Name: La combinaison de tri magnétique des cellules mères et Tests de fluctuation à Analyser instabilité du génome cours mitotique vieillissement cellulaire dans Saccharomyces cerevisiae (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 8 s
Description: Découvrez comment analyser l'instabilité génomique et le vieillissement cellulaire chez Saccharomyces cerevisiae en combinant tri magnétique des cellules mères et tests de fluctuation. Cette méthode permet d'étudier l'accumulation des mutations selon l'âge réplicatif.

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Ce travail a été financé en partie par la subvention R00AG031911 de l&#39;Institut national sur le vieillissement des Instituts nationaux de la santé pour PHM Le contenu de cet article ne reflètent pas nécessairement la position officielle de la National Institutes of Health.

1 Préparation des milieux et solutions <ol><li> Cultiver des cellules à l'aide de l'extrait de levure-peptone-glucose (YPD) de milieu riche pour le protocole standard. Préparer une Bacto-peptone à 2%, 1% d'extrait de levure, une solution de glucose à 2% de milieu YPD et ajouter Bacto-agar à 2% de milieu solide 19. Autoclave pour stériliser. Utiliser un autre milieu, si nécessaire, pour tester une condition particulière de croissance ou de la souche de levure mutante. </li><li> Faites un milieu complet synthétique solide manque arginine 60 mg / L canavanine (SC-arg + canavanine) pour sélectionner pour canavanine mutants résistants. Préparer une solution qui est de 0,67% bacto-base azotée de levure sans acides aminés, 2% de glucose, mélange de supplément complet de 0,2% sans l'arginine (abandon mix), et 2% bacto-agar 19. Autoclave et refroidir avant d'ajouter d'un canavanine / ml solution stock de 20 mg (stérilisée par filtration, stockée à 4 ° C) 19. <ol><li> Faites un milieu complet synthétique solide contenant de l'acide 5-fluoro-(5-FOA). Préparer 500ml d'une solution 1,34% de Bacto-base azotée de levure sans acides aminés, glucose 4%, mélange de complément complet de 0,4%, et 0,2% de 5-FOA et stériliser par filtration 19. Autoclave de 500 ml d'une solution de bacto-agar à 4%, brièvement refroidir, puis mélanger avec la solution nutritive stérilisée par filtration de 500 ml. Utiliser les médias alternative appropriée pour d'autres essais de mutation. </li></ol></li><li> Pour le marquage à la biotine, faire 500 ml 1x solution saline tamponnée phosphate (PBS) contenant du chlorure 137 mM de sodium, 2,7 mM de chlorure de potassium, 10,14 mM de phosphate de sodium dibasique, et 1,77 mM de phosphate de potassium dibasique, pH 8 Conserver à 4 ° C et continuer glace pendant l'utilisation. </li><li> Prenez un nouveau 5 mM biotine actions dans de l'eau ultra-pure stérile. </li><li> Pour étancher marquage à la biotine, faire 500 ml de PBS 1x, glycine 100 mM. Stocker à 4 ° C et garder sur la glace pendant l'utilisation. </li><li> En fonction du nombre de cellules utilisées et de la durée de l'expérience, faire 1-2 L de tampon de marquage contenant bourrelet PBS 1x, 2 mM EDTA, 0,5% Bovialbumine sérique ne. Stériliser par filtration et le tampon de gaz. Stocker à 4 ° C et garder sur la glace pendant l'utilisation. </li><li> Préparer une solution à 0,4% de bleu trypan dans PBS 1x, stériliser par filtration, et conserver à la température ambiante pour une utilisation dans des mesures de viabilité cellulaire. </li><li> Aliquotes de petits volumes (~ 100 pi) d'une agglutinine de germe de blé (WGA) conjugué fluorescent de stocker à -20 ° C dans du papier enroulé (ou opaque) microtubes pour une utilisation dans la détermination de l'âge de la cellule. </li></ol> 2 Détermination de mutation taux et la fréquence <ol><li> Établir un taux de mutation de base par la génération de cellule en utilisant des tests de fluctuation pour les cellules cultivées dans des conditions de culture standard. Cultiver sept à onze répliquent cultures de 1 ml à partir d'une densité initiale de 1.000-5.000 cellules / ml au début de la phase stationnaire (~ 10 8 cellules / ml). <ol><li> Pour chaque culture répliqué, diluer les cellules 1: 2000 et répandre 1-4 pi sur un milieu non sélectif (YPD) pour déterminer formant colonie unités / ml. Culot restant cellules à ~ 2400 xg pendant 1 min dans une microcentrifugeuse et remettre en suspension dans 100 ul d'eau étalé sur un milieu sélectif pour identifier des mutants. Incuber les plaques pendant trois jours à 30 ° C avant de comptage des colonies (ajuster le temps d'incubation nécessaire en fonction du taux de cellules de croissance). </li><li> Déterminer le nombre de mutations indépendantes (m) qui ont eu lieu dans le procès sur la base du nombre de colonies mutantes (r) obtenus sur un milieu sélectif. Utilisez l'estimateur médian Lea-Coulson à trouver m en remplaçant le nombre médian de colonies mutantes pour r dans la formule ci-dessous 9. Puis, pour remplacer des valeurs m jusqu'à ce que le côté gauche de l'équation est quasiment nul. <img alt="L'équation 1" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/51850/51850eq1.jpg"></li><li> Pour déterminer le taux de mutation, d'abord calculer le nombre moyen de cellules viables, réparties sur un milieu sélectif en multipliant la moyenne formant colonie unités / ml des cultures répliquées et le volumede la culture dans la propagation ml sur un milieu sélectif. Diviser la valeur de m à l'étape 2.1.2 par ce nombre moyen de cellules viables pour obtenir le taux de mutation par génération cellulaire. </li></ol></li><li> Calculer individuellement le nombre de cellules viables répartis sur un milieu sélectif pour chaque culture répliqué dans un essai tel que décrit à l'étape 2.1.3. Diviser le nombre de colonies mutantes (r) obtenues pour une culture par le nombre de cellules viables répartis sur un milieu sélectif pour obtenir la fréquence de la mutation. Utilisation de la moyenne ou de la médiane des fréquences individuelles de mutation de la culture dans l'étape de rééchantillonnage de 2,1 en tant que fréquence de mutation de base. </li><li> Faire des mesures de fréquence avant et après que les cellules de l'étiquetage de la biotine (étapes 3.2 et 3.4) pour déterminer si les résultats de l'étape d'étiquetage dans tout changement dans la fréquence des mutations qui devront être pris en considération lors de l'essai des changements selon l'âge de l'accumulation de mutations. </li></ol> 3. biotine étiquetage <ol><li> Streak S. cerevisiae à partir d'un stock de glycérol à -80 ° C sur un milieu YPD et incuber à 30 ° C pendant 1-3 jours. </li><li> En utilisant une pointe de pipette stérile, les cellules de transfert de la plaque de série de 1 ml (ou plus) de la tenue de l'eau à l'esprit que de 1-1,5 cm d'une partie très développés de la série donneront environ 10 8 cellules. Déterminer la densité de cellule exacte à l'aide d'un hémocytomètre. </li><li> Étiquette 10 8 cellules par la souche (ou une condition de traitement) par point de collecte à laquelle la fréquence de mutation est déterminée ou une taille de population suffisante pour obtenir au moins 5 à 10 colonies mutantes par prélèvement sur ​​un milieu sélectif (par rapport à la fréquence de mutation de l'étape 2.2). Inclure un 10 8 cellules supplémentaires pour les mesures de base par souche / état. </li><li> étiquette de biotine selon la procédure standard du fabricant, sauf utiliser un 5 mM réactif de biotine stock et secouez-la délicatement pendant l'incubation. Spin pendant 5 min à 4 ° C à 3000 g pendant toutes les étapes de centrifugation, sepuis tournant à des températures supérieures à 4 ° C peut entraîner une augmentation de la perte de cellules. Après le lavage final, suspendre