Name: Cathétérisme de lartère carotide et Veine jugulaire faire pour effectuer des mesures hémodynamiques, Infusions et prélèvement sanguin dans un modèle de rat Conscients (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 5 s
Description: Apprenez le cathétérisme de l'artère carotide et de la veine jugulaire chez le rat pour mesures hémodynamiques, infusions et prélèvements sanguins. Cette technique chirurgicale permet des études physiologiques complètes en mouvement libre.

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Intra-muros du NIH a soutenu le développement de ce modèle. Le soutien à la publication a été fourni par Harvard Apparatus Inc. et ADInstruments Inc. Le travail des auteurs a été réalisé dans le cadre d’une recherche financée par le gouvernement américain ; cependant, les opinions exprimées ne sont pas nécessairement celles des National Institutes of Health.

Les procédures décrites ci-dessous ont été réalisées dans le cadre d&#39;un protocole approuvé par le soin et l&#39;utilisation des animaux Comité du Centre clinique des Instituts nationaux de la santé. 1. Préparation pour l&#39;intervention <ol><li> Gaz stériliser les cathéters et les instruments. </li></ol> 2. Préparer les cathéters <ol><li> Rincer les cathéters avec le glycérol héparine (250 UI d&#39;héparine / ml de glycérol 1) pour assurer la perméabilité et éviter les fuites. Brancher extrémité du cathéter avec un bouchon métallique (20 ga, 15 mm) pour retenir glycérol hépariné. </li></ol> 3. Préparer aseptique Workstation <ol><li> Utilisez 70% d&#39;alcool pour pulvériser les postes de travail et instruments plateaux. Utilisez un champ stérile pour couvrir les instruments exploitation table et plateaux et place des instruments sur le plateau. </li></ol> 4. Préparer rats pour la chirurgie <ol><li> Lieu rat individuellement dans une chambre Lucite et exposer à un anesthésique; isoflurane (3-5%) mélangeed avec de l&#39;oxygène jusqu&#39;à inconscient. Retirer rat de la chambre et de se raser la fourrure des zones antérieures et postérieures du cou. Appliquer du lubrifiant onguent pour les yeux. </li></ol> 5. cathéter Implantation <ol><li> Placez rat anesthésié (confirmé par pincement de l&#39;orteil) sur une table chirurgicale chauffée en position ventrale; placer son nez dans le cône de nez pour maintenir l&#39;anesthésie avec respiration spontanée (isoflurane; 3,5%). Frottez doucement la zone chirurgicale 3 fois utilisation de Betadine et 70% d&#39;alcool en alternance. Faire une incision de 0,5 cm de la peau de la ligne médiane entre les omoplates en utilisant une paire de ciseaux chirurgicaux. </li><li> Repositionner rat dans la position dorsale; freiner doucement les jambes de chaque côté de la table à l&#39;aide de bandes de caoutchouc; maintenir l&#39;anesthésie. Placez deux laminés gaze de 4x4 stérile sous le cou pour hyperextension légèrement pour une meilleure exposition. Faire un col droit de l&#39;incision de la peau ventrale de 2 cm de la ligne médiane du cou au niveau de la clavicule au moyen d&#39;un scalpel. </li></ol> 6. DroitVeine jugulaire cathétérisme <ol><li> L&#39;utilisation d&#39;un hémostatique, disséquer carrément la veine jugulaire droite, séparer salivaires et les tissus lymphatiques de visualiser et d&#39;isoler une section de 5 mm du navire. En utilisant une suture de soie 4-0, placer un lien lâche sur les deux extrémités crânienne et caudale de la cuve afin de maximiser l&#39;exposition de la cuve. Utilisation d&#39;un ciseau chirurgical micro faire une incision assez grand pour passer le cathéter, conformément à la cuve entre les deux ligatures et attacher la ligature autour du vaisseau crânien. </li><li> Insérer le cathéter dans le vaisseau veineux vers le coeur à l&#39;aide du micro crochet et une pince de dissection et de faire avancer le cathéter jusqu&#39;à ce que tout le segment PU 3F est dans le récipient. Utiliser les ligatures aux extrémités crânienne et caudale pour fixer le cathéter dans le récipient. </li></ol> 7. artère carotide gauche de cathétérisme <ol><li> L&#39;utilisation d&#39;un hémostatique, disséquer le muscle omo-hyoïdien carrément longitudinalement pour exposer l&#39;artère carotide gauche et isolate une section de 5 mm de la cuve. Assurer le nerf vague (de couleur blanche) est complètement séparée de l&#39;artère. Prenez soin de ne pas déchiqueter ou rompre le nerf. </li><li> Utilisation 4-0 suture de soie, placer une cravate lâche sur l&#39;extrémité caudale du navire, attacher l&#39;extrémité crânienne de la cuve et placer une pince bulldog caudale dessus de la suture pour arrêter l&#39;écoulement de sang après l&#39;incision. En utilisant une paire de ciseaux chirurgicaux micro, faire une incision, assez grand pour passer le cathéter, en ligne avec le navire entre les deux ligatures. Insérez le cathéter artériel vers le cœur avec l&#39;aide du micro crochet de dissection