étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents à la formation de tissu néo-vasculaire lors du développement de la sténose et des valves cardiaques ingénierisées. Généralement, les personnes novices dans cette méthode éprouvent des difficultés en raison de la complexité de la microchirurgie vitale.La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car l'osmose correcte au niveau des sites de transplantation est difficile à apprendre, et parce qu'il est difficile de réaliser une anastomose sur des vaisseaux de petit calibre sans provoquer d'hémorragie. Pour prélever la valve pulmonaire du donneur, commencez par raser la région thoracique d'une souris femelle donneuse âgée de six à huit semaines, de souche C57 Black Six, puis placez la souris en position dorsale. Après avoir pratiqué une thoracotomie, exposez le cœur, effectuez une petite incision dans l'oreillette droite et perfusez le ventricule gauche avec une solution saline glacée. Ensuite, disséquez par émoussage l'artère pulmonaire de l'aorte ascendante, puis prélevez la valve pulmonaire avec un manchon de deux millimètres d'artère pulmonaire, et conservez la valve pulmonaire dans une solution froide contenant de l'héparine et du sérum physiologique pendant un maximum de deux heures avant la transplantation sur le cœur du receveur pour prélever le cœur donneur.Après avoir réalisé une thoracotomie sur un donneur femelle euthanasié âgée de six à huit semaines, souris C57 black six, comme vient de l'être démontré de manière approximative, disséquer le cœur, la veine cave inférieure, la veine cave supérieure, l'aorte ascendante, l'artère pulmonaire et la veine pulmonaire. Perfusionner la veine cave inférieure avec de la glace, du sérum physiologique stérile et froid, puis ligaturer la veine cave inférieure, la veine cave supérieure et la veine pulmonaire à l'aide d'un fil de soie 6.0, puis sectionner au-dessus des ligatures, couper l'aorte et l'artère pulmonaire avec une marge de deux millimètres et exciser la valve pulmonaire afin de transplanter la valve cardiaque pulmonaire sur le cœur du donneur. Tout d'abord, insérer la valve dans le cœur du donneur et orienter le tissu.Ensuite, utilisez des sutures monofilaments de 10 oh sur des aiguilles effilées pour poser un point de suture sur le côté droit de la valve afin de la fixer. Puis effectuez cinq à six points continus le long de l'autre côté de la valve pulmonaire. Une fois le devant de la valve terminé, faites pivoter le cœur horizontalement et sutures l'arrière de la valve pulmonaire au cœur donneur.Ensuite, ligaturez la veine pulmonaire du cœur donneur et extrayez le cœur. Placez ensuite le cœur dans une solution saline froide contenant de l'héparine pendant un maximum de deux heures avant l'implantation dans la souris receveuse. Vérifiez maintenant l'anesthésie d'une souris femelle receveuse âgée de six à huit semaines, de souche C57 Black Six, en pinçant l'orteil.Ensuite, après avoir coupé les poils abdominaux et lubrifié les yeux avec une pommade ophtalmique stérile, placez la souris en position dorsale, désinfectez l’abdomen avec des compresses de Bétadine et d’alcool, puis recouvrez la souris d’un champ stérile en ne laissant exposée que la zone de l’incision. Ensuite, pratiquez une incision médiane de laparotomie allant du niveau du xiphoïde jusqu’à la région sus-pubienne. Puis insérez un rétracteur auto-rétentif et enveloppez les intestins dans une gaze humidifiée avec du sérum physiologique.De manière directe, délimitez l'aorte sous-rénale et la veine cave inférieure. Placez ensuite deux fils de soie 6-0 et ligaturez proximalement et distalement autour de l'aorte et de la veine cave inférieure. Pour restreindre la circulation sanguine, utilisez une aiguille de calibre 30 afin de pratiquer une aortotomie dans l'aorte abdominale et une veineotomie dans la veine cave inférieure.Étendre l'ouverture avec des ciseaux jusqu'à atteindre la taille de l'aorte donneuse et de l'artère pulmonaire. Placer le cœur donneur du côté droit de l'aorte abdominale et le recouvrir de gaze stérile humidifiée, puis l'humidifier. Fixer l'aorte donneuse avec un point de suture à l'extrémité proximale de l'ouverture dans l'aorte abdominale, puis placer quatre à cinq points continus à partir de l'extrémité distale de l'aorte abdominale.Retourner le cœur du côté gauche. Le recouvrir d'une gaze imprégnée de sérum physiologique et suturer l'extrémité distale de l'aorte abdominale avec quatre à cinq points continus supplémentaires. Fixer l'artère pulmonaire du donneur avec un point au niveau de l'extrémité proximale de l'ouverture de la veine cave inférieure, puis placer quatre à cinq points continus partant de l'extrémité distale de la veine cave inférieure.Ensuite, rincer la lumière de la veine cave inférieure avec une solution de sérum physiologique et d'héparine. Fermer la paroi droite de l'artère pulmonaire du donneur et de la veine cave inférieure du receveur à l'aide de points continus jusqu'à l'extrémité distale. Retirer maintenant le ligature distal et appliquer un agent hémostatique stérile absorbable local pour contrôler l'hémorragie.Lorsque l'hémorragie s'arrête complètement, retirer le point de suture proximal et contrôler la deuxième hémorragie de la même manière ; le cœur transplanté commencera à battre dans les cinq minutes suivant une anastomose réussie. Ensuite, remettre les intestins en place et utiliser six points de suture pour fermer la musculature abdominale et la peau en deux couches. Enfin, injecter sous-cutanément 0,5 millilitre de sérum physiologique et placer la souris dans une cage de récupération sur un tapis chauffant jusqu'à ce que l'animal retrouve une mobilité complète.Après le rétablissement, placer la souris seule dans une nouvelle cage avec une litière en papier jusqu'à ce qu'elle soit complètement remise, et administrer un médicament contre la douleur. Eau potable pendant 48 heures. Sur ces images, on observe le cœur implanté dans l'espace abdominal juste après la transplantation cardiaque et cinq minutes après la transplantation.Après le retrait des sutures des deux côtés de l'aorte et de la veine cave inférieure, le cœur commence à battre en une à deux minutes et prend une teinte plus rose au fur et à mesure que la circulation sanguine s'installe. Observez la dilatation plus marquée de l'oreillette droite. Lorsque les battements cardiaques s'intensifient progressivement et deviennent stables après 24 heures, le débit sanguin à travers la valve pulmonaire implantée peut être mesuré par voie percutanée 10 jours après l'implantation.À l'aide d'un système d'échographie à haute fréquence doté d'un mode Doppler à onde pulsée, les emplacements de l'aorte, du ventricule droit, de la valve pulmonaire implantée et de l'artère pulmonaire peuvent être observés en mode B. Le volume d'échantillonnage jaune est positionné sur la valve pulmonaire implantée, comme illustré dans le schéma. Comme indiqué sur le graphique, l'onde QRS du cœur donneur est détectée de manière rythmique et indépendante de l'onde du cœur receveur, avec une vitesse maximale d'environ 100 millimètres par seconde.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler d'arrêter complètement tout saignement au niveau du site de transplantation de la valve pulmonaire ou au niveau d'une anastomose entre l'aorte du donneur et l'aorte abdominale du receveur après cette intervention. D'autres méthodes, comme la transplantation de valves cardiaques ingénierisées sur des souris, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires concernant l'origine des cellules colonisant la valve cardiaque malade. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir acquis une bonne compréhension de la manière de prélever la valve pulmonaire, de réaliser un remplacement de valve cardiaque et une transplantation cardiaque hétérotopique dans un modèle murin.

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