les cellules à une concentration de 10 8 cellules / ml marqués dans l'eau. </li><li> Vérifiez la viabilité des cellules à l'aide de la coloration au bleu trypan. Diluer 10 pi de cellules avec 23 pi d'eau et 67 pi de 0,4% au bleu trypan en 1x PBS. Incuber pendant au moins 40 minutes à température ambiante avant de marquer cellules vivantes (non colorées) et mortes (colorées) en utilisant un hématimètre. </li><li> Mesurer les valeurs de référence pour l'instabilité du génome, l'âge de la cellule, et d'autres caractéristiques pertinentes (voir les sections 5, 6 et 7). </li><li> Transfert des cellules marquées à la biotine pour 20 ml de milieu YPD pour 10 8 cellules dans une fiole d'Erlenmeyer (environ 5 x 10 6 cellules / ml). Développer la culture (s) 16-18 h à 20 ° C à une densité d'environ 10 8 cellules / ml (quatre à cinq générations de portables), mais ne permettent pas de cellules pour atteindre la phase stationnaire. Utilisez un temps d'incubation plus courte pour la croissance à 30 ° C. Gardez marqué à la biotine caunes à 4 ° C pendant plusieurs heures avant l'addition au milieu, si nécessaire pour optimiser le moment de la période de croissance et de la collecte. </li></ol> 4. Perle étiquetage et le stockage magnétique <ol><li> Après la phase de croissance, dilué une partie aliquote de la culture pour déterminer la densité de cellules en utilisant un hématimètre. cellules de pellets par centrifugation pendant 5 min à 4 ° C à 3000 x g. Verser le surnageant. </li><li> Laver les cellules par vortex de suspendre le culot dans 30 ml de tampon cordon d'étiquetage, puis centrifugation et verser le surnageant de l'article 4.1. Répéter lavage. </li><li> Cellules complètement remettre en suspension dans un tampon cordon d'étiquetage 50 pi par 10 8 cellules totales au vortex. Ajouter 2 ul billes magnétiques par 10 8 cellules totales et vortex brièvement pour mélanger. Incuber sur de la glace pendant 10 min, en inversant périodiquement à mélanger (modifié à partir d'un protocole en ligne à <a href="http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf">http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf &lt;</a>/ A&gt;). </li><li> Laver les cellules trois fois avec 30 ml de tampon de marquage bourrelet. </li><li> Ajouter 0,5 ml de tampon cordon d'étiquetage pour 10 8 cellules totales et vortex brièvement pastille sur le réglage moyen jusqu'à ce que les cellules sont remises en suspension. Verser à travers un tamis cellulaire de 40 um dans un tube de 50 ml pour éliminer les grumeaux de cellules restantes. Si nécessaire, laisser les cellules sur de la glace pendant 1-2 heures avant le chargement sur la colonne. </li><li> Suivez le protocole recommandé par le fabricant pour les colonnes magnétiques se lient, se laver, et sont élues les cellules mères de perles marqué magnétiques. Pour accroître la récupération de cellules marquées, utiliser au moins une colonne par 2 x 10 9 cellules totales. <ol><li> Retirer les bulles qui se produisent lors du chargement de colonnes, comme ils bloquer la circulation. Retirer et remplacer la colonne de séparation entre les lavages à empêcher les cellules de coincement entre les billes (modifiés à partir d'un protocole en ligne à <a href="http://www.sysbio.org/dataresources/usermanual031113.pdf">http://www.sysbio.org/dataresources/user</a>manual031113.pdf). </li><li> Sauf s'écouler à travers de la liaison et des étapes de lavage à analyser les jeunes cellules produites par les cellules-mères, le cas échéant. Concentrer les cellules comme décrit dans l'étape 4.7. </li><li> Utilisez des séparateurs multi-colonnes pour le traitement de plusieurs échantillons à la fois. Éluer plusieurs colonnes d'un même échantillon dans le même tube de collecte afin de réduire le temps de traitement et diminuer la perte de cellules. </li></ol></li><li> Concentré cellules mères éluées par centrifugation à 3000 g pendant 5 min à 4 ° C. Aspirer tout mais 1 ml de tampon par 10 8 cellules marquées à la biotine originaux. Vortex brièvement à suspendre les cellules dans du tampon restant. </li><li> Diluer une aliquote de cellules et colorer au bleu trypan pour déterminer la densité de cellules et la viabilité des cellules en utilisant un hémocytomètre (voir étape 3.5). Calculer le nombre total de cellules récupérées. <ol><li> Si le nombre de cellules est sensiblement plus élevé que prévu, passer l'échantillon d'élution à travers une autre colonne pour essayer d'enlever la contamination des cellules jeunes.Si le nombre de cellules est sensiblement plus faible que prévu, passer le flux sauvé par échantillon à travers une autre colonne pour essayer d'améliorer le rendement des cellules mères. </li></ol></li><li> Utiliser des cellules pour d'autres analyses, comme décrit dans les sections 5 et 6 Alternativement, cultiver les cellules dans un bouillon YPD à nouveau pour accroître leur âge réplicative (étape 3.7) et de suivre par l'étiquetage de perles et de tri (étapes 4.1-4.8.1), sans la besoin de répéter le marquage à la biotine. </li></ol> 5 Détermination de réplicative Âge <ol><li> Spin cellules pendant 2 min à 5000 g à la température ambiante pendant toutes les étapes de cette section. Mettez 25 pi de cellules récupérées (~ 10 8 cellules / ml) dans un tube de 1,5 ml de la centrifugeuse et laver deux fois avec 1 ml de PBS 1X. Aspirer le surnageant. <ol><li> Décongeler une aliquote de WGA-conjugué, vortex pour mélanger, et tourner brièvement pour éliminer les agrégats de protéines. Suspendre les cellules dans 180 ul de 1 x PBS et 20 ul de WGA conjugué à une molécule fluorescente pour marquer cicatrices bourgeon sur la surface de thcellules de e. Couvrir le tube de 1,5 ml centrifugeuse avec une feuille et incuber avec doux balancement à 30 ° C pendant 30 min. </li><li> Laver trois fois avec 1 ml de PBS 1X. </li></ol></li><li> Pour la microscopie à fluorescence, diapositives sur l'étiquette et monter selon le protocole standard utilisant un agent anti-fade. Durcir complètement les diapositives dans le noir (jusqu'à quelques jours) avant la lamelle d'étanchéité pour éviter les mouvements de la cellule lors de l'imagerie. Comptez cicatrices bourgeon sur au moins 50 cellules par échantillon pour obtenir une mesure représentative de l'âge de la cellule. Stocker les lames pour un maximum de 1 mois pour la visualisation des cicatrices de bourgeons, si nécessaire. <ol><li> En variante, déterminer l'intensité du signal fluorescent provenant de la WGA conjugué en effectuant cytométrie en flux sur des cellules en suspension dans 1 ml de PBS 1x, après l'étape 5.1.2. Utilisez un laser d'excitation de 405 nm et 530/30 nm filtre d'émission d'un filtre longue passe de 505 nm pour WGA-Alexa 488 Inclure un témoin non coloré pour chaque point de collecte. </li></ol></li><li> Graphique cicatrices de bourgeons sur les jeunes et les cellules âgées comptés par microscopie sur laaxe des ordonnées à l'encontre de la moyenne géométrique normalisée (moyenne géométrique coloré / moyenne géométrique non coloré) de la fluorescence de WGA conjugué à partir des mêmes populations de cellules sur l'axe des x. Obtenir l'équation d'une ligne de tendance linéaire de cette relation. Pour les expériences ultérieures, substituer la moyenne géométrique normalisée de WGA conjugué intensité de fluorescence d'une population de cellules de x dans l'équation pour résoudre et y afin de déterminer l'âge moyen des cellules d'un échantillon. </li></ol> 6. Mutation Fréquence <ol><li> Propagation triée cellules mères remises en suspension dans le tampon de l'étape 4.7 sur milieu YPD et milieu sélectif tel que décrit à l'étape 2.1.1. Utiliser 1 ml de cellules remises en