et une pince. </li><li> Utilisez un porte-aiguille lisse sans serrure pour maintenir la partie du cathéter intérieur de la cuve étanche avant de retirer la pince bulldog. Avancer le cathéter avec une paire de pinces lors du desserrage porte-aiguille lentement jusqu&#39;à ce que la totalité du segment de PU 2F cathéter est dans le vaisseau. Attachez la ligature caudale lâche autour du cathéter et du navire pour garantir, mais pas si tight à occlure, le cathéter. </li></ol> 8. Utilisation d&#39;un hémostatique droite, Tunnel à 5 ​​cm Tube de retour sous-cutanée derrière l&#39;oreille et à travers l&#39;incision entre les omoplates. Extérioriser les cathéters à travers le tube et retirer le tube. 9. Fermez l&#39;incision ventrale avec trois acier inoxydable Clips blessure, et l&#39;incision dorsale avec 4-0 sutures en soie pour sécuriser les cathéters extériorisés en place. 10. Moniteur post-chirurgicale et soins <ol><li> Après cathétérisme, mettre fin à l&#39;anesthésie et de récupérer le rat en décubitus latéral dans une cage avec une literie de cellulose. Respecter les rats à des intervalles de 2 h pendant au moins 4 heures ou jusqu&#39;à ce que ne montrant aucun signe de douleur, puis une fois par jour. Donnez kétoprofène [5 mg / kg, injection sous-cutanée (SQ)] poster immédiatement la procédure et toutes les 12 heures si le rat montre des signes de douleur ou de détresse. Dans notre expérience, pas de rats ont exigé une analgésie supplémentaire pour la douleur suite à l &#39;initiativel injection. Caractéristiques observées qui susciter contrepartie de doses supplémentaires de l&#39;analgésie comprennent, mais sans s&#39;y limiter; une posture anormale; augmentation / diminution de la fréquence respiratoire, unthrifty / non damées, infection / inflammation du site d&#39;incision, écoulement oculaire, horripilation (&quot;pelage pointes&quot;), la réduction de l&#39;activité en réponse à des stimuli auditifs ou tactiles. NOTE: Les rats récupérés pendant 72 heures qui gagnent&gt; 10 g de poids pré-cathétérisme seront recrutés dans l&#39;étude. </li></ol> 11. Raccordement au système hémodynamique <ol><li> Après la reprise, se inscrire rats sains (gain de poids&gt; 10g) dans l&#39;étude. Passer rats chambre Lucite et anesthésier comme décrit précédemment. </li><li> Placez champ stérile sur la table chirurgicale avec hémostatique stérile, pince micro, 1 ml seringues à aiguille émoussée attachés. NOTE: Les conseils de la pince hémostatique devraient être recouverts de caoutchouc pour éviter d&#39;endommager le cathéter. Passer sur un rat anesthésié chirurgicaletable à la position ventrale et le lieu nez dans le cône de nez pour maintenir l&#39;anesthésie (3-5%) avec la respiration spontanée. </li><li> Clamp cathéters artériels et veineux en utilisant une paire de pinces hémostatiques caoutchouc plafonné juste en dessous les broches de métal. Utiliser une paire de pinces pour retirer la broche métallique à l&#39;extrémité du cathéter et fixer une seringue de 1 ml rempli de solution saline à l&#39;héparine avec une aiguille émoussée joint. À son tour, retirer les pinces hémostatiques et de retirer 0,1 ml pour assurer les cathéters sont patentes. </li><li> Re-serrer les cathéters, retirer l&#39;aiguille et fixez cette fin à un cathéter plus (pré-rincée avec de l&#39;héparine solution saline) qui est relié à un pivot et attaché sur le dessus de la cage de boîte à chaussures. Connectez ces cathéters aux transducteurs d&#39;acquisition de données et l&#39;enregistrement, l&#39;échantillonnage, ou perfusion. REMARQUE: Tous les cathéters sont protégées par des conduits de ressort hélicoïdal assez longtemps pour permettre gamme complète de mouvement d&#39;un animal dans leur cage. </li><li> Après connexion du cathéter, anesthésie et finrécupérer les animaux en position sternale dans une cage avec une literie de cellulose. Pour maintenir la perméabilité artérielle du cathéter, rincer manuellement les lignes avec 0,05 ml d&#39;héparine solution saline (50 UI / ml) toutes les 1 h pour 24 h, ce qui coïncide avec les évaluations régulières des animaux. </li></ol> 12. Prélèvement de sang, surveillance de la pression et de l&#39;administration des médicaments <ol><li> Fixez la seringue vide robinet relié à cathéter artériel et de retirer 0,6 ml ras ligne. Fixez échantillon seringue, prélever des échantillons, et retourner le 0,6 ml ras ligne suivie par 0,7 ml héparine chasse d&#39;une solution saline. </li><li> Utiliser les données matérielles et logicielles acquisition pour mesurer et enregistrer le PAM et le rythme cardiaque en continu. </li><li> Connectez le système de délivrance de médicaments automatisé (ADDS) au cathéter veineux. REMARQUE: ADDS ajuste le débit de perfusion de vasopresseur (dose élevée, faible, ou 0) basée sur la carte détectée à des pressions maintenues dans la fourchette physiologique normale. </li></ol>

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<li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacillus+anthracis+cell+wall+produces+injurious+inflammation+but+paradoxically+decreases+the+lethality+of+anthrax+lethal+toxin+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model.</a> Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).</li>
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<li>Qiu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+individual+survival+benefits+of+tumor+necrosis+factor+soluble+receptor+and+fluid+administration+are+not+additive+in+a+rat+sepsis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model.</a> Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).</li>
<li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Severity+of+sepsis+alters+the+effects+of+superoxide+anion+inhibition+in+a+rat+sepsis+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model.</a> J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).</li>
<li>Karzai, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protection+with+antibody+to+tumor+necrosis+factor+differs+with+similarly+lethal+Escherichia+coli+versus+Staphylococcus+aureus+pneumonia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats.</a> Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+Arterial+and+Venous+Catheterization+for+Blood+Sampling%2C+Drug+Administration+and+Conscious+Blood+Pressure+and+Heart+Rate+Measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), e3496(2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts potentiel.

<html> Enquête approches thérapeutiques à un modèle clinique de la maladie nécessite de la capacité d&#39;exécuter avec précision surveillance hémodynamique, nécessitant ainsi l&#39;accès vasculaire. Dans notre modèle de septicémie, le cathétérisme artériel assure la surveillance systémique de pression et cathétérisme veineux permet l&#39;application de la thérapie clinique standard. La thérapie standard pour le sepsis comprend la perfusion d&#39;antibiotiques pour traiter une infection bactérienne et la perfusion de liquides et de vasopresseurs pour maintenir la pression artérielle dans la plage souhaitée. Les cathéters sont utilisés pour le prélèvement sanguin. Dans cette conception, l&#39;application de la perfusion programmable pompes à déclenchement automatique de la vitesse de perfusion de vasopresseur sur la base en temps réel artérielle moyenne est une avance sur le milieu clinique qui exige titrage manuel par le personnel médical et dans le cadre pré-clinique rend le l&#39;utilisation de cette modalité de traitement possible d&#39;étudier un grand nombre d&#39;animaux. . e_content &quot;&gt; Certaines complications ont été observées tôt dans le développement du modèle Ces inclus occlusion partielle des deux cathéters artériels et veineux de plus de resserrement des liens, sur PU2 et PU3 composants, (1-2%); mauvais placement d&#39;un cathéter jugulaire dans un petite branche, (&lt;1%), la mort subite inexpliquée après récupération (pas thrombus pulmonaire ou d&#39;autres dommages d&#39;organes évidente), (1-2%) résolu en gardant la concentration de 2 à 3,5% isoflurane avec un taux de 2 L / min de débit 2 O . D&#39;autres complications chirurgicales courantes d&#39;hémorragie, infection locale et des lésions auto-infligées ne ont pas été respectées. Une fois la compétence chirurgicale est atteint, chaque procédure devrait pouvoir être achevée en pas plus de 15 min. Le taux de réussite mesurée comme une reprise saine et cathéters de brevets, peuvent se attendre à dépasser 90% une fois entièrement formé. Un animal supplémentaire est inclus dans chaque étude afin de minimiser la perte de données et le nombre total d&#39;animaux nécessaires et représentent un cathéter qui peut être échoué »dansfusion seulement »ou la mortalité due à des complications. L&#39;étape la plus critique de ce procédé est la conception et la mise en place des cathéters. Les matériaux doivent être doux à la pointe afin de ne pas percer la paroi du vaisseau sans sertissage trop facilement. Le corps du cathéter doit être plus rigide (à la pointe) pour pouvoir avancer dans le récipient suffisamment et être fixé en place. La figure 1 montre les trois diamètres de tubes qui sont connectés pour le cathéter artériel et deux tubes de diamètre différent connecté pour les cathéters veineux. Ces composants sont glissés à l&#39;intérieur de l&#39;autre pour réduire le diamètre du cathéter à l&#39;extrémité et sont collées ensemble avec des ancrages supplémentaires pour assurer le placement du cathéter dans le vaisseau ou le coeur est maintenue. Une fois récupéré et relié à l&#39;émerillon et attache, la carte et CVP formes d&#39;onde doivent être similaires aux données représentées sur la figure 2. Pour maintenir artérielle patenc de cathétery lors de la surveillance, un rinçage héparine saline horaire (0,05 ml) doit être effectuée. Perfusion continue maintient la perméabilité d&#39;un cathéter veineux. Lors de la connexion de la ligne et chasse d&#39;eau, une attention particulière doit être accordée à assurer qu&#39;il n&#39;y ait pas de bulles d&#39;air dans la ligne. Une bulle d&#39;air de ≥0.1ml peut conduire à une embolie dans les poumons, le cerveau ou d&#39;autres organes. Les formes d&#39;onde hémodynamiques sont enregistrées et analysées au cours de l&#39;étude. Lors de la compression du temps dans l&#39;axe x, figure 3 montre les changements dans le PAM et le CVP au cours de 1 h ainsi que les changements dans le taux et l&#39;effet de la perfusion de vasopresseur. La procédure comporte plusieurs limites potentiels. Dans nos études, les cathéters restent brevet pour un maximum de 11 jours. On ne sait pas combien de temps les cathéters resteraient brevet au-delà de cette période. Pour monter les cathéters comme décrit, il ya une taille minimale vasculaire, qui correspond à peu près avec le poids des rongeurs, obligeant les animaux inscrits dans cette étude soit supérieur à200 g. L&#39;utilisation d&#39;un plus petit diamètre du cathéter se traduirait par l&#39;augmentation des résistances à l&#39;écoulement en réduisant la perméabilité. Atteindre les mesures de la pression veineuse centrale nécessite un placement précis du cathéter dans l&#39;atrium suffisante pour tenir compte de la taille et de la croissance au cours de la période d&#39;étude et peut être un défi. Une fois maîtrisé, cathétérisme artériel et vasculaires peuvent servir de base à une grande variété de modèles de rongeurs nécessitant une surveillance hémodynamique, le prélèvement de sang, et l&#39;infusion de fluides ou de thérapies tout en minimisant la douleur et la détresse durant l&#39;instrumentation ou de la manipulation, une fois récupéré. En fait, en conjonction avec un précédente publication de cathétérisme décrivant JOVE 10 de la veine fémorale, on a effectué avec succès avec ce modèle trois cathéters implantés.