suspension mère de cellules dérivées de moyennes et sélectives à 5000 g pendant 1 min. REMARQUE: Propagation des volumes plus importants de cellules diluées dans du milieu YPD comme cellules augmentent en âge de compenser l'augmentation du nombre de cellules viables et non-sénescentes dans les populations âgées. <ol><li> Incuber le milieu YPD et moyennes de plaques sélectivesl'étape 6.1, à 30 ° C pendant 3 à 4 jours, respectivement. Augmenter la durée d'incubation jusqu'à une semaine pour les cellules souches très anciennes ou à croissance lente. Calculez la fréquence de mutation tel que décrit à l'étape 2.2. </li></ol></li></ol> 7 Calcul prévue fréquence de mutation pour un âge donné réplicative <ol><li> Calculer l'augmentation de l'âge moyen réplicative des cellules marquées à la biotine au cours de l'essai en soustrayant la moyenne d'âge de la population initiale de cellules à partir de la moyenne d'âge des cellules mères triés pour le tri correspondante. Utilisez les âges de cellules calculées à l'étape 5.2 ou 5.2.2 étape. </li><li> Multipliez le taux de mutation obtenue à l'étape 2.1.3 par l'augmentation de l'âge de la cellule moyenne calculée à l'étape 7.1. Ajouter cette valeur à la fréquence de mutation de base de la population initiale calculée à l'étape 2.2 pour déterminer la fréquence de la mutation prévue pour les cellules de l'âge réplicative pertinent. </li></ol>

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Les auteurs n&#39;ont rien à divulguer.

Ce protocole combine plusieurs procédés pour activer les ressources disponibles et les approches dans les Saccharomyces cerevisiae système modèle pour être efficacement appliquée à l&#39;étude du génome de l&#39;instabilité au cours du vieillissement cellulaire mitotique. Une grande variété de dosages pour quantifier les différentes formes d&#39;instabilité du génome par sélection phénotypique peut être combiné avec le tri magnétique pour étudier les changements possibles en fonction de l&#39;âge de l&#39;accumulation des formes particulières de mutations ou de remaniements chromosomiques. Bien que les approches de séquençage entier du génome pourraient fournir plus d&#39;informations sur les types d&#39;ensemble de changements qui se produisent dans un génome avec l&#39;âge, la capacité d&#39;utiliser des systèmes de sélection phénotypique pour obtenir des mesures de taux de mutation et d&#39;isoler préférentiellement certains types de modifications génétiques sont des atouts importants pour l&#39;étude mécaniste aspects de liées au vieillissement instabilité du génome. La rationalisation de la détermination de l&#39;âge de la cellule et le potentiel de faire des mesures parallèles de physiologiques modifications au moyen des flux fournissent cytométrie moyens efficaces pour corréler l&#39;instabilité du génome avec d&#39;autres modifications cellulaires au cours de gammes spécifiques d&#39;âge. Détermination des changements potentiels dépendant de l&#39;âge dans les taux de mutations qui s&#39;accumulent, il faut: 1) la détermination minutieuse des taux dans les populations de cellules jeunes, 2) la détermination précise de l&#39;âge de la cellule, et 3) la capacité d&#39;enrichir de manière fiable des populations suffisamment importantes de cellules mères pour mesurer de manière reproductible l&#39;instabilité du génome dans la vieillesse. Cette approche permet au système de modèle de levure de contribuer à la définition des mécanismes sous-jacents responsables des changements dépendant de l&#39;âge du taux et / ou des fréquences de l&#39;instabilité du génome dans les cellules activité mitotique. En outre, les facteurs génétiques et environnementaux peuvent être évalués rapidement des contributions au dépend de l&#39;âge de l&#39;instabilité génomique. En fin de compte, ces caractérisations pourraient conduire au développement de modèles qui tiennent compte de la manière dont les mutations s&#39;accumulent au cours du vieillissement réplicatif. Cette méthode repose sur la capacité à détecter des mutations ou d&#39;autres types de l&#39;instabilité du génome par l&#39;apparition de phénotypes sélectionnables pour mesurer les taux de ces événements. Cependant, la créativité dans la conception de l&#39;essai peut permettre de nombreux aspects de l&#39;instabilité du génome à étudier. Par exemple, les gènes URA3 et CAN1 peuvent être placés à des endroits différents du génome de tester toute influence de la localisation génomique de résultats. Réversion des allèles de gènes spécifiques non fonctionnels à des allèles de gènes fonctionnels pourrait tester certains processus de mutation. En outre, l&#39;introduction de plusieurs allèles d&#39;un gène inactif ou flanquant un gène avec des séquences répétées peut être utilisée pour étudier des événements de recombinaison par la restauration ou la perte de la fonction du gène, respectivement. des tests de fluctuation sont l&#39;approche standard pour déterminer les taux de ces divers événements génome d&#39;instabilité 9. Le protocole est écrit en utilisant l&#39;estimateur médian Lea-Coulson bien accepté et relativement simple de déterminer mutataux de tion pour le rendre plus accessible aux divers chercheurs, même si la méthode d&#39;estimation de la probabilité MSS-maxi est considéré comme la meilleure approche pour déterminer les taux de mutation 9. L&#39;estimateur du maximum de vraisemblance MSS-a déjà été examinée en détail 9, et peut être utilisé comme une méthode alternative, mais nécessite des calculs plus sophistiqués. Sinon, le logiciel libre pour calculer les taux de mutation de cette méthode a été mis à la disposition 22. Obtenir des mesures reproductibles des taux de mutation exige une attention à quelques aspects de la conception expérimentale, y compris en utilisant des cultures de répliques suffisantes, l&#39;inoculation de cultures à suffisamment de densités cellulaires initiales faibles que la taille de la population augmente de volume de culture appropriées 10.000 fois ou plus, et le choix de telle sorte que l&#39;ensemble du population de cellules peut être étalé sur un milieu sélectif. Pour ce dernier point, une formule décrite précédemment peut être utilisée pour ajuster le taux de mutation sur la base de la fraction de culture tested 9. Variation du taux de croissance des cultures peut compliquer la détermination d&#39;un taux de mutation reproductible, et un estimateur basé médiane-modifié qui peut donner des résultats plus reproductibles dans de telles situations, ont été décrites récemment 23. La capacité de mesurer avec précision l&#39;âge de la cellule est un autre facteur qui est important pour établir si les fréquences génome d&#39;instabilité dans les vieilles cellules sont différentes des valeurs attendues en raison du taux d&#39;événements dans les jeunes cellules. Nous avons trouvé WGA coloration préférable à calcofluor coloration blanche, à la fois en termes de fond et de flexibilité, car WGA est disponible conjugué à différentes molécules fluorescentes. Cette flexibilité peut fournir plus de possibilités pour des mesures simultanées des autres caractéristiques des cellules avec des réactifs fluorescents. Le travail initial d&#39;établir une relation entre l&#39;intensité du signal pour la coloration WGA et le nombre correspondant de cicatrices de bourgeons sur les cellules peut alors conduire à une plusdétermination rapide de l&#39;âge de la cellule par cytométrie de flux. Cette approche permet aussi d&#39;utiliser de plus grandes tailles de population seraient généralement examinées au microscope pour une meilleure reproductibilité des mesures. Alors que toutes les déterminations d&#39;âge