Cathétérisme artériel et veineux de rats a longtemps été utilisé dans la recherche de laboratoire. 1, 2 cathétérisme peut être utilisé pour la surveillance des paramètres hémodynamiques y compris systolique, diastolique et la pression artérielle moyenne (PAM), la fréquence cardiaque (FC) et la pression veineuse centrale (CVP) 3,4. En outre, ces cathéters permettent l&#39;infusion de traitements standard ou thérapies potentielles ainsi que le prélèvement de sang pour analyser davantage le mécanisme sous-jacent d&#39;une maladie ou d&#39;un traitement. Par conséquent, avoir accès vasculaire dans un petit modèle animal est essentielle pour l&#39;étude de mesures de performance clinique et les effets du traitement. Pour étudier les causes sous-jacentes de maladies graves, il est important d&#39;abord de développer un modèle pour simuler la condition humaine. Inoculation intra-trachéale d&#39;une quantité connue de bactéries a été utilisée avec succès pour reproduire la pathogenèse de la pneumonie, une infection pulmonaire sévère qui se développe ensuite dans la septicémie.3, 5 Suivi des mesures hémodynamiques et fournir un traitement clinique standard est essentiel pour simuler les soins de soutien de routine. Traitement clinique standard comprend perfusion d&#39;antibiotiques qui aide à effacer l&#39;infection sous-jacente et l&#39;administration de liquides et de vasopresseurs, deux thérapies employées chez les patients septiques pour maintenir la pression sanguine. 5-7 l&#39;accès vasculaire, en particulier l&#39;implantation de cathéters de brevets est particulièrement important lorsque nous étudions thérapies expérimentales pour la septicémie. Pendant de nombreuses années, la capacité d&#39;administrer un traitement clinique standard pour les rongeurs a été limitée par la disponibilité des matériaux avec les propriétés nécessaires pour la construction de cathéters implantables et la capacité de la technologie d&#39;infusion de fournir de petits volumes précision dans le temps. En outre, la capacité de déclencher une perfusion en réponse à la surveillance continue d&#39;une mesure hémodynamique spécifique permet une position constante et reproductiblemodèle ard de traitement lors de l&#39;utilisation plus grande des tailles d&#39;échantillon typique de études sur les rongeurs. 8, 9 Ces limitations technologiques dans les matériaux et le matériel de précision ont été surmontés mais de fournir simultanément des thérapies de routine tout en surveillant les paramètres hémodynamiques, à la fois artérielle et l&#39;accès vasculaire veineuse doivent être disponibles. La vidéo détaille la technique chirurgicale pour implanter l&#39;artère carotide et cathéters de veine jugulaire communes dans un rat anesthésié. Après une période de récupération de 72 heures, les animaux sont anesthésiés de nouveau et reliées à une installation d&#39;attache pivotant et fixé au boîtier de rongeur utilisé pour connecter les cathéters implantés dans le système de surveillance hémodynamique. Pendant l&#39;étude, le système permet une perfusion de fluide à base de part et délivrer un volume donné, à un certain débit de perfusion ou d&#39;un système automatisé qui fournit un débit de perfusion en fonction de la pression artérielle moyenne détectée afin de maintenir une plage de pression donnée. Système de perfusion de fluideutilise seringue programmable pompes qui interface avec sorties numériques du système d&#39;acquisition de données et sont contrôlés par le logiciel de surveillance du MAP. L&#39;installation d&#39;attache pivotant et permet la libre circulation du rat au cours de l&#39;étude, tout en surveillant la pression, la perfusion des fluides et des vasopresseurs, et en effectuant un prélèvement de sang sans avoir à manipuler les animaux. Surveillance simultanée de jusqu&#39;à 12 animaux instrumentés avec deux cathéters chacun (dans notre configuration) avec le matériel extensible à surveiller 24 animaux instrumentés permet une grande souplesse pour étudier plusieurs groupes stratifiés dans chaque expérience. Cette procédure de cathétérisme peut être bénéfique aux installations de recherche qui utilisent des modèles de rongeurs similaires nécessitant un accès vasculaire pour la surveillance, l&#39;échantillonnage et le traitement pour un maximum de 11 jours. Si le centre de recherche compte tenu de cette procédure a de l&#39;expérience avec des rongeurs et une structure de soutien adéquate pour maintenir ces animaux puis developing ces compétences peuvent fournir une économie significative des coûts, réduisant le coût total par rat cathétérisé de plus de 180 $ à moins de 50 $ (incluant rat naïf, composants du cathéter et les coûts techniques) et accroître la flexibilité de planification (rats naïfs sont facilement disponibles vs calendrier de livraison de l&#39;entreprise des rats implantés). Le succès de cette procédure dépend des compétences de la personne effectuant les cathétérismes. Les animaux de formation requis pour devenir compétent dans cette procédure a varié de 20 à 40 rats avec un taux de perméabilité du cathéter résultant de&gt; 90%.