pourraient être faites par l&#39;examen microscopique des cellules, nous pensons que la cytométrie en flux approche facilite le dépistage rapide des facteurs qui influencent dépendant de l&#39;âge de l&#39;instabilité génomique. En plus de la mesure de l&#39;âge de la cellule de façon fiable, il convient de tenir compte du nombre de divisions cellulaires des cellules mères sont autorisés à subir à chaque cycle successif de la croissance et le tri des cellules. Utilisez une taille de population initiale plus faible ou un volume de grande culture pourrait permettre aux cellules de se soumettre à plusieurs divisions cellulaires avant d&#39;atteindre la densité cellulaire désirée. Par exemple, d&#39;autres chercheurs ont utilisé seulement deux cycles de tri d&#39;obtenir de très anciennes cellules de levure 16, ce qui a l&#39;avantage évident d&#39;obtenir des cellules âgées de moins experimeétapes NTAL. Pour déterminer si pour augmenter le volume de la culture pour permettre aux cellules de compléter plusieurs divisions cellulaires avant le tri, garder à l&#39;esprit la limite sur le nombre total de cellules qui peuvent être traités dans une seule colonne. L&#39;utilisation d&#39;un plus grand volume de culture peut nécessiter l&#39;utilisation de plusieurs colonnes pour trier un population de cellules. En outre, si les cellules subissent moins de cycles de division cellulaire entre les points sortes / de collecte, alors il ya plus d&#39;occasions d&#39;observer des écarts de fréquence des mutations attendues à des moments distincts pendant la durée de vie. Par exemple, l&#39;échantillonnage seulement au début et les points de temps pendant la durée de vie peut fin de produire des données indiquant une augmentation constante de la fréquence des mutations, mais d&#39;échantillonnage à temps intermédiaires supplémentaires au cours de la durée de vie peut montrer rapidement, puis les plateaux que la fréquence de mutation augmente. Cependant, depuis ce protocole isole cellules mères anciennes, il est possible d&#39;obtenir une mesure plus directe de l&#39;évolution des taux de mutation avec l&#39;âge. des tests de fluctuation pourrait be effectuée à l&#39;aide de cellules mères d&#39;âges différents afin de déterminer si le taux de mutation sera différent de celui obtenu en utilisant des cellules jeunes. Alors que les cultures de ces tests de fluctuation seront un mélange de cellules jeunes et vieux à mesure qu&#39;ils grandissent, les écarts de taux obtenus à partir de cellules jeunes pouvaient être attribués à l&#39;utilisation d&#39;une population de départ plus. La capacité à obtenir de façon reproductible une grande population assez de cellules mères âgées de mesurer avec précision l&#39;instabilité du génome est essentiel à la réussite de cette approche. Alors que le protocole décrit l&#39;utilisation d&#39;un système de tri magnétique particulier à cette fin, d&#39;autres groupes ont trié les cellules-mères de levure avec d&#39;autres systèmes 14,18 (voir le tableau des matériaux). Ces systèmes alternatifs devraient également travailler avec cette méthode, bien que certains l&#39;optimisation des protocoles des fabricants pourrait être nécessaire. Quel que soit le système particulier utilisé, la taille de la population nécessitentd varie en fonction de la fréquence de la mutation ou le type de réarrangement du génome choisie pour l&#39;étude. Au minimum, il doit y avoir suffisamment de cellules mères pour obtenir au moins une colonie de mutants par population pour calculer une fréquence de mutation. Dans la pratique, les résultats peuvent être très variables si ce n&#39;est que de zéro à cinq colonies mutantes sont attendus à partir de la taille de la population, et même une petite augmentation de la taille de la population, de sorte que cinq à dix colonies mutantes sont attendus, peut grandement améliorer la reproductibilité. Lorsque la biotine, l&#39;identification d&#39;une population de départ, le rendement de récupération pour chaque type doit être pris en compte pour aider à identifier la taille appropriée de la population nécessaire pour mesurer la fréquence de mutation dans les cellules mères âgées. Avec 90% de récupération de cellules mères après chaque sorte, seulement 59% de la population d&#39;origine serait récupéré après cinq tours de la croissance et de tri. Cette chute à ~ récupération de 33% de la population d&#39;origine après cinq tours de la croissance et de tri si seulement 80% des cellules mères sont étiquetés récupéreré au cours de chaque sorte. Mesurer et optimiser la récupération est crucial lors de la mesure des événements de faible fréquence, depuis deux à trois fois diminution de la taille de la population pourrait facilement conduire à des chiffres fiables de colonies mutantes par la population. Il existe de nombreuses options pour se développer ou modifier ce protocole pour obtenir une meilleure compréhension de l&#39;instabilité du génome au cours du vieillissement cellulaire mitotique. Voici quelques exemples simples d&#39;analyser comment des altérations de la fonction des gènes, les changements de médias, ou d&#39;autres changements de conditions environnementales modifient l&#39;accumulation de mutations avec l&#39;âge. Les taux de mutation de cellules jeunes ayant une fonction de gène altérée ou à l&#39;état approprié seraient mesurés et utilisés pour déterminer si les mutations s&#39;accumulent différente de celle prédite par les valeurs de débit et différemment que dans les populations de cellules de contrôle. Les populations de cellules à différents moments au cours du vieillissement réplicatif pourraient être exposés à des facteurs de stress spécifiques, telles que les espèces réactives de l&#39;oxygène ou des agents endommageant l&#39;ADN. Aexposition transitoire et d&#39;intensité légère à un stress oxydatif ne modifie pas sensiblement la capacité d&#39;effectuer le tri cellulaire (Figure 3), mais les contraintes plus sévères peut compliquer la récupération des cellules. Des expériences préliminaires seraient nécessaires pour vérifier que les cellules mères peuvent encore être récupérées de manière efficace après des contraintes spécifiques. En outre, les caractéristiques cellulaires de cellules mères isolées ont pu être analysés en détail, y compris les niveaux d&#39;espèces réactives de l&#39;oxygène, de la morphologie mitochondriale et vacuolaire, et d&#39;autres caractéristiques physiologiques associés au vieillissement 3. En outre, les cellules-mères peuvent être une population de départ pour un autre traitement ou manipulation. Comme les cellules mères et filles sont physiquement séparés au cours de la procédure, les cellules filles sont également toujours disponibles pour l&#39;analyse. Par exemple, des changements dans les caractéristiques physiologiques de cellules filles ou l&#39;héritage asymétrique des macromolécules endommagées entre la mère de la levure et des cellules filles <sjusqu&#39;à&gt; 24 pourrait être comparé à la synchronisation des changements intéressants dans la mutation des fréquences / taux. fréquences de mutation pour les populations de cellules fille pourraient aussi être obtenus afin d&#39;essayer de modéliser s&#39;il existe héritage asymétrique des mutations au cours du vieillissement réplicatif. En résumé, la combinaison de l&#39;enrichissement de cellules mères à travers le tri cellulaire magnétique avec des tests de fluctuation permet les avantages de la S. système modèle cerevisiae pour être efficacement appliquée à des mécanismes responsables de l&#39;accumulation de changements génétiques au cours du vieillissement cellulaire mitotique enquête.

Les micro-organismes, tels que la levure Saccharomyces cerevisiae, sont d&#39;excellents modèles pour enquêter sur les taux de mutation, mais ces modèles n&#39;ont pas été pleinement utilisés pour étudier l&#39;accumulation de mutations au cours du vieillissement mitotique des cellules. l&#39;accumulation de mutations dans le génome nucléaire a émis l&#39;hypothèse de contribuer à un vieillissement en entraînant une perte progressive de la (ou variation) dans une des fonctions des gènes. La possibilité d&#39;utiliser un système microbien d&#39;étudier les mécanismes et les conséquences de l&#39;accumulation des mutations au cours du vieillissement pourrait grandement accélérer l&#39;identification de facteurs génétiques et environnementaux qui influent sur ce processus, car des systèmes génétiques faciles et la facilité de quantifier les changements phénotypiques rares dans les micro-organismes. Facteurs de réparation d&#39;ADN et de protéines de réponse de lésion de l&#39;ADN sont bien conservées entre les espèces diverses 2, et les similitudes fondamentales dans le vieillissement organismal ont été identifiés pour des organismes aussi divers que S. cerevisiae unemammifères d 3, ce qui rend probable que les résultats obtenus à partir des études chez la levure seront pertinents au vieillissement dans de nombreux organismes. Les études de vieillissement en S. cerevisiae faire usage de deux modèles de vieillissement qui mesurent le vieillissement chronologique ou vieillissement réplicatif des cellules. Vieillissement chronologique est caractérisée par la perte progressive de la viabilité des populations de cellules de levure qui sont dans un état ​​(phase stationnaire) ne se divisant pas en raison de l&#39;épuisement des nutriments 3. Le modèle de vieillissement chronologique a été utilisée pour démontrer que les mutations s&#39;accumulent avec l&#39;âge 4, puisque de grandes populations de cellules peuvent être facilement obtenus dans ce modèle pour effectuer des sélections phénotypiques de cellules mutantes. Dans ce cas, l&#39;accumulation de mutation semble être influencée par des voies de signalisation de la croissance et du stress oxydatif 5, et chacun de ces facteurs sont pertinents à la compréhension du vieillissement chez les eucaryotes pluricellulaires 3. Le modèle de vieillissement réplicatif exploite la divisi asymétriquesur entre S. cellules, mère et fille cerevisiae pour enquêter sur le vieillissement qui se produit avec les générations cellulaires successives 3. Levure vieillissement réplicatif a souvent été mesurée par micromanipulation de petites populations de la mère et cellules filles, ou, plus récemment, par vidéo-microscopie de petites populations de cellules de levure dans des dispositifs microfluidiques 6,7. Taille de la population étant limitées, ces approches mal adaptée à l&#39;étude accumulation des mutations au cours du vieillissement mitotique moins que des informations sur le génome entier est obtenu à partir de cellules individuelles ou de modification génétique à très haute fréquence sont mesurées 8. Séquençage complet du génome de cellules individuelles à fournir des ensembles de données importantes pour enquêter sur l&#39;accumulation des mutations, mais les systèmes de sélection phénotypiques ont le grand avantage de fournir un moyen de mesurer les taux de mutation d&#39;étudier les mécanismes d&#39;accumulation de mutation sous-jacente. Des études pour examiner les fréquences et les taux de mutation à travers les sélections phénotypiques dans haploid souches de levure au cours du vieillissement réplicatif n&#39;ont pas encore été rapporté. Les taux de mutation sont généralement mesurés en utilisant des tests de fluctuation 9. des valeurs de fréquence de mutation indiquent le nombre total de cellules présentant une mutation dans une séquence de gène dans une population. Cela comprend des cellules dans lesquelles se produisent des mutations indépendantes et toute la descendance de ces cellules qui héritent simplement mutations préexistantes. En revanche, les taux de mutation mesurées par des tests de fluctuation représentent le nombre de mutations indépendantes qui se posent à chaque nouvelle génération de cellules. Ces essais impliquent typiquement l&#39;inoculation de cultures répétées à des densités cellulaires faibles pour réduire la possibilité d&#39;ajouter des cellules ayant des mutations préexistantes dans une séquence cible, les cultures en croissance à proximité de la saturation, et l&#39;identification des cellules mutantes par croissance sur un milieu sélectif. Le nombre de cellules mutantes identifiés dans les populations répétés sont ensuite utilisés dans l&#39;un des nombreux modèles mathématiques pour estimer le nombre de imutations ndependent qui ont surgi pendant la croissance 9. En comparant le nombre de mutations indépendantes de la taille moyenne de la population est une mesure du taux de mutation. Dans S. cerevisiae, les fréquences et les taux de mutation sont fréquemment mesurée en utilisant les gènes URA3 et CAN1, puisque des mutations perte de fonction de ces gènes produisent des phénotypes sélectionnables. La perte de fonction URA3 rend les cellules résistantes à l&#39;acide 5-fluoroorotique (5-FOA), étant donné que la protéine codée par URA3 convertit 5-FOA en une molécule toxique 10. La perte de fonction de CAN1 permet aux cellules deviennent résistantes à la canavanine, un analogue de l&#39;arginine toxique, car la protéine codée par l&#39;arginine et la transporte CAN1 canavanine dans des cellules 11. Les deux stratégies de tri génétiques et physiques ont été utilisées avec succès pour obtenir de plus grandes populations de S. cellules mères cerevisiae