<table><tbody><tr><td>Micro-pince de dissection droite</td><td>Instrument chirurgical</td><td>Roboz</td><td>RS-8102</td></tr><tr><td>Pince hémostatique droite délicate</td><td>Instrument chirurgical</td><td>Roboz</td><td>RS-7114</td></tr><tr><td>Pince hémostatique incurvée délicate</td><td>Miltex</td><td>&nbsp ; Instrument</td><td>chirurgical</td>7-4</tr><tr><td>Micro pince fine incurvée, très délicate</td><td>Instrument chirurgical</td><td>Roboz</td><td>RS-5471</td></tr><tr><td>Micro crochet de dissection Instrument</td><td>chirurgical</td><td>Miltex</td><td>19-220</td></tr><tr><td>Biseau à ressort de micro dissection coudé sur le bord</td><td>Instrument chirurgical</td><td>Roboz</td><td>RS-5618</td></tr><tr><td>Ciseaux opératoires légers</td> Instrument chirurgical <td>Roboz</td><td>RS-6750</td><td></td></tr><tr><td>Manche et lame de scalpel (#10)</td><td>Instrument chirurgical</td> <td>Cincinnati Surgical</td><td>RS-9843</td></tr><tr><td>Pack de 4-0 suture en soie avec aiguille incurvée</td><td>Instrument chirurgical</td><td>Ethicon</td><td>FS-2 Porte-aiguille</td></tr><tr><td>de micro suture droite</td><td>Instrument chirurgical</td><td>Roboz</td><td>RS-6410</td></tr><tr><td>Clip de plaie</td><td>Instrument chirurgical</td><td>Stoelting</td><td>59027</td></tr><tr><td>Gaze stérile 2« x2"&nbsp ;</td><td>Dynarex</td><td>3362</td><td>consommable</td></tr><tr><td>Gaze 4"x4"&nbsp ;</td><td>Consommable</td> <td>Covidien</td><td>2556</td></tr><tr><td>Vaporisateur d’anesthésie</td><td>Équipement</td><td>V703001 Surgivet</td><td></td> Boîte</tr> en <tr><td>lucite Équipement</td><td>sur mesure</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Équipement Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Table aspirante Équipement</td><td>Airscience</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plate-forme chirurgicale sur table</td><td>Équipement</td><td></td><td></td></tr> <tr>sur mesure<td>Cathéter artériel</td><td>sur mesure - Scientific Commodities Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>cathéter veineux</td><td>consommable sur mesure - Scientific Commodities Inc.</td><td></td><td>consommable</td></tr><tr><td>Système d’acquisition de données</td><td>ADInstruments</td><td>Équipement Powerlab 16/30</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d’analyse de données</td><td>Équipement ADInstruments</td><td>LabChart v7.3</td><td></td></tr><tr><td>Pompes à perfusion programmables</td><td>Appareil Harvard Équipement</td><td>PHD Ultra</td><td></td></tr></tbody></table>

cathétérisme de l&#39;artère carotide et veine jugulaire faire pour effectuer des mesures hémodynamiques, infusions et prélèvement sanguin dans un modèle de rat conscients

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Le succès d&#39;un petit modèle animal pour étudier les maladies graves est, en partie, tributaire de la capacité du modèle de simuler la condition humaine. Inoculation intra-trachéale d&#39;une quantité connue de bactéries a été utilisée avec succès pour reproduire la pathogenèse de la pneumonie qui se développe ensuite dans la septicémie. Surveillance des paramètres hémodynamiques et fournir un traitement clinique standard y compris perfusion d&#39;antibiotiques, de fluides et de médicaments pour maintenir la pression artérielle est essentiel pour simuler les soins de soutien de routine dans ce modèle, mais de le faire exige à la fois artérielle et veineuse accès vasculaire. La vidéo détaille la technique chirurgicale pour implanter l&#39;artère carotide et cathéters de veine jugulaire communes dans un rat anesthésié. Après une période de récupération de 72 heures, les animaux sont anesthésiés de nouveau et reliées à une installation d&#39;attache pivotant et fixé au boîtier de rongeur qui relie les cathéters implantés dans le système de surveillance hémodynamique. Cette configuration permet la libre circulation de larat au cours de l&#39;étude tandis que les pressions de surveillance continue, la perfusion de liquides et de médicaments (antibiotiques, des vasopresseurs) et en effectuant un prélèvement de sang.