pour faciliter les enquêtes du vieillissement réplicatif. Stratégies génétiques comprennent des approches intelligentes qui sélectionnent contre la survie des cellules de fille dans une population. Le programme d&#39;enrichissement de la mère (MEP) implique bêta-estradiol induction de la recombinase Cre expression que dans les cellules filles, ce qui conduit à des perturbations spécifiques fille de deux gènes essentiels qui ont été modifiées pour contenir des sites loxP 12. MEP souches peuvent être cultivées normalement en l&#39;absence de l&#39;inducteur, mais seules les cellules mères vont continuer à se diviser après l&#39;induction, alors que les cellules filles vont arrêter à la phase M typiquement au cours de leur première progression à travers le cycle cellulaire 12. Bien que ce système n&#39;a pas été utilisé pour étudier globalement l&#39;accumulation de mutations au cours du vieillissement, il a été utilisé pour étudier la perte d&#39;hétérozygotie, une forme relativement fréquente de l&#39;instabilité du génome des souches de levure diploïde, ainsi que des modifications biochimiques dans les cellules de vieillissement mères 13,14. De même, le système pare-fille implique l&#39;expression spécifique-fille de la S. cerevigène siae URA3 15. Souches fille-parafoudre se développent normalement jusqu&#39;à 5-FOA est ajouté au milieu, à laquelle les cellules exprimant le point de fille URA3 mourront, tandis que les cellules mères continuent de croître 15. Ce sont des systèmes utiles pour enrichir les cellules-mères, mais elles dépendent de maintien des fonctions des gènes qui constituent le système de sélection. Des mutations aléatoires dans un ou plusieurs composants du système de sélection peut conduire à des cellules filles qui échappent à la sélection et prolifèrent de façon exponentielle. Au cours du développement des souches de MEP, importance de la population étaient déterminés à éviter l&#39;apparition de cellules filles mutantes qui pourraient échapper à la sélection 12. Toutefois, cette limite de taille de la population compromet la détection des formes rares de l&#39;instabilité du génome au cours du vieillissement réplicatif. Cette limitation de la taille de la population peut être partiellement résolu en utilisant des souches de levure diploïde avec deux copies de chaque gène qui contribue au système de sélection, car la plupartmutations seraient probablement récessive 12. Cependant, l&#39;utilisation de souches diploïdes limite les types d&#39;événements de mutation qui peuvent être facilement détectés par rapport à celles qui peuvent être facilement détectés dans les cellules haploïdes de levure. Stratégies de tri physiques comprennent l&#39;isolement des cellules mères avec une surface cellulaire marqué de cellules filles non marqués pour enrichir en grandes populations de cellules mères. L&#39;observation que les protéines de surface cellulaire (protéines de la paroi cellulaire) de S. cerevisiae cellules filles sont nouvellement synthétisés au cours de bourgeonnement a été exploitée pour marquer les cellules-mères, sans marquage des cellules filles qu&#39;elles produisent 16. Par exemple, une population initiale de cellules de levure marqués sur leur surface avec de la biotine peut être cultivé et ensuite isolé à partir de leurs cellules filles à l&#39;aide des microbilles anti-biotine et magnétique de tri 16, parce que les cellules filles produites par la population initiale ne contiendront pas de la biotine sur leur surface . Croissance de série ettri permet aux populations progressivement âgés de cellules mères à être obtenues et analysées. Cette procédure a été utilisée avec succès pour étudier les changements dans la physiologie cellulaire et l&#39;expression des gènes au cours du vieillissement réplicatif de levure 13,14,17,18. La méthode actuelle adapte cette marquage à la biotine et technique de tri magnétique pour enrichir les cellules mères dans le but de mesurer l&#39;accumulation de mutations potentiellement rares ou d&#39;autres formes de l&#39;instabilité du génome analysés dans les sélections phénotypiques. Croissance de série et le tri physique permettent une analyse de l&#39;accumulation de mutations dans les cellules-mères progressivement âgées, ainsi que dans les populations de cellules filles. Détermination du taux de mutation par génération permet une fréquence de mutation prévu pour être calculée pour les cellules mères qui ont subi un nombre particulier de divisions cellulaires. Comme les valeurs de fréquences prévues sont basées sur l&#39;augmentation prévue en raison de cycles supplémentaires de la division cellulaire, des écarts importants dans les Mutati observéssur les fréquences par rapport aux valeurs prédites fournir des preuves des changements selon l&#39;âge du taux de mutations qui s&#39;accumulent. En utilisant ce protocole, fluorescence des cicatrices de bourgeons qui correspondent à des sites de divisions cellulaires sur des cellules-mères couplés avec l&#39;analyse par cytométrie en flux peut être utilisé pour déterminer rapidement la répartition par âge des populations triées et non triées. Réactifs fluorescents supplémentaires, tels que ceux qui sont utilisés pour détecter des espèces réactives de l&#39;oxygène, peuvent également être utilisées au cours de ce protocole. Dans l&#39;ensemble, ce protocole permet une analyse efficace des changements dépendant de l&#39;âge de l&#39;instabilité du génome ayant le potentiel pour la corrélation de cellules changements physiologiques liés à l&#39;âge dans un organisme modèle bien adapté à l&#39;étude des facteurs génétiques et environnementaux qui influent sur l&#39;instabilité du génome liées au vieillissement.

<table><tbody><tr><td>EZ-Link Sulfo-NHS-LC-Biotine</td><td>Thermo Scientific</td><td>21335</td><td>100 mg</td></tr><tr><td>Microbilles anti-biotine</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-485</td><td>2 ml Microbilles conjuguées à des anticorps anti-biotine monoclonaux de souris (isotype : IgG1 de souris)</td></tr><tr><td>Colonnes MACS LS</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-401</td><td>25 colonnes adaptables pour séparateur QuadroMACS</td></tr><tr><td>Séparateur QuadroMACS</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-976</td><td>Séparateur uniquement</td></tr><tr><td>Kit de démarrage QuadroMACS</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-091-051</td><td>Comprend : Séparateur QuadroMACS (130-090-976), MACS MultiStand (130-042-303), Colonnes LS (130-042-401), Rack de tubes MACS 15 ml (130-091-052), Une unité de 2 ml de MicroBeads MACS. Remarque : Les systèmes alternatifs comprennent Dynabeads Biotin Binder et MagnaBind Magnetic Beads</td></tr><tr><td>BD Falcon Cell Strainer, 40 & micro ; m</td><td>BD Biosciences</td><td>352340</td><td>40 & micro ; m pour une utilisation avec les tubes coniques BD Falcon 50 ml. 50 par paquet</td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T6146</td><td>Poudre, filtrage après dissolution important pour éliminer les particules</td></tr><tr><td>Agglutinine de germe de blé Alexa Fluor488</td><td>Life Technologies</td><td>W11261</td><td>Des conjugués avec différents spectres d’excitation/émission peuvent également être utilisés</td></tr><tr><td>Réactif anti-évanouissement ProLong Gold</td><td>Life Technologies</td><td>P36930</td><td>10 ml, d’autres réactifs anti-évanouissement peuvent également être utilisés</td></tr></tbody></table>

la combinaison de tri magnétique des cellules mères et tests de fluctuation à analyser instabilité du génome cours mitotique vieillissement cellulaire dans saccharomyces cerevisiae

Combining Magnetic Sorting of Mother Cells and Fluctuation Tests to Analyze Genome Instability During Mitotic Cell Aging in Saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae a été un excellent modèle pour les mécanismes et les conséquences de l&#39;instabilité du génome d&#39;instruction. Les informations obtenues à partir de ce modèle de levure est pertinente pour de nombreux organismes, dont les humains, puisque les facteurs de réparation de l&#39;ADN et réponse aux lésions de l&#39;ADN sont bien conservées entre espèces différentes. Cependant, S. cerevisiae n&#39;a pas encore été utilisé pour répondre pleinement si le taux d&#39;accumulation des mutations changements avec l&#39;augmentation réplicative (mitotique) l&#39;âge en raison de contraintes techniques. Par exemple, les mesures de levure durée de vie réplicative par micromanipulation impliquent de très petites populations de cellules, qui interdisent la détection des mutations rares. Les méthodes génétiques pour enrichir de cellules mères dans les populations en induisant la mort des cellules filles ont été développés, mais la taille de la population sont encore limitées par la fréquence avec laquelle des mutations aléatoires qui compromettent les systèmes de sélection se produisent. Le protocole actuel profite de Sorti magnétiqueng de cellules de levure mère surface marquée d&#39;obtenir une population suffisamment large du vieillissement des cellules mères de quantifier mutations rares dans les sélections phénotypiques. Les taux de mutation, mesurées par des tests de fluctuation, et la fréquence des mutations sont d&#39;abord établis pour les jeunes cellules et utilisés pour prédire la fréquence des mutations dans les cellules mères de différents âges de réplication. les fréquences de mutation sont ensuite déterminés pour les cellules-mères triées, et de l&#39;âge des cellules mères est déterminé par cytométrie de flux par coloration avec un réactif fluorescent qui détecte les cicatrices de bourgeons formés sur les surfaces des cellules pendant la division cellulaire. Comparaison de la fréquence des mutations prévues en fonction du nombre de divisions cellulaires aux fréquences observées expérimentalement pour cellules mères d&#39;un âge donné réplicatif peut alors identifier s&#39;il ya des changements liés à l&#39;âge du taux de mutations qui s&#39;accumulent. Des variantes de ce protocole de base fournissent les moyens d&#39;étudier l&#39;influence des altérations des fonctions spécifiques de gènes oudes conditions environnementales spécifiques sur l&#39;accumulation de mutation à traitent des mécanismes de l&#39;instabilité du génome sous-jacente au cours du vieillissement réplicatif.

Les taux de mutation chez les jeunes Saccharomyces cerevisiae cellules mesurées par des tests de fluctuation sont utilisés pour prédire la fréquence des mutations de cellules mères de différents âges de réplication. Tri magnétique et la cytométrie en flux est ensuite utilisé pour mesurer la fréquence des mutations réelles et l&#39;âge des cellules mères afin d&#39;identifier les écarts par rapport à la fréquence des mutations prévues.

La combinaison de tri magnétique des cellules mères et Tests de fluctuation à Analyser instabilité du génome cours mitotique vieillissement cellulaire dans Saccharomyces cerevisiae

Saccharomyces cerevisiae has been an excellent model system for examining mechanisms and consequences of genome instability. Information gained from this ...

L’objectif général de l’expérience suivante est de déterminer si les fréquences de mutation changent avec l’augmentation de la réplication L’âge des cellules de levure est dû simplement à des cycles supplémentaires de division cellulaire ou à des changements spécifiques à l’âge dans les taux d’accumulation de mutations. Ceci est réalisé en mesurant d’abord les fréquences et les taux de mutation dans les cellules jeunes en répartissant les cellules sur des milieux sélectifs et non sélectifs afin de calculer une fréquence de mutation prédite pour les cellules d’âges croissants en raison de l’accumulation de mutations à chaque cycle de division cellulaire.Ensuite, une population de cellules de levure est marquée avec de la biotine cultivée en culture liquide et les cellules marquées d’origine sont récupérées par tri magnétique pour obtenir des cellules mères âgées qui ont subi plusieurs divisions cellulaires. Ensuite, les cellules mères âgées sont soit repoussées pour augmenter leur âge, puis triées à nouveau, soit colorées pour les cicatrices des fesses, puis étalées sur des milieux sélectifs et non sélectifs afin de déterminer leur âge réplicatif moyen et des résultats de fréquence de mutation sont obtenus qui montrent s’il y a des augmentations ou des diminutions spécifiques à l’âge des mutations accumulées sur la base d’une comparaison de la fréquence de mutation observée expérimentalement à la fréquence de mutation prédite pour les cellules de la Âge moyen observé. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du vieillissement, telles que les changements dans les taux d’accumulation des dommages génétiques contribuent-ils au vieillissement normal, ou les effets modifiant la durée de vie de divers facteurs génétiques et environnementaux, en partie dus à des changements dans les taux de mutation.Melissa Patterson, une étudiante diplômée de mon laboratoire, fera la démonstration de la procédure afin d’établir un taux de mutation de base par génération de cellules à l’aide de tests de fluctuation pour des cellules cultivées dans des conditions de culture standard. Pour chaque culture répétée, diluez les cellules de une à 2000 et épandez un à quatre microlitres sur un milieu non sélectif pour déterminer les unités formant colonies par millilitre. Granulez les cellules restantes à 2 400 G pendant une minute dans une micro-centrifugeuse et utilisez 100 microlitres d’eau pour les remettre en suspension avant de les étaler sur un milieu sélectif pour identifier les mutants.Après avoir incubé les plaques à 30 degrés Celsius pendant trois jours, comptez les colonies et déterminez le taux et la fréquence de mutation initiaux selon le protocole d’accompagnement pour étiqueter charmy CCI avec de la biotine Commencez par strier la culture d’un stock de glycérol sur un milieu YPD et incubez à 30 degrés Celsius pendant un à trois