Les variations de la pression vasculaire sont transmis à travers les cathéters remplis de fluide (figure 1) et converties en signaux électriques représentées par les formes d'onde hémodynamiques (figures 2, 3). Sans accès vasculaire, ces mesures ne ont pas pu être faites. Le streaming en temps réel des formes d'onde permet la détection et l'analyse des changements sur un battement de battre base (figure 2). Comprimer l'échelle de temps des formes d'onde permet de quantifier les changements qui se produisent sur ​​une plus longue durée (minutes à quelques jours) (Figure 3, supérieures quatre formes d'onde) qui peuvent être corrélées aux variations des taux de perfusion vasopresseur (Figure 3, inférieurs quatre formes d'onde). <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig1.jpg"> Figure 1. cathéter Design: Détails des composants des cathéters artériels et veineux PU, de polyuréthane;. PE, le polyéthylène (longueur de segment) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig1highres.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig2.jpg"> Figure 2. temps réel CARTE formes d'onde de 4 rongeurs typiques sept jours post-cathétérisme plus de 7 secondes. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig2highres.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig3.jpg"> Figure 3. Temps-comprimé CARTE formes d'onde de 4 rongeurs typiques (supérieures quatre formes d'onde) sept jours post-cathétérisme plus de 1 h. Lorsque la carte est en moyenne plus faibles (4 formes d'onde), cette valeur est utilisée pour déclencher ADDS élevée (&lt;90 mmHg) , faible (&lt;100 mmHg) ou arrêter (&gt; 110) Réponse de débit de la pompe de perfusion. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig3highres.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>

Les accès vasculaires permettant de mesurer l’hémodynamique, de fournir des fluides et d’effectuer des prélèvements sanguins sont importants pour toute étude de petit modèle animal. Nous présentons une technique d’implantation de cathéters dans l’artère carotide et la veine jugulaire commune chez un rat anesthésié pour se connecter à un système de surveillance, de perfusions et d’échantillonnage.

Cathétérisme de l&#39;artère carotide et Veine jugulaire faire pour effectuer des mesures hémodynamiques, Infusions et prélèvement sanguin dans un modèle de rat Conscients

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

L’objectif global de cette procédure est de présenter une technique d’implantation de cathéters dans l’artère carotide et la veine jugulaire commune pour mesurer l’hémodynamique, fournir des fluides et effectuer un prélèvement sanguin chez un rat ambulatoire. Ceci est accompli en mettant d’abord un cathéter dans la veine jugulaire droite, puis en mettant un cathéter dans l’artère carotide gauche. Les deux cathéters sont ensuite tunnelisés sous la peau et extériorisés entre les omoplates.En fin de compte, les cathéters sont attachés à une sangle et à une configuration pivotante qui permet un mouvement sans rat. Alors que l’expérimentateur peut mesurer les pressions, infuser des fluides et prélever des échantillons de sang. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle car plusieurs des étapes sont difficiles à apprendre.La perméabilité du cathéter dépend de la précision du placement, qui est très axé sur la technique, ce qui augmente l’importance de voir comment cela est fait avant la chirurgie. Tous les instruments et cathéters doivent être stérilisés au gaz. Vérifiez que les cathéters ne fuient pas à l’aide de glycérol hépariné en remplissant chaque cathéter et en le bouchant avec un bouchon métallique.Nettoyez le poste de travail et toutes les surfaces avec de l’éthanol à 70 %. Couvrez ensuite la table d’opération avec un champ stérile et placez un champ supplémentaire sur le plateau à instruments. Une fois que le rat est inconscient, rasez son cou sur les côtés antérieur et postérieur.Après le rasage, appliquez du lubrifiant sur les yeux du rat. Transférez maintenant l’animal sur le site chirurgical. Placez-le sur un coussin chaud pour maintenir sa température corporelle.Fixez ensuite un cône de nez et délivrez 3,5 % de fluor. Complétez les préparations en nettoyant la peau avec une alternance de gommages à la bétadine et à l’éthanol à 70 %. Confirmez que le rat ne répond pas en pinçant l’orteil.Ensuite, commencez la chirurgie d’abord à l’aide de ciseaux, faites une incision cutanée médiane de 0,5 centimètre entre le scape. Ensuite, retournez le rat en position dorsale. Ensuite, retenez doucement ses pattes de chaque côté avec des élastiques et mettez de la gaze enroulée sous son cou pour améliorer l’exposition du site chirurgical.Utilisez maintenant un scalpel pour faire une incision cutanée cervicale ventrale de deux centimètres à droite de la ligne médiane suivante et au niveau de la clavicule pour cathétériser la veine jugulaire droite. Tout d’abord, utilisez un hémostat pour disséquer brutalement la veine jugulaire droite. Séparez les tissus salivaires et lymphatiques et isolez une section de cinq millimètres de la jugulaire.Ensuite, à l’aide de quatre sutures en soie zéro, placez une attache lâche sur les extrémités crânienne et dorlotée de la veine jugulaire pour maximiser son exposition. Ensuite, avec des ciseaux microchirurgicaux, faites une incision pour le cathéter dans le sens de la longueur entre les ligatures. Attachez ensuite la ligature crânienne autour du vaisseau en suivant l’incision.Utilisez le crochet de dissection micros et la pince pour insérer le cathéter dans la jugulaire vers le cœur jusqu’à ce que tout le segment PU trois F soit dans le vaisseau. Serrez ensuite les ligatures aux extrémités du crâne et du dorloteur pour fixer le cathéter. Maintenant, cathétérisez l’artère carotide gauche.Tout d’abord, utilisez un hémostat pour disséquer brutalement le muscle oma et exposer une section de cinq millimètres de l’artère carotide gauche. Assurez-vous que le nerf vague est complètement séparé de l’artère. Ne déchiquetez pas ou ne cassez pas le nerf.Ensuite, placez quatre sutures en soie zéro avec une morve lâche à l’extrémité du coddle du récipient. Ensuite, attachez l’extrémité crânienne du vaisseau et, surtout, placez une pince de bouledogue au-dessus de la suture pour arrêter le flux sanguin suivant l’incision. À l’aide de ciseaux microchirurgicaux, faites une incision dans le sens de la longueur entre les ligatures pour passer le cathéter.Insérez ensuite le cathéter artériel vers le cœur à l’aide d’un crochet de micro-dissection et d’une pince. Maintenant, sans le verrouiller, utilisez un petit porte-aiguille pour maintenir fermement la partie du cathéter dans le récipient. Retirez ensuite la pince bouledogue.Ensuite, à l’aide de la pince, avancez le cathéter tout en desserrant lentement le porte-aiguille, insérez tout le segment PU deux F dans la carotide. Cette étape nécessitera de la pratique pour minimiser la perte de sang. Serrez maintenant la ligature du dorloteur autour du cathéter, mais pas au point de l’obstruer.Pour finir, utilisez un hémostat droit pour creuser un tunnel sous-cutané, un tube de cinq centimètres derrière l’oreille et à travers l’incision entre le scape. Ensuite, extériorisez les cathéters à travers le tube et retirez le tube. Fermez maintenant l’incision du ventricule à l’aide de trois clips de plaie en acier inoxydable tout en fixant les cathéters extériorisés.Fermez ensuite l’incision dorsale à l’aide de quatre sutures en soie zéro. Maintenant, terminez l’anesthésie et laissez le rat récupérer en position de décubitus latéral sur une litière de cellulose postopératoire. Observez les rats toutes les deux heures pendant au moins quatre heures ou jusqu’à ce qu’ils ne montrent aucun signe de douleur.Ensuite, vérifiez les rats tous les jours. Si un rat a besoin de douleur, lui fournir du kétoprofène toutes les 12 heures en préparation. Pré-rincez la bobine enveloppée de longs cathéters avec une solution saline à l’héparine.Ces cathéters sont reliés au sommet d’une cage de boîte à chaussures à l’aide d’un pivot et fixent les cathéters extériorisés sur le rat, anesthésient un rat comme auparavant et fournissent une anesthésie via un cône nasal pour s’assurer que le rat tolère la procédure. Maintenant, à l’aide d’une pince d’hémostatiques recouverte de caoutchouc, les cathéters artériels et veineux juste en dessous des broches métalliques, le caoutchouc doit éviter d’endommager les cathéters. Ensuite, à l’aide d’une paire de pinces, retirez la goupille métallique à l’extrémité du cathéter et, à l’aide d’une aiguille émoussée, fixez une seringue d’un millilitre remplie de sérum physiologique à l’héparine.À son tour, retirez les hémostats et prélevez 0,1 millilitre pour vérifier que les cathéters sont perméables. Maintenant, clampez les cathéters, retirez l’aiguille et fixez les cathéters les plus longs. Connectez ensuite les cathéters longs aux transducteurs.Une fois terminé, laissez le rat récupérer en position sternale sur une litière en cellulose. Pour maintenir la perméabilité du cathéter artériel, rincez les lignes avec 0,05 millilitre de sérum physiologique à l’héparine toutes les heures, ce qui coïncide avec des évaluations régulières de l’animal pour prélever un échantillon de sang. Tout d’abord, fixez une seringue vide au robinet d’arrêt relié au cathéter artériel.Retirez une chasse d’eau en ligne de 0,6 millilitre. Fixez ensuite une seringue d’échantillon à la ligne et prélevez l’échantillon de sang. Ensuite, retournez le volume de rinçage en ligne et faites-le suivre de 0,7 millilitres de solution saline héparinisée.Pendant ce temps, la MAP et les fréquences cardiaques sont enregistrées dans le logiciel et les médicaments peuvent être administrés à l’aide d’un système automatisé attaché au cathéter veineux, qui maintient les conditions physiologiques à l’aide de données de pression en temps réel. Les changements de pression vasculaire sont transmis par les cathéters de champ fluide et convertis en signaux électriques. Les données sont représentées sous forme d’ondes hémodynamiques.Sans accès vasculaire, ces mesures ne pourraient pas être effectuées. La diffusion de données en temps réel permet à l’expérimentateur de détecter et d’analyser les changements battement par battement. La compression de l’échelle de temps des formes d’onde peut être effectuée pour quantifier les changements qui se produisent sur de longues périodes.Comme prévu, ces données seront corrélées aux changements du débit de perfusion du vasopresseur Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en moins de 15 minutes si elle est réalisée correctement.