jours. À l’aide d’une pointe de pipette stérile, transférez les cellules de la plaque dans au moins un millilitre d’eau. En gardant à l’esprit qu’un à un centimètre et demi d’une partie épaisse de la traînée donnera environ 10 aux huit cellules.Utilisez un hémocytomètre pour déterminer la densité cellulaire exacte pour chaque souche ou condition de traitement. Utilisez un stock de réactifs de biotine de cinq millimolaires pour étiqueter 10 à huit cellules par point de collecte conformément à la procédure standard du fabricant. Effectuez toutes les étapes de centrifugation pendant cinq minutes à quatre degrés Celsius après le lavage final.Utilisez de l’eau pour suspendre les cellules marquées à une concentration finale de 10 à huit cellules par millilitre pour vérifier la viabilité cellulaire pour diluer 10 microlitres de cellules avec 23 microlitres d’eau et 67 microlitres de bleu triam à 0,4 % dans un XPBS, incubez les cellules pendant 40 minutes à température ambiante avant d’utiliser un hémocytomètre pour noter les cellules vivantes ou non colorées et les cellules mortes ou colorées. Après avoir mesuré les valeurs de référence pour l’âge cellulaire et la fréquence des mutations, conformément au protocole de texte, transférez les cellules marquées à la biotine dans 20 millilitres de milieu YPD. Faites semblant d’avoir les huit cellules.Cultivez les cultures pendant 16 à 18 heures à 20 degrés Celsius jusqu’à environ 10 à huit cellules par millilitre. Ne laissez pas les cellules atteindre la phase stationnaire et, si nécessaire, maintenez les cellules à quatre degrés Celsius pendant plusieurs heures pour optimiser le moment de la période de croissance et de collecte. Après avoir déterminé la densité cellulaire et granulé les cellules à quatre degrés Celsius, lavez les cellules en ajoutant 30 millilitres de marquage de billes, de tampon et de vortex, puis faites tourner la suspension et versez le surnageant.Après un deuxième lavage, nous suspendons les cellules dans 50 microlitres de tampon d’étiquetage des billes. Imaginez les huit cellules totales en vortexant. Ajoutez deux microlitres de billes magnétiques, faites semblant aux huit cellules totales et après avoir vortex, incubez brièvement sur de la glace pendant 10 minutes en inversant périodiquement.Ensuite, utilisez 30 millilitres de tampon d’étiquetage pour laver les cellules trois fois. Ajoutez ensuite 0,5 millilitre de tampon d’étiquetage des billes. Faites semblant d’avoir les huit cellules au total et faites brièvement vortex la pastille sur un réglage moyen jusqu’à ce que les cellules soient remises en suspension.Versez la suspension à travers une crépine de 40 microns dans un tube de 50 millilitres pour éliminer tous les amas de cellules restants. Au besoin, laissez les cellules sur la glace pendant une à deux heures avant de les charger sur la colonne. Suivez le protocole recommandé par le fabricant pour les colonnes magnétiques en utilisant jusqu’à deux fois 10 à neuf cellules au total par.Prenez soin d’enlever tout aérable lors du chargement des colonnes et de retirer et de replacer la colonne sur le séparateur entre les lavages pour éviter que les cellules ne se coincent entre les billes. Lorsque vous utilisez des séparateurs à plusieurs colonnes pour traiter plusieurs colonnes du même échantillon, éluez-les toutes dans le même tube de collecte afin de réduire le temps de manipulation et de diminuer la perte de cellules si vous le souhaitez. Conservez le flux des étapes de liaison et de lavage pour analyser les jeunes cellules produites par les cellules mères après avoir concentré les cellules par centrifugation à 3000 Gs pendant cinq minutes à quatre degrés Celsius, aspirez tout sauf un millilitre de tampon.Faites semblant d’avoir les huit cellules originales marquées à la biotine. Ensuite, faites un bref vortex pour suspendre les cellules dans le tampon restant. Utilisez du triam blue pour colorer une aliquote de cellules diluées et utilisez un hémocytomètre pour déterminer la densité et la viabilité des cellules.Calculez ensuite le nombre total de cellules récupérées. Si le nombre de cellules est nettement plus élevé que prévu, faites passer l’échantillon d’élution dans une autre colonne pour essayer d’éliminer les jeunes cellules contaminantes. Si le nombre de cellules est nettement inférieur à celui prévu, transmettez le flux enregistré.Échantillonnez à travers une autre colonne pour essayer d’améliorer le rendement des cellules mères si vous le souhaitez. Faire repousser les cellules pour augmenter l’âge de réplication et suivre le marquage et le tri des billes sans marquage à la biotine. Pour déterminer l’âge réplicatif, transférez 25 microlitres de cellules récupérées dans un tube à centrifuger de 1,5 millilitre et utilisez un millilitre d’un XPBS pour laver les cellules deux fois afin d’étiqueter les cicatrices de bourgeons à la surface des cellules.Utilisez 180 microlitres d’un XPBS et 20 microlitres de WGA conjugué par fluorescence pour remettre les cellules en suspension, couvrir le tube de centrifugation de 1,5 millilitre d’une feuille et incuber avec un léger balancement à 30 degrés Celsius pendant 30 minutes après l’incubation. Utilisez un XPBS pour laver les cellules trois fois. Ensuite, pour la microscopie fluorescente, utilisez un réactif Antifa pour monter les cellules sur des lames afin d’éviter le mouvement des cellules pendant l’imagerie.Durcissez complètement les lames dans l’obscurité jusqu’à quelques jours. Comptez les cicatrices des bourgeons sur au moins 50 cellules par échantillon pour obtenir une mesure représentative de l’âge cellulaire. Alternativement, après avoir suspendu les cellules d’un XPBS, effectuez une cytométrie en flux à l’aide des paramètres décrits dans le graphique de protocole textuel des cicatrices de bourgeons sur les jeunes cellules et les cellules d’âge comptées par microscopie sur l’axe Y par rapport à la moyenne géométrique normalisée de la fluorescence conjuguée WGA des mêmes populations cellulaires sur l’axe X.Enfin, obtenez l’équation d’une droite de tendance linéaire pour cette relation Pour le substitut suivant, la moyenne géométrique normalisée de l’intensité de fluorescence conjuguée WGA d’une population cellulaire pour X dans l’équation et résolvez pour Y pour déterminer l’âge cellulaire moyen d’un échantillon. Ce graphique illustre que le taux de mutation dans le gène Can One était similaire avant et après le marquage de la biotine Dans les populations de jeunes levures indépendantes, les fréquences de mutation étaient également similaires dans les jeunes cellules avant et après le marquage de la biotine lorsqu’elles étaient cultivées à 20 degrés Celsius ou 30 degrés Celsius. Le graphique présenté ici montre ce que l’on peut observer lors du comptage des cellules récupérées après le marquage à la biotine et du tri des cellules non traitées ou des cellules traitées avec un peroxyde d’hydrogène millimolaire après le premier tri.Le nombre de cellules peut apparaître plus élevé que prévu après le premier tri, et une petite perte progressive de cellules est attendue avec un tri continu. L’âge réplicif a été déterminé par comptage manuel des cellules marquées par fluorescence, mais les cicatrices sur les cellules sont comme le montre cette figure. Le signal fluorescent mais cicatriciel de la cytométrie en flux a été comparé à des comptages manuels pour obtenir une relation linéaire qui permet de déterminer l’âge réplicatif des populations de cellules mères et de cellules témoins par cytométrie en flux.Ces graphiques montrent des exemples de fréquences de mutation observées similaires ou élevées de cellules mères âgées par rapport aux fréquences prédites calculées à partir de l’âge moyen des cellules mères et des fréquences et taux de mutation obtenus pour les populations de cellules jeunes. En fonction de l’emplacement génomique de la boîte un gène Suite à cette procédure. D’autres méthodes peuvent être utilisées, comme la coloration des espèces réactives de l’oxygène ou de la morphologie oculaire, pour répondre à des questions supplémentaires telles que les changements dans la physiologie cellulaire associés aux changements liés à l’âge dans l’accumulation de mutations.

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