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La pince hyperinsulinémique-euglycémique est le «gold standard» pour l'évaluation de l'action d'insuline. L'insuline est perfusée à un taux constant stimulant l'absorption du glucose. La quantité de glucose exogène infusé pour contrer cette baisse est révélatrice de sensibilité à l'insuline. Voici la procédure est effectuée sur une conscience, rat effrénée.

Hyperinsulinémique euglycémique-Clamp chez le rat conscient

Cathétérisme chronique des vaisseaux sanguins chez le rat est souvent nécessaire pour l'administration de substances, d'obtenir un échantillon de sang sur une période de temps ou pour directement conscients de la pression artérielle. Cathétérisme artériel fémoral du rat et les mesures correspondantes de la pression artérielle chez l'animal éveillé sera démontrée.

Fémorale cathétérisme artériel et veineux pour le prélèvement sanguin, Drug Administration et la pression artérielle Conscient et Mesures du rythme cardiaque

Dans cette vidéo, nous montrons une procédure chirurgicale pour canuler l’artère carotide gauche dans un modèle de rat.

Canulation de l’artère carotide chez un modèle de rat

Occlusion carotidienne bilatérale associée à une hypotension systémique produit ischémie globale du cerveau chez le rat, causant des dommages à l'hippocampe avec sévérité reproductible. sujets animaux sont altérées avec des modèles prévisibles de lésions cérébrales, ils récupèrent opportunément, et les taux de mortalité sont relativement faibles.

Occlusion 2 Navire / Hypotension: un modèle de rat d&#39;ischémie cérébrale globale

Un protocole d'infusions chroniques de glucose et Intralipide chez le rat est décrite. Ce modèle peut être utilisé pour étudier l'impact de l'excès de nutriments sur la fonction des organes et des paramètres physiologiques.

Un modèle d&#39;infusion de nutriments chronique chez le rat

L’objectif global de cette procédure est de fournir une technique hautement reproductible pour évaluer in vivo la rupture de la barrière hémato - encéphalique dans les modèles de rat d’accident vasculaire cérébral ischémique.

Une évaluation In Vivo de la perturbation de la barrière hémato - encéphalique dans un modèle de Rat d’accident vasculaire cérébral ischémique

Ici, un protocole pour l'échantillonnage continu de sang pendant la formation image de PET/CT des rats pour mesurer la fonction d'entrée artérielle (AIF) est décrit. Le cathétérisation, l'étalonnage et la configuration du système et l'analyse des données de la radioactivité sanguine sont démontrés. Les données générées fournissent des paramètres d'entrée pour la modélisation biocinétique ultérieure.

L'échantillonnage continu de sang dans la tomographie d'émission de positron de petit animal/tomographie calculée permet la mesure de la fonction d'entrée artérielle

Des techniques microchirurgicales détaillées sont démontrées pour établir un modèle de canulation de la veine jugulaire à plus long terme pour la collecte séquentielle de sang chez le même animal. Les paramètres physiologiques et hématologiques ont été surveillés pendant la phase de récupération du rat. Ce modèle a été appliqué pour étudier la pharmacocinétique du polyphénol administré par voie orale sans induire de stress animal.

Compétences microchirurgicales pour établir une canulation veineuse jugulaire permanente chez le rat pour le prélèvement sanguin en série d’un médicament administré par voie orale

Nous présentons ici une combinaison de méthodes efficaces de restriction chez le rat et de ponction veineuse sous-clavière qui permettent une collecte de sang rapide, sûre et répétée chez le rat sans anesthésie.

Prélèvement sanguin de la veine sous-clavière chez des rats conscients

Ce protocole expérimental décrit un modèle hépatique de rat canulé par canal lymphatique qui permet une évaluation directe et quantitative du drainage lymphatique et vasculaire hépatique. Le modèle permet un prélèvement simultané du sang lymphatique hépatique et du sang systémique pour étudier le transport hépatique, le métabolisme et la signalisation immunitaire, soutenant les études en pharmacocinétique des médicaments et en biologie spécifique au foie.

Un modèle complet de rats pour évaluer les voies de transport hépatique par prélèvement simultané des vasculaires lymphatiques et sanguins

Apprenez le cathétérisme de l'artère carotide et de la veine jugulaire chez le rat pour mesures hémodynamiques, infusions et prélèvements sanguins. Cette technique chirurgicale permet des études physiologiques complètes en mouvement libre.

Cathétérisme de lartère carotide et Veine jugulaire faire pour effectuer des mesures hémodynamiques, Infusions et prélèvement sanguin dans un modèle de rat Conscients (Vidéo) | JoVE Journal

Cathétérisme de l'artère carotide et Veine jugulaire faire pour effectuer des mesures hémodynamiques, Infusions et prélèvement sanguin dans un modèle de rat